Este artículo demuestra un enfoque extradural para destruir el saco endolymático del conejillo de indias y lesionar el conducto endolyméptico con un pico fino con el fin de inducir hidrópidos endolymfáticos experimentales.
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Artículo de método
Un enfoque quirúrgico revisado para inducir hidrops endoifáticos en el cerdo de Guinea
En este artículo
Resumen
Resumen
Los hidrops endolymphatic son un agrandamiento de los medios de Scala que se asocia más a menudo con la enfermedad de Meniere, aunque los mecanismos fisiofisológicos siguen sin estar claros. Con el fin de estudiar adecuadamente los atributos de los hidrops endolymphatic, como los orígenes de la pérdida auditiva de baja frecuencia, se necesita un modelo confiable. El conejillo de indias es un buen modelo porque se oye en las regiones de baja frecuencia que se ven malteadas por hidrópidos endolífáticos. Investigaciones anteriores han demostrado que los hidrópsos endolymphatic pueden ser inducidos quirúrgicamente a través de enfoques intradurales o extradurales que implican la perforación en el conducto y saco endolymphatic. Sin embargo, se desconociba si era posible crear un modelo de hidrops endolymphatic utilizando un enfoque extradural que evitara perforaciones peligrosas en el conducto y saco endolymphatic. El objetivo de este estudio fue demostrar un enfoque extradural revisado para inducir hidrops endolymfágicos experimentales a los 30 días postoperatoriamente al destruir el saco endolymphatic e lesionar el conducto endolymofático con una selección fina. El tamaño de la muestra consistía en siete conejillos de indias. Se realizaron mediciones funcionales de la audición y posteriormente se cosecharon huesos temporales para su análisis histológico. El enfoque tuvo una tasa de éxito del 86% en el logro de hidrops endolymphatic. El riesgo de fuga de líquido cefalorraquídeo fue mínimo. En la muestra no se produjeron muertes perioperatorias ni lesiones en el canal semicircular posterior. El método presentado demuestra una forma segura y confiable de inducir hidrops endolymphatic en un punto de tiempo relativamente rápido de 30 días. Las implicaciones clínicas son que el método presentado proporciona un modelo confiable para explorar más a fondo los orígenes de la pérdida auditiva de baja frecuencia que se pueden asociar hidrops endolymphatic.
Introducción
Los hidrópsos endolífaméticos son una ampliación de los medios scala. La presencia de hidrops endolymphatic se puede medir utilizando el área transversal de los medios scala. Se cree que los hidrops endolymépticos clínicos pueden estar asociados con la pérdida auditiva neurosensorial de baja frecuencia, como la observada en la enfermedad de Meniere. Sin embargo, el origen de la pérdida auditiva sigue sin estar claro. Para estudiar adecuadamente los orígenes de la pérdida auditiva de baja frecuencia asociada con los hidrops endolymphatic, se necesita un modelo confiable.
En 1965, Kimura y Schuknecht describieron cómo inducir hidrops endolymofáticos en el conejillo de indias utilizando un enfoque intradural1. Su técnica implicaba el uso de un enfoque de fosa craneal posterior para acceder al opérculo y a la fosa subarcuata. Los pasos consistieron en incitar a la dura, retraer el cerebelo con una almohadilla de algodón empapada de solución de Ringer, y taladrar a través del conducto endolinfático y la parte intermedia del saco endolinfático. Luego se colocó cera ósea en el opérculo para separar el conducto endolymphatic del saco endolímfático distal. El defecto de craneotomía se cerró colocando polvo de gelatina absorbible (por ejemplo, Gelfoam) y reaproxiomando los músculos superpuestos. La evidencia histológica de hidrops endoifáticos se encontró consistentemente en los días postoperatorios 1, 3, 7, 14, 21 y 30, lo que demuestra que el enfoque intradural era un método confiable para inducir hidrópsos endolymofáticos confirmados histológicamente. Usando el mismo enfoque intradural que Kimura y Schuknecht, pero con diferentes puntos de tiempo, Salt y DeMott confirmaron que los medios scala en el segundo giro de la cóclea se ampliaron significativamente en el día 4 y más alláde 2. Si bien la morbilidad real de inducir una fuga de líquido cefalorraquídeo (LCR) utilizando el enfoque intradural de Kimura y Schuknecht no se notificó en el estudio original, la presencia de una fuga de LCR podría aumentar el riesgo de meningitis. Se ha sugerido que la pérdida de líquido cefalorreo podría dar lugar a una salida de perilómpo, lo que resulta en una expansión temporal simultánea del volumen endolymphatic en el conejillo de indias3. Un enfoque extradural para inducir hidrops endolymphatic sería una opción más segura.
