Artículo de método

Preparación de electrodos de estimulación nerviosa periférica para la implantación crónica en ratas

DOI:

10.3791/61128

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14 de julio de 2020

 ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, University of Texas at Dallas, 2School of Behavioral and Brain Sciences, University of Texas at Dallas, 3Texas Biomedical Device Center, University of Texas at Dallas

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los enfoques existentes para la construcción de electrodos nerviosos periféricos crónicamente implantables para su uso en roedores pequeños a menudo requieren equipo especializado y/o personal altamente capacitado. En este protocolo demostramos un enfoque simple y de bajo costo para fabricar electrodos de manguito implantables crónicamente, y demostramos su eficacia para la estimulación nerviosa de vagon (VNS) en ratas.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los electrodos del manguito nervioso periférico se han utilizado durante mucho tiempo en las neurociencias y campos relacionados para la estimulación de, por ejemplo, vagos o nervios ciáticos. Varios estudios recientes han demostrado la eficacia del VNS crónico en la mejora de la plasticidad del sistema nervioso central para mejorar la rehabilitación motora, el aprendizaje de extinción y la discriminación sensorial. La construcción de dispositivos implantables crónicamente para su uso en estos estudios es un reto debido al pequeño tamaño de las ratas, y los protocolos típicos requieren una amplia formación del personal y métodos de microfabricación que consumen mucho tiempo. Alternativamente, los electrodos de manguito implantables disponibles comercialmente se pueden comprar a un costo significativamente más alto. En este protocolo, presentamos un método simple y de bajo costo para la construcción de electrodos de manguito nervioso periférico pequeños, crónicamente implantables para su uso en ratas. Validamos la fiabilidad a corto y largo plazo de nuestros electrodos de manguito demostrando que el VNS en ratas anestesiadas con ketamina/xiazina produce disminuciones en la frecuencia respiratoria consistente con la activación del reflejo Hering-Breuer, tanto en el momento de la implantación como hasta 10 semanas después de la implantación del dispositivo. Además, demostramos la idoneidad de los electrodos del manguito para su uso en estudios de estimulación crónica mediante el emparejamiento de VNS con un rendimiento de prensa de palanca experto para inducir plasticidad de mapa cortical del motor.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Recientemente, la demanda de electrodos manguitos implantables crónicamente para la estimulación de los nervios periféricos ha crecido, a medida que los estudios demuestran cada vez más la utilidad preclínica de esta técnica para el tratamiento de numerosas enfermedades inflamatorias1,2,3 y trastornos neurológicos4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. El VNS crónico, por ejemplo, ha demostrado mejorar la plasticidad neocortical en una variedad de contextos de aprendizaje, mejorando la rehabilitación motora4,,5,,6,7,8, extinción de aprendizaje10,11,12,13,14, y la discriminación sensorial15. Los electrodos nerviosos periféricos disponibles comercialmente a menudo se asocian con tiempos extendidos para el cumplimiento de pedidos y costos relativamente altos, lo que puede limitar su accesibilidad. Alternativamente, los protocolos para la fabricación "in-house" de electrodos de manguito implantables crónicamente siguen siendo limitados, y la anatomía de los roedores presenta desafíos particulares debido a su pequeño tamaño. Los protocolos actuales para la construcción de electrodos de manguito para experimentos crónicos con roedores a menudo requieren el uso de equipos y técnicas complejas, así como personal ampliamente capacitado. En este protocolo, demostramos un enfoque simplificado para la fabricación de electrodos de manguito basado en métodos publicados previamente y ampliamente utilizados16,17. Validamos la funcionalidad de nuestros electrodos implantados crónicamente en ratas demostrando que, en el momento de la implantación del manguito alrededor del nervio vago cervical izquierdo, la estimulación aplicada a los electrodos del manguito produjo con éxito un cese de la respiración y la caída en SpO2. La estimulación de las fibras vagal del receptor pulmonar aferente se sabe que engancha el reflejo Hering-Breuer, en el que la inhibición de varios núcleos respiratorios en el tronco cerebral da lugar a la inspiración de supresión18. Por lo tanto, el cese de la respiración consistente con el reflejo Hering-Breuer, y la caída resultante en SpO2, proporcionan una prueba directa para la implantación adecuada de electrodos y la función del manguito en ratas anestesiadas. Para validar la funcionalidad a largo plazo de los electrodos de manguito implantados crónicamente, se midieron las respuestas reflejos en el momento de la implantación y se compararon con las respuestas obtenidas en los mismos animales seis semanas después de la implantación. Un segundo grupo de ratas fue implantado con electrodos del manguito VNS después del entrenamiento conductual en una tarea de prensado de palanca. En estas ratas, VNS emparejado con el correcto rendimiento de la tarea produjo la reorganización del mapa del motor cortical, consistente con los estudios publicados previamente19,,20,,21,22. En el momento del mapeo cortical motor bajo anestesia, que se produjo de 5 a 10 semanas después de la implantación del dispositivo, validamos aún más la función del manguito en animales tratados con VNS al confirmar que VNS indujo con éxito un cese de la respiración y una caída superior al 5% en SpO2.