En 1989, Andrews y Bohmer describieron dos enfoques quirúrgicos extradurales para alcanzar el saco endolymphatic y el conducto, a través de un enfoque de fossa craneal medio o enfoque de fossa craneal posterior, para borrar el saco endolymphatic4. Describieron la eliminación del opérculo con un taladro de diamante, y luego ya sea perforando la porción intermedia del saco endolymphatic o usando una selección fina para interrumpir el saco endolymphatic y el conducto. En 1993, Lee, Wright y Meyerhoff describieron un enfoque similar, que incluyó la perforación a través del saco endoifático y el conducto, pero difería en que también obstruyeron simultáneamente el acueducto coclear5. Demostraron la presencia de hidrops endolymphatic, evaluados a través de la histología, a las cuatro semanas después de destruir el saco endolymphatic y obstruir el acueducto coclear. Megerian et al. fue el primero en publicar un artículo en vídeo que demuestra una obliteración extradural del saco endoifático y el conducto que implicó la perforación directamente en la porción medial del opérculo para entrar en el saco endolymofático y el conducto6. Demostraron evidencia histológica de hidrops endolymphatic en un conejillo de indias sacrificado a las 28 semanas después de la cirugía, así como pérdida de audición en la región de 16 kHz6. Se desconoció si fue posible inducir hidrópsos endolymfáticos confirmados histológicamente y pérdida auditiva de baja frecuencia en un punto temprano utilizando enfoques extradurales.
El objetivo general de este informe es demostrar un enfoque extradural para inducir hidrops endolymfásicos experimentales a los 30 días después de la operación al destruir el saco endolymphatic e lesionar el conducto endolymofático con una selección fina. La razón de ser del uso de esta técnica es la ventaja de evitar la necesidad de perforar el hueso temporal petroso, eliminando así el riesgo de lesionar accidentalmente la dura y causar una fuga de líquido cefalorreo, mitigando la posibilidad de lesionar el canal semicircular posterior, y reduciendo el riesgo de lesión en el seno sigmoide.
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Protocolo
Todos los procedimientos enumerados inmediatamente a continuación en la sección Protocolo se llevaron a cabo como se describe en los protocolos aprobados por la Universidad de Washington en el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de St. Louis.
1. Inducción Anestésica y Monitoreo de Signos Vitales
NOTA: Este estudio utilizó conejillos de indias pigmentados de cepa DE NIH obtenidos de una colonia de cría interna.
- Use conejillos de indias de ambos sexos, con un peso mínimo de 350 g.
- Coloque el conejillo de indias en una isolette de calentamiento neonatal y dé una mezcla de ketamina/xilazina por vía intraperitoneal (50 mg/kg de ketamina y 10 mg/kg de xilazina) para la anestesia por inducción. Observe el conejillo de indias hasta que pierda el reflejo de la desenlace del pie.
- Una vez que se produce la pérdida de reflejos de pellizcos de los pies, afeita el cuello y la cabeza posteriores del conejillo de indias con una recortadora de cabello típicamente anunciada para uso humano.
- Inyectar un bolo subcutáneo de 12 ml de solución de Ringer lactada en la parte posterior del animal.
- Coloque el conejillo de indias supino en una almohadilla de calentamiento con las piernas levantadas y coloque 27,5 G de aguja de mariposa intraperitonealmente. Compruebe que la aguja de la mariposa está en la posición correcta en el espacio intraperitoneal, asegurándose de que sólo se aspira aire. Si se aspira sangre o líquido, existe preocupación por el parto en el sistema vascular o intestinal. La aguja de mariposa se utiliza para la administración repetida de anestesia.
- Voltee el conejillo de indias a la posición propensa y fije la cabeza a un soporte estereotáctico.
- Asegure un oxímetro de pulso al pie. Si usa conejillos de indias pigmentados, las patas pigmentadas pueden prevenir la saturación de oxígeno de lectura. Por lo tanto, coloque el oxímetro de pulso en cualquier pata que no esté pigmentada.
- Inserte una sonda de temperatura rectal para controlar la temperatura corporal. La sonda rectal es parte de un sistema de manta de calentamiento que mantiene la temperatura corporal a 38 oC. No encienda la manta de calentamiento hasta que la sonda rectal esté en su lugar para evitar el sobrecalentamiento de la manta de calentamiento. Si tiene dificultad para colocar la sonda rectal, se puede colocar junto al cuerpo del conejillo de indias.
- Aplique lubricante en ambos ojos del conejillo de indias para evitar abrasiones corneales.
- Administrar oxígeno suplementario según sea necesario a través de un tubo de goma situado cerca de la nariz para mantener los niveles de saturación de oxígeno por encima del 90%.
- Dar enrofloxacino 0,5 mg/kg por vía subcutánea como profilaxis antibiótica.
- Dar 0,25 mg/kg de bupivacaína con 1:100.000 epinefrina por vía subcutánea en el lugar de la incisión prevista para la anestesia local y los efectos vasoconstrictivos.
- Proporcionar anestesia de mantenimiento cada 20 minutos durante 4 ciclos y luego sólo según sea necesario basado en signos vitales. Monitoree rutinariamente la profundidad de la anestesia por temperatura corporal, frecuencia de respiración, saturación de oxígeno y frecuencia cardíaca.
- Monitoree los signos vitales cada 15 minutos (temperatura, frecuencia respiratoria, frecuencia cardíaca y saturación de oxígeno).
2. Preparación Quirúrgica
- Una vez que la cabeza del conejillo de indias esté colocada de forma segura en un soporte estereotáctico, coloque un trozo de cinta adhesiva sobre la parte posterior para proporcionar una tensión adecuada a lo largo de la piel que sobresuciona el occipucio. Fije los extremos de la cinta al soporte estereotáctico.
- Preparad la piel sobre el occipucio y el cuello posterior con solución de yodo y 70% de etanol de forma estéril tres veces.
- En este punto, utilice precauciones estériles e instrumentos autoclaves. Coloque cortinas estériles sobre el conejillo de indias.
3. Procedimiento quirúrgico
- Usando una hoja de 15, haz una pequeña incisión de línea media a lo largo del occipucio posterior extendiéndose hacia el cuello posterior. Una vez debajo de la piel, usa tijeras de iris para separar los músculos cervicales posteriores derecho del hueso occipital. Si se produce algún sangrado durante el corte de los músculos, controle aplicando presión con una bola de algodón estéril.
-
Usando una combinación de una rebaba de diamante de #3 mm, #2 mm y #1 mm con una succión de 5-0 y riego estéril, realizar una craneotomía que está delimitada por la cresta occipital externa, cresta lamboidal, la línea de sutura occipitomastoidea, y el margen dorsal del foramen magnum.
- Coloque suavemente un pequeño trozo de bola de algodón humedecido con solución salina debajo del hueso mientras separa el hueso occipital de la dura.
- Esquelizar el seno sigmoide con una rebaba de diamante de #0,5 mm y retirar cuidadosamente el hueso superándolo.
- Una vez expuesto el seno sigmoide, retraiga suavemente el seno sigmoide medialmente usando una bola de algodón y cambie a usar una succión 3-0.