Los protocolos recientemente publicados de Childs et al.17 y Rios et al.16 proporcionan un punto de partida bien validado para un enfoque simplificado de fabricación de electrodos de manguito, ya que este popular método ha sido utilizado por múltiples laboratorios que realizan estudios VNS crónicos en roedores1,,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11. El método original implica varios pasos de alta precisión para manipular los microhilos finos, de modo que la fabricación de electrodos del manguito tarda más de una hora en completarse, y un entrenamiento extenso para funcionar de manera confiable. El enfoque simplificado descrito aquí requiere significativamente menos materiales y herramientas y puede ser completado en menos de una hora por personal mínimamente capacitado.

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Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos los procedimientos descritos en este protocolo se llevan a cabo de acuerdo con la Guía NIH para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Texas en Dallas.

1. Estimular la fabricación de electrodos del manguito

  1. Prepare el tubo del manguito.
    1. Con una cuchilla de afeitar, corte una pieza de tubo de polímero de 2,5 mm de longitud. Inserte las puntas de los fórceps o un clip de papel a través del tubo y utilice la hoja para hacer una hendidura a lo largo de la pared del tubo en un lado del manguito.
    2. Retire los fórceps del tubo e inserte una aguja de costura grande a través de la línea media del manguito, perpendicular al eje largo. Inserte la aguja a través de la hendidura (arriba) y en el centro del tubo opuesto (abajo). Coloque la aguja en la placa de espuma para fijar el manguito en su lugar durante los pasos de montaje restantes.
  2. Coloque la sutura para asegurar el cierre del manguito durante la implantación.
    1. Inserte la pequeña aguja de coser a través de la pared del manguito, en la línea media, aproximadamente 0,5 mm de la hendidura superior en un lado. Inserte la aguja de interior a exterior para evitar dañar el tubo del manguito. Inserte una longitud de 2 cm de sutura 6/0 a través del ojo de la aguja y tire de la aguja a través de la pared del tubo para enhebrar la sutura en el manguito.
    2. Dejando el hilo en su lugar, retire la aguja y perfore un segundo agujero a través de la pared del tubo aproximadamente 0,5 mm por debajo del primer agujero, a lo largo de la línea media del manguito. Inserte la sutura a través del ojo de la aguja y tire de la aguja a través de la pared del tubo para enhebrar de nuevo la sutura a través del manguito.
    3. Ambos extremos del hilo de sutura ahora deben estar en el lado exterior del manguito. Ajuste la sutura de modo que se extienda de 1,5 cm desde el orificio superior, y 0,5 mm se extienda desde el orificio inferior.
    4. Aplique una pequeña cantidad de adhesivo de curado UV en el extremo corto de la sutura que se extiende desde el orificio inferior y tire del extremo de sutura más largo hasta que la cola inferior esté casi al ras con la pared exterior del tubo. Utilice la varita UV para curar el adhesivo y mantener la sutura firmemente en su lugar.
    5. Repita los pasos 1.2.1 a 1.2.3 en el lado opuesto del manguito.
  3. Coloque los cables de alambre Platinum:Iridium (Pt:Ir).
    1. Utilice la pequeña aguja de coser para hacer 4 agujeros en la pared del manguito. Cada par de orificios debe colocarse aproximadamente 0,5-0,8 mm desde la línea media perpendicular, con un orificio aproximadamente de 0,5-0,8 mm desde la abertura superior a cada lado del manguito.
      ADVERTENCIA: Para la colocación más consistente y precisa de los cables, inserte la aguja de interior a exterior para hacer todos los agujeros, utilizando la colocación de la sutura como guía.
    2. Inserte la aguja de coser de nuevo, esta vez trabajando de exterior a interior, a través del orificio de plomo 1. Inserte aproximadamente 0,5 cm de un cable Pt:Ir de 7,5 cm de longitud a través del ojo de la aguja y tire de la aguja a través del tubo para enhebrar el cable a través de la pared del manguito. Ajuste el cable de forma que se extienda en el lado exterior del manguito(Figura 1A).
    3. Inserte la aguja a través del orificio de plomo 1 de nuevo, de nuevo trabajando de exterior a interior, y además inserte la aguja a través del orificio de plomo 2 directamente a través del orificio de plomo 1. Inserte 0,5 cm del extremo más corto (interior) del cable Pt:Ir a través del ojo de la aguja y tire de la aguja a través del tubo para enhebrar el cable a través de las paredes del manguito.
      NOTA: Ambos extremos del cable Pt:Ir ahora deben estar en el lado exterior del manguito, y se forma un lazo de alambre alrededor del borde de la hendidura y a través del orificio de plomo 1 (Figura 1B).
    4. Repita los pasos 1.3.1 a 1.3.3 para colocar el cable Pt:Ir a través de los orificios de plomo 3 y 4.
    5. Con un encendedor de butano, retire cuidadosamente el aislamiento de una longitud de 5-6 mm al final de los cables Pt:Ir que se extienden desde el orificio de plomo 2 y el orificio de plomo 4.
      ADVERTENCIA: Aísle los extremos de los cables del resto del conjunto del manguito con cuidado para evitar dañar el manguito. Utilice herramientas para sujetar los cables para evitar lesiones.
    6. Alinee el cable desnudo dentro del manguito para colocar los cables en sus ubicaciones finales. Para ello, tire suavemente del extremo del cable Pt:Ir que se extiende desde el agujero 1 hasta que la porción no sueldada del alambre esté al ras con el orificio 1. Repita con el otro cable para alinear el extremo no aislado del cable roscado a través de los orificios de plomo 3 y 4.
    7. Aplique una pequeña cantidad de adhesivo de curado UV a los bucles de alambre en el lado exterior del manguito en los orificios de plomo 1 y 3. Utilice la varita UV para curar el adhesivo y asegurar los cables en su lugar.
    8. Utilice una pequeña punta de pipeta para empujar los cables de alambre Pt:Ir no aislados contra la pared interior del manguito. Una vez que los cables están en su lugar, corte los extremos de los cables que se extienden desde los orificios de plomo 2 y 4 de modo que aproximadamente 1 mm de alambre se extiende más allá del exterior de la pared del manguito.
    9. Doblar las colas de 1 mm del alambre plana contra la superficie exterior del manguito, teniendo cuidado de no cortocirviarlas. Aplique una pequeña cantidad de adhesivo de curado UV para cubrir solo las dos colas y curar el adhesivo para asegurar la colocación del plomo y proporcionar aislamiento eléctrico.
      ADVERTENCIA: Es importante cubrir completamente las superficies Pt:Ir expuestas externamente con adhesivo para aislar los cables y evitar la estimulación fuera del objetivo.
  4. Asegure los cables Pt:Ir en su lugar con la fijación de sutura.
    1. Retire la aguja grande con el conjunto del manguito de la placa de espuma. Inserte una longitud de 3 cm de sutura 6/0 a través del ojo de la aguja y tire de la aguja a través del tubo para enhebrar la sutura a través de la parte inferior del brazalete en el punto medio.
    2. Cambie a la pequeña aguja de coser para completar el enhebrado de sutura para la fijación de plomo Pt:Ir. Inserte la aguja a través del mismo orificio de línea media, trabajando de nuevo de interior a exterior para evitar la deformación del tubo y los cables de alambre. Inserte la cola exterior de la sutura a través del ojo de la aguja y tire de la aguja a través de la pared del manguito para crear un bucle de sutura alrededor del borde del manguito (Figura 1C).
      NOTA: Utilice fórceps y trabaje bajo el microscopio para asegurarse de que la sutura está orientada a lo largo del eje largo del manguito y se encuentra plana contra el tubo. Este paso asegura que los cables permanezcan separados en el lado interior del manguito y se mantengan en su lugar lateral a la línea media del manguito.
    3. Crea un segundo lazo alrededor del extremo opuesto del manguito atando los extremos de la sutura en un medio nudo, en el lado exterior del manguito. Asegúrese de que la sutura corre a lo largo del eje largo del manguito y se encuentra plana contra el tubo. Mientras sostiene el nudo apretado para que quede plano contra el tubo, aplique una pequeña cantidad de adhesivo de curado UV al medio nudo y cure para mantener en su lugar.
    4. Corte cuidadosamente los extremos del hilo de sutura lo más cerca posible del nudo. Si es necesario, utilice una pequeña cantidad de adhesivo de curado UV adicional para pegar los extremos cortos de la sutura para que quedé planos contra el tubo (Figura 1D).
  5. Pines del conector de soldadura a los cables de cable Pt:Ir.
    1. Con un encendedor de butano, retire el aislamiento de 3 mm al final de cada uno de los cables de cable Pt:Ir. Soldar el lado de la taza de un pasador de oro (ver Tabla de materiales)al extremo no aislado de cada plomo.
  6. Pruebe la impedancia del dispositivo montado.
    1. Conecte los pines de oro a las entradas de un medidor LCR o módulo de comprobación de impedancia de electrodo y ajuste la frecuencia de prueba a 1 kHz. Sumerja el tubo del manguito (y la estimulación Pt:Ir entra en contacto de interior en el manguito) en un pequeño vaso de precipitados lleno de solución salina, teniendo cuidado de mantener secos los pasadores de plomo dorados y los conectores de la sonda. Compruebe que el manguito montado tiene una impedancia a 1 kHz de menos de 2 k antes de proceder con la implantación.
      NOTA: Alta impedancia a menudo indica área de superficie Pt:Ir inadecuada expuesta, que puede surgir debido a factores tales como la eliminación insuficiente del aislamiento, aplicación accidental de adhesivo en el interior del manguito, hebras de alambre rotos, etc. Los manguitos también deben ser inspeccionados en busca de hilos de alambre rotos o mal colocados que podrían resultar en contactos cortos con uso a largo plazo.