- Identificar el opérculo como una estructura similar a una hendidura que se encuentra dentro del hueso temporal petroso. La fosa subarcuato estará situada superiormente y el seno sigmoide será medial para ello. La porción extraesseosa del saco endolymphatic se visualiza entonces como un saco claro que entra en el opérculo y se une a la dura sobre el seno sigmoideo. El opérculo tiene forma ovalada, aproximadamente de 3 a 4 mm por 1,5 a 2 mm. Sin embargo, como se ve desde el punto de vista quirúrgico, el opérculo aparece como una hendidura aproximada de 1 mm. La parte visible del saco desde la vista quirúrgica es aproximadamente del mismo tamaño que la parte visible del opérculo, si no más pequeña.
-
Aplicar una retracción suave al seno sigmoide medialmente para visualizar claramente la porción extraesseosa del saco endolymphatic y aumentar la tensión entre las porciones extraosseosas e intraosseosas del saco endolymphatic.
- Utilice un pico en ángulo fino para eliminar suavemente la parte intermedia del saco endolymphatic. Es fundamental que el proceso de expulsión no deje ninguna conexión visible entre la dura y el opérculo; luego coloque un pico fino dentro del opérculo para raspar ampliamente a lo largo del interior del hueso para herirlo.
- Gire la selección fina en la dirección del conducto endolymphatic y interrumpa ciegamente el revestimiento. En este punto puede ocurrir algún sangrado de un vaso dentro del opérculo. Se puede controlar con un pequeño trozo de algodón.
- Seque el opérculo vacío con un pequeño trozo de algodón. Usando la succión 3-0 según sea necesario para mantener el algodón seco.
- Obtener polvo óseo mediante el uso de una pequeña cureta para raspar a lo largo de la porción escamosa del hueso temporal. Empaca generosamente el opérculo con polvo óseo. Use una bola de algodón y succión para mantener el área seca mientras la empaca con polvo óseo.
- Aplique cera ósea en el opérculo para sellarla. Asegúrese de que no haya exceso de cera ósea desalojada en el cráneo.
- Use cera ósea para cubrir el defecto del cráneo.
- Aproximadamente los músculos cervicales posteriores con 4-0 sutura trenzada, absorbible de forma interrumpida.
- Realice un cierre subcuticular con una sutura trenzada y absorbible 4-0.
4. Cuidado post-procedimiento
- Retire el conejillo de indias del soporte estereotáctico personalizado y transfiera a una isolette de calentamiento.
- Dar 2 mg/kg de Atipamezol y 24 ml de solución de Ringer lactada (por vía subcutánea lejos de la incisión). Dar solución de Ringer lactato debido a los efectos diuréticos de la xilazina. Administrar 0,2 mg/kg de meloxicam por vía subcutánea para la cobertura analgésica postoperatoria.
- Obtener signos vitales cada 15 minutos hasta que el conejillo de indias salga completamente de la anestesia.
- Dar un bolo de líquido adicional de 12 ml de solución de Ringer lactada aproximadamente 2 horas desde el final de la cirugía durante el período de recuperación.
- Una vez que el conejillo de indias esté alerta, ambulante, anulando y teniendo deposiciones, devuelva el conejillo de indias a la instalación animal. Se necesitan aproximadamente de 2 a 4 horas para que el conejillo de indias salga completamente de la anestesia.
- Monitoree los conejillos de indias dos veces al día durante los tres primeros días postoperatorios. Si se observan signos de malestar, administre 0,2 mg/kg de meloxicam por vía subcutánea cada 24 horas según sea necesario. Alternativamente, la buprenorfina (0,05 mg/kg) se puede administrar por vía subcutánea si los síntomas no están suficientemente gestionados por meloxicam.
- Dar un bolo líquido de 12 ml de solución de Ringer lactada por vía subcutánea dos veces al día durante un máximo de tres días hasta que el conejillo de indias alcance el peso preoperatorio. Si el conejillo de indias alcanza su peso preoperatorio antes del tercer día postoperatorio, entonces detenga los bolos líquidos. Si el conejillo de indias continúa perdiendo peso después de los primeros tres días, utilice un batido nutricional suplemento típicamente anunciado para el consumo humano mezclado con pellets de comida de conejillo de indias triturados.