2. Construcción de tapa de cabeza

NOTA: Los procedimientos de montaje de Headcap son similares a los publicados anteriormente (Childs et al.17), y se resumen aquí para mayor comodidad.

  1. Montar el cabezal17
    1. Corte dos piezas pequeñas de envoltura de alambre de 30 AWG, una de 13 mm de longitud y una de 10 mm de longitud. Retire los 1,5 mm de aislamiento de cada extremo de ambos cables. Soldar el lado del pasador de un pasador de oro a un extremo de cada alambre, lo más cerca posible de la copa. Utilice cortadoras de alambre para cortar el exceso de longitud del pasador más allá de la junta de soldadura.
    2. Soldar los otros extremos de los cables AWG a las dos copas de soldadura centrales de un conector de microstrip de 4 pines.
    3. Doblar la tapa del cable conduce hacia el conector y colocar los pasadores de oro planos contra el conector, paralelos entre sí, como se muestra en la Figura 2A. El pasador conectado al cable más corto debe colocarse debajo del pasador conectado al cable más largo. Utilice acrílico de uñas, cemento dental o adhesivo de curado UV para asegurar los cables de la cabeza en su lugar.

3. Uso del dispositivo

  1. Implante los electrodos del manguito para la estimulación del nervio vago crónico.
    NOTA: Todos los procedimientos quirúrgicos deben realizarse utilizando una técnica estéril o aséptica bajo anestesia apropiada, de acuerdo con las Directrices de los NIH para el cuidado y uso de animales de laboratorio y con la aprobación local del IACUC. Los siguientes procedimientos están destinados a ilustrar un uso representativo del dispositivo y no están destinados a ser exhaustivos.
    1. Coloque la rata en un marco estereotaxico y haga una incisión sagital sobre los huesos parietales y occipitales para revelar la superficie del cráneo para la implantación de la tapa de la cabeza/conector. Taladre cuidadosamente 4 agujeros en el cráneo y coloque los tornillos del joyero. Utilice acrílico dental para fijar la tapa de la cabeza al cráneo y los tornillos.
    2. Retire la rata del marco estereotaxico y y acuétese en su lado derecho. Haga una incisión vertical en la piel en el lado izquierdo del cuello, y disecciona cuidadosamente el nervio vago izquierdo de la arteria carótida, ubicada entre los músculos esternomastoideo y esternoideoideo y debajo del músculo omohioides.
    3. Túnel el manguito conduce por vía subcutánea hacia el cráneo. Conecte los cables a la tapa de la cabeza con los pasadores de oro.
    4. Coloque el nervio vago dentro del brazalete y asegure el dispositivo cerrado atando un nudo doble en las suturas del manguito. Tenga cuidado de evitar dañar el nervio durante la implantación manipulando el nervio con ganchos contundentes y no conductores o agarrando el tejido conectivo que rodea el nervio.
    5. Pruebe el implante aplicando estimulación al dispositivo (10 s tren de 0,8 mA, 30 Hz, 100 s pulsos bifásicos). Una implantación adecuada dará lugar a un cese de la respiración y una caída de la spO2 del 5% o más.
    6. Cubra los pasadores de oro y los cables expuestos con acrílico dental, cierre las heridas con suturas y limpie los sitios de incisión con solución de yodo con solución salina, alcohol y yodo povidona.
    7. Proporcionar fluidos de reemplazo, analgésicos y cuidados postoperatorios de acuerdo con las pautas de niH y la aprobación de la IACUC.
  2. Estimula el nervio vago durante el comportamiento despierto.
    NOTA: La entrega de VNS como animales realizan tareas motoras específicas se ha demostrado previamente para ampliar la representación del mapa del motor de la musculatura relevante para la tarea. Usamos este paradigma validado para proporcionar un ejemplo representativo del uso del dispositivo, pero muchos otros paradigmas de comportamiento y/o parámetros de estimulación pueden ser relevantes para aplicaciones alternativas. Las ratas fueron entrenadas para el dominio de la tarea de prensa de palanca utilizada aquí antes de la implantación del dispositivo. Después de la cirugía, el buen rendimiento se verificó de nuevo antes del parto con VNS: las ratas realizaron al menos 100 ensayos exitosos en dos sesiones de entrenamiento de 30 minutos por día. VNS se empareje con las prensas de palanca correctas durante 10 sesiones de entrenamiento posteriores durante 5 días.
    1. Conecte la rata a un generador de estímulo a través de la tapa de la cabeza implantada y ajuste a los ajustes de estimulación adecuados. Para la reorganización inducida por VNS del mapa cortical del motor, empareje cada prensa correcta de la palanca con un solo tren de 15 pulsos bifásicos, cada uno con una anchura de 100 s y amplitud de 800 oA, entregado a una frecuencia de 30 Hz.
    2. Un tren de estimulación se entrega inmediatamente después de la detección de cada prensa de palanca exitosa a lo largo de diez sesiones de entrenamiento de 30 minutos. Durante la entrega de VNS, utilice un osciloscopio para monitorear la entrega exitosa de la estimulación actual.
  3. Validar la función del manguito implantado crónicamente.
    1. Dentro de las 24 horas de la última sesión de entrenamiento emparejada con VNS, utilice microestimulación intracraneal (ICMS) para cuantificar el mapa somatotópico funcional en la corteza motora19,20,21,22.
    2. Después de la inducción de la anestesia para el mapeo ICMS de la corteza motora, validar la función del manguito de nuevo mediante la aplicación de un tren de 10 s de 30 Hz, 0,8 mA de estimulación de corriente (100 s pulsos bifásicos), lo que debe resultar en un cese de la respiración y la reducción de los niveles de SpO2 de al menos 5%, consistente con el reflejo Hering-Breuer.
      NOTA: Dependiendo de la aplicación, la función del manguito puede considerarse aceptable si se observa una caída fiable de SpO2 inferior al 5%, o si las amplitudes de corriente más altas (hasta 1,6 mA) producen de forma fiable al menos una reducción del 5% en SpO2. La falta de observación de un cese de la respiración y/o una disminución fiable de la SpO2 es indicativa de fallo del implante.