- Monitoree los conejillos de indias semanalmente hasta su punto final.
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Resultados
El método presentado utilizó un enfoque extradural para destruir el saco endolymphatic y lesionar el conducto endolymphatic con un fino pico en siete conejillos de indias que consta de dos machos y cinco hembras. La duración media de la cirugía fue de 2 horas desde la incisión hasta el cierre. El tiempo total de perforación osciló entre 5-10 minutos. Se necesitaban hasta 4 horas para que el conejillo de indias emergiera completamente de la anestesia. No hubo muertes intraoperatorias ni po...
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Discusión
El método extradural presentado tuvo una tasa de éxito del 86% en el logro de hidrópsos endolymfáticos y pérdida auditiva de baja frecuencia confirmada histológicamente. El método logró de forma fiable evidencia histológica de hidrops endolymphatic en el día postoperatorio 30, consistente con estudios previos que utilizaron un enfoque intradural2. La importancia del método con respecto a los métodos existentes es que no se requiere una fuga de líquido cefalote de riesgo, eliminando así una posible...
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Agradecemos a Shannon M. Lefler por su ayuda con las cifras y la Tabla de Materiales. La investigación reportada en esta publicación fue apoyada por el Instituto Nacional de Sordera y Otros Trastornos de la Comunicación dentro de los Institutos Nacionales de Salud, a través de la beca de capacitación "Desarrollo de Médicos/Investigadores en Otor en Curso Académico", número de premio T32DC000022 (C.V.V.) y por R01 DC014997 (J.T.L). El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente las opiniones oficiales de los Institutos Nacionales de Salud.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Jeringuilla de 12 mL | Lobo Henke-Sass | 5100-X00V0 | |
| Jeringuilla de 1 mL y 3 mL | BD Precision (Pedido de Fischer Sci) | 14-826-87 15859152 | |
| Aguja de calibre mariposa 27.5 | Set de infusión alado Terumo Surflo, Terumo Corporation, Japón) (Pedido a McKesson) | 448407 | |
| Sutura 4-0 | McKesson | 1034507 | |
| Esponjas de gasa 4 x 4 | Dukal (Orden de McKesson) | 374454 | |
| Jeringuilla de 60 mL | Fisher Sci | 22-031-375 | |
| Taladro otológico Anspach | Anspach | SC2100 | |
| Atipamezole | Zoetis | 107204-6 | |
| Autoclave | Fisher sci | 15-103-0508 | |
| Bolsas de autoclave | McKesson | 524881 | |
| Separador de bayoneta | Olimpo | AL 130564 | |
| Bupivicaine | auro Medics Pharma | 555150-169-10 | |
| Cortina estéril transparente | 3M | 1020 | |
| bolas de algodón | Fisherbrand (pedido a Fisher Sci) | 22-456-885 | |
| hisopos de algodón | McKesson | 508716 | |
| Muelas de diamante #3, #2, #1 y #0,5 mm | Anspach | QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD | |
| Pañalera | McKesson | 945330 | |
| Hoja desechable de 15 | Swann-Morton | 0305 | |
| enrofloxacina | Hospira | 0409-4888-01 | |
| epinefrina | McKesson | 63739-0456 | |
| Pomada para los ojos | Productos Dechra Vet | 17033-211-38 | |
| Elevador más libre | Grace Medical | 215100FX | |
| Gelfoam | Pfizer (Pedido a McKesson) | 82830 | |
| Recortadoras de pelo | Oster Power Pro Sin cable (pedido en Amazon) | 078400-020-000 | |
| Esfoliante de yodo | Purdue Pharma (pedido a mcKesson) | 521243 | |
| Tijeras de iris | Olimpo | CL-542114 | |
| Ketamina | Henry Schein Salud Animal | 55853 | |
| Anillos lactatos | B. Braun Medical (pedido a McKesson) | 186662 | |
| Cuchillo lanceta de Rosen | Grace Medical | 151100FX | Referido como Curette en el texto |