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los electrodos y cabezas del manguito nervioso Vagus se implantaron crónicamente en ratas según los procedimientos quirúrgicos publicados previamente17,19,20,21,22. Antes de la implantación, la impedancia a 1 kHz se midió a través de los cables del manguito con el tubo del manguito sumergido en solución salina (impedancia de 1,2 a 0,17 k [media de std]; N. 9)....

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Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aquí describimos un enfoque simple y de bajo costo para el montaje de electrodos de manguito estimulantes implantables crónicamente para su uso en roedores, facilitando las investigaciones preclínicas de esta terapia emergente. Este método simplificado no requiere formación o equipo especializado, y utiliza un pequeño número de herramientas y suministros que son fácilmente accesibles para la mayoría de los laboratorios de investigación, reduciendo los costos monetarios y laborales de la fabricación de dispositivos en com...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabajo fue financiado por la Universidad de Texas en Dallas y la Junta de Regentes de la UT. Agradecemos a Solomon Golding, Bilaal Hassan, Marghi Jani y Ching-Tzu Tseng por la asistencia técnica.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Tubo de polímero a base de poliuretano biocompatible, 0,080" de diámetro exterior x 0,040" de diámetro internoBraintree ScientificMRE080 de 36 FT
VisoresAM#SM-6T-FRL
Tijeras dentadas finas, rectas, filo de corte de 22 mmFine Science Tools#14058-09para cortar alambre Pt/Ir e hilo de sutura
Pinzas, #5 Pinzas Dumont, rectas, 11 cm, 0,1 x 0,06 mm puntaFine Science Tools#11626-11
Pinzas, pinzas con punta de cerámica, puntas de 0,3 mm x 30 mmCiencias de la Microscopía Electrónica#78127-71
Alfileres de oro, PCB Press Fit SocketMill-Max#1001-0-15-15-30-27-04-0o similares clavijas pequeñas para conectar los cables del manguito a la tapa de la cabeza
Encendedor de isobutanoBIC#LCP21-ASTpara desaislar el cable
Pt/IrConector de microtira con pestillo, 4pines OmneticsA24002-004 / PS1-04-SS-LT
Punta de pipeta, 10 uLVWR89079-464
Alambre de platino-iridio (90/10%), 0,001" (diámetro) x 9 hilos, aislado de PTFESigmund Cohn10IR9/49T
, un solo filo, acero al carbono quirúrgico n.º 9VWR#55411-050para cortar tubos
MicroRenathaneAguja de coser, aprox. 4,0 cm de largo x 0,7 mm de diámetro (tamaño 6-7)Singer00276Aguja más pequeña para enhebrar alambre Pt/Ir
Aguja de coser, aprox. 4,5 cm de largo x 0,8 mm de diámetro (tamaño 2-3)Singer00276Aguja más grande para sujetar el manguito durante el montaje y para enhebrar la sutura
Tablero de espuma pequeñoJuvo+/AmazonB07C9637SJpara la plataforma de fabricación; nuestras dimensiones son aprox. 2,5" x 3,5" x 1" (largo x ancho x alto)
Soldadura, multinúcleo sin plomo, 0,38 mm de diámetroLoctite/Multicore#796037
Estación de soldaduraWellerWES51o similar compatible con puntas cónicas largas (esta pieza ha sido descontinuada)
Punta de soldadura, cónica larga, 0,01" / 0,4 mmWeller1UNF8
Sutura, seda trenzada no absorbible, tamaño 6/0Fine Science tools#18020-60
Luz puntual UV (405 nm)Henkel/Loctite#2182207
Adhesivo de curado con luz UV 25 mlHenkel/LoctiteAA 3106o adhesivo de curado UV biocompatible
Alambre de envoltura de alambre, 30 AWGDigikeyK396-ND
Microscopio de disección Hoja de afeitar similar

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Koopman, F. A., et al. Vagus nerve stimulation inhibits cytokine production and attenuates disease severity in rheumatoid arthritis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2016).
  2. Levine, Y. A., et al. Neurostimulation of the cholinergic anti-inflammatory pathway ameliorates disease in rat collagen-induced arthritis. PLoS One. , (2014).
  3. Zhang, Y., et al. Chronic vagus nerve stimulation improves autonomic control and attenuates systemic inflammation and heart failure progression in a canine high-rate pacing model. Circulation: Heart Failure. , (2009).
  4. Ganzer, P. D., et al. Closed-loop neuromodulation restores network connectivity and motor control after spinal cord injury. Elife. , (2018).
  5. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training enhances recovery of forelimb function after ischemic stroke in aged rats. Neurobiology of Aging. , (2016).
  6. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehabilitation and Neural Repair. , (2014).
  7. Meyers, E. C., et al. Vagus nerve stimulation enhances stable plasticity and generalization of stroke recovery. Stroke. , (2018).
  8. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. , (2014).
  9. Farrand, A., et al. Vagus nerve stimulation improves locomotion and neuronal populations in a model of Parkinson's disease. Brain Stimulationation. , (2017).
  10. Souza, R. R., et al. Vagus nerve stimulation reverses the extinction impairments in a model of PTSD with prolonged and repeated trauma. Stress. , (2019).
  11. Noble, L. J., Souza, R. R., McIntyre, C. K. Vagus nerve stimulation as a tool for enhancing extinction in exposure-based therapies. Psychopharmacology. , (2019).
  12. Childs, J. E., Kim, S., Driskill, C. M., Hsiu, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation during extinction learning reduces conditioned place preference and context-induced reinstatement of cocaine seeking. Brain Stimulationation. , (2019).
  13. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biological Psychiatry. , (2013).
  14. Childs, J. E., DeLeon, J., Nickel, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation reduces cocaine seeking and alters plasticity in the extinction network. Learning & Memory. , (2017).
  15. Engineer, C. T., et al. Temporal plasticity in auditory cortex improves neural discrimination of speech sounds. Brain Stimulationation. , (2017).
  16. Rios, M., et al. Protocol for Construction of Rat Nerve Stimulation Cuff Electrodes. Methods Protoc. , (2019).
  17. Childs, J. E., et al. Vagus nerve stimulation as a tool to induce plasticity in pathways relevant for extinction learning. Journal of Visualized Experiments. , (2015).
  18. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiological reviews. , (1973).
  19. Porter, B. A., et al. Repeatedly Pairing Vagus Nerve Stimulation with a Movement Reorganizes Primary Motor Cortex. Cerebral Cortex. 22, 2365-2374 (2011).
  20. Morrison, R. A., et al. Vagus nerve stimulation intensity influences motor cortex plasticity. Brain Stimulationation. , (2018).
  21. Hulsey, D. R., et al. Norepinephrine and serotonin are required for vagus nerve stimulation directed cortical plasticity. Exp. Neurol. , (2019).
  22. Hulsey, D. R., et al. Reorganization of Motor Cortex by Vagus Nerve Stimulation Requires Cholinergic Innervation. Brain Stimulation. 9, 174-181 (2016).
  23. Bouverot, P., Crance, J. P., Dejours, P. Factors influencing the intensity of the breuer-hering inspiration-inhibiting reflex. Respiration Physiology. , (1970).
  24. Fialova, E., Vizek, M., Palecek, F. Inflation reflex in the rat. Physiologia Bohemoslov. , (1975).
  25. Hays, S. A., et al. The bradykinesia assessment task: An automated method to measure forelimb speed in rodents. Journal of Neuroscience Methods. , (2013).
  26. Kim, H., et al. Cuff and sieve electrode (CASE): The combination of neural electrodes for bi-directional peripheral nerve interfacing. Journal of Neuroscience Methods. , (2020).
  27. González-González, M. A., et al. Thin Film Multi-Electrode Softening Cuffs for Selective Neuromodulation. Scientific Reports. , (2018).
  28. Thakur, R., Nair, A. R., Jin, A., Fridman, G. Y. Fabrication of a Self-Curling Cuff with a Soft, Ionically Conducting Neural Interface. Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. , (2019).
  29. Bucksot, J., et al. Flat electrode contacts for vagus nerve stimulation. PLoS One. 14, (2019).
  30. El Tahry, R., et al. Repeated assessment of larynx compound muscle action potentials using a self-sizing cuff electrode around the vagus nerve in experimental rats. Journal of Neuroscience Methods. , (2011).
  31. Bonaz, B., Sinniger, V., Pellissier, S. Anti-inflammatory properties of the vagus nerve: potential therapeutic implications of vagus nerve stimulation. Journal of Physiology. , (2016).

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