| lubricante | Milex (pedido a Cooper Surgical) | MX5030 | |
| cinta de enmascarar | 3M (pedido a Fisher Sci | 19047259 | |
| Estanca metálica rectangular | Amazon | B07NQDBC6T | |
| Portaagujas | Olimpo | CR 213015-ENT | |
| agujas: calibre 27, calibre 18 | BD Precision (Pedido de Fischer Sci) | 14-826-48 14-826-5D | |
| Isolleta de calentamiento neonatal | Sistemas de Soporte Vital Aéreo | 731-1800 | |
| Microscopio operador | Carl Zeiss | OPMI pico | |
| tanque de oxígeno | AirGas | OX USP200 | |
| Saturación de pulso | CapnoTrue (Pedido a Medacx) | M-3090112001 | |
| Sonda rectal con manta térmica | Aparato de Harvard | Sonda: PY2 50-7217 Manta térmica: PY2 50-7214 | |
| Soporte rojo para el cuerpo | Laboratorio Lichtenhan | N/A | Producto interno |
| Ángulo recto | Olimpo | BV-230337 | |
| Aguja de Rosen | Olimpo | AM-130566 | personalizada, es el instrumento que uso para romper el saco |
| Tubería de goma para administración O2 | Fisher Sci | 14-171-104 | |
| Película transparente | Fisher Sci | NC9617977 | |
| Portacabezas estereotáctico | Taller de Maquinaria de Instrumentos WUSTL | N/A | Producto interno |
| cortinas estériles | Cardinal Health | 7553 | |
| tubo de succión por Barón | Grace Medical | 034903FX 034905FX | #3 y #5 Succión |
| Pinzas de tejido Adson Brown | Grace Medical | 325112FX | |
| Separador Weitlander | Olympus Grace Medical | BL200011 100313FX | |
| xilazina | Akorn | 59399-110-20 |
Referencias
- Kimura, R. S., Schuknecht, H. F. Membranous Hydrops in the Inner Ear of the Guinea Pig after Obliteration of the Endolymphatic Sac. Pract oto-rhino-laryng. 27, 343-354 (1965).
- Salt, A. N., DeMott, J. Time course of endolymph volume increase in experimental hydrops measured in vivo with an ionic volume marker. Hearing Research. 74 (1-2), 165-172 (1994).
- Walsted, A., Garbarsch, C., Michaels, L. Effect of craniotomy and cerebrospinal fluid loss on the inner ear. An experimental study. Acta Oto-Laryngologica. 114 (6), 626-631 (1994).
- Andrews, J. C., Bohmer, A. The surgical approach to the endolymphatic sac and the cochlear aqueduct in the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 10 (1), 61-66 (1989).
- Lee, J. R., Wright, C. G., Meyerhoff, W. L. Modified occipital approach to the endolymphatic sac and cochlear aqueduct of the guinea pig. American Journal of Otolaryngology. 14 (2), 165-169 (1993).
- Megerian, C. A., et al. Surgical induction of endolymphatic hydrops by obliteration of the endolymphatic duct. Journal of Visualized Experiments. (35), (2010).
- Lichtenhan, J. T., Cooper, N. P., Guinan, J. J. Jr A new auditory threshold estimation technique for low frequencies: proof of concept. Ear and Hearing. 34 (1), 42-51 (2013).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J., Dornhoffer, J. R., Donovan, K. M., Salt, A. N. Drug delivery into the cochlear apex: Improved control to sequentially affect finely spaced regions along the entire length of the cochlear spiral. Journal of Neuroscience Methods. 273, 201-209 (2016).
- Lichtenhan, J. T., Hartsock, J. J., Gill, R. M., Guinan, J. J. Jr, Salt, A. N. The auditory nerve overlapped waveform (ANOW) originates in the cochlear apex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (3), 395-411 (2014).
- Lichtenhan, J. T., Hirose, K., Buchman, C. A., Duncan, R. K., Salt, A. N. Direct administration of 2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin into guinea pig cochleae: Effects on physiological and histological measurements. PloS One. 12 (4), e0175236(2017).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
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Reimpresiones y permisos
