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Artículo de método

Trasplante ortotópico de tumores de mama como modelos preclínicos para el cáncer de mama

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DOI:

10.3791/61173

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18 de mayo de 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular and Cellular Biology, Baylor College of Medicine, 2Lester and Sue Smith Breast Center, Baylor College of Medicine, 3Dan L. Duncan Cancer Center, Baylor College of Medicine

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Los modelos de xenoinjerto derivado del paciente (PDX) y los modelos de ratón genéticamente modificados trasplantables recapitulan fielmente la enfermedad humana y son modelos preferidos para la investigación básica y traslacional del cáncer de mama. Aquí, se describe un método para trasplantar ortotópicamente fragmentos de tumores de mama en la almohadilla de grasa mamaria para estudiar la biología del tumor y evaluar la respuesta al fármaco.

Resumen

Los modelos preclínicos que recapitulan fielmente la heterogeneidad tumoral y la respuesta terapéutica son críticos para la investigación traslacional del cáncer de mama. Las líneas celulares inmortalizadas son fáciles de cultivar y modificar genéticamente para estudiar los mecanismos moleculares, sin embargo, la presión selectiva del cultivo celular a menudo conduce a alteraciones genéticas y epigenéticas con el tiempo. Los modelos de xenoinjerto derivado de pacientes (PDX) recapitulan fielmente la heterogeneidad y la respuesta farmacológica de los tumores de mama humanos. Los modelos PDX exhiben una latencia relativamente corta después del trasplante ortotópico que facilita la investigación de la biología del tumor de mama y la respuesta a los medicamentos. Los modelos de ratón genéticamente modificados trasplantables permiten el estudio de la inmunidad tumoral de mama. El protocolo actual describe el método para trasplantar ortotópicamente fragmentos de tumores de mama en la almohadilla de grasa mamaria seguido de tratamientos farmacológicos. Estos modelos preclínicos proporcionan enfoques valiosos para investigar la biología del tumor de mama, la respuesta a los medicamentos, el descubrimiento de biomarcadores y los mecanismos de resistencia a los medicamentos.

Introducción

La mayoría de las muertes por cáncer de mama se pueden atribuyer a enfermedades recurrentes que son resistentes a las terapiasconvencionales1,2. La heterogeneidad inter e intratitumoral de los cánceres de mama contribuye a la resistencia a la terapia. Además, la heterogeneidad tumoral puede afectar el pronóstico preciso y desafiar el manejo de la enfermedad3,4. La identificación de biomarcadores predictivos de respuesta mejorará significativamente los resultados clínicos de las pacientes con cáncer de mama. A pesar de que la mayoría de los tipos de cáncer de mama son tumores inmunológicamente "fríos" que probablemente no responden a la inmunoterapia, los inhibidores del punto de control inmunitario han demostrado ser prometedores en ensayos clínicos2,5. Por ejemplo, un ensayo de fase III mostró una mejor supervivencia libre de enfermedad (SSE) y evidencia preliminar de que atezolizumab (anticuerpo monoclonal contra PD-L1) combinado con nab-paclitaxel puede proporcionar un beneficio de supervivencia general en comparación con nab-paclitaxel solo en tumores con tinción de PD-L1 del ≥1%6. El desarrollo de terapias que sensibilizan a los tumores de mama a la inmunoterapia revolucionará los regímenes de tratamiento.

Los modelos preclínicos que recapitulan fielmente la heterogeneidad del cáncer de mama humano y la respuesta farmacológica son fundamentales para estudiar la biología del tumor e identificar posibles biomarcadores para la terapia dirigida. Las líneas celulares inmortalizadas son ampliamente utilizadas para la investigación del cáncer de mama, ya que estas líneas celulares son fáciles de cultivar y modificar genéticamente para estudiar los mecanismos moleculares. Sin embargo, debido a la presión selectiva del cultivo celular a largo plazo in vitro, la deriva genética puede ocurrir con el tiempo y las líneas celulares de cáncer de mama pueden transportar alteraciones genómicas específicas de la línea celular que son distintas de las aberraciones en los tumores primarios de mama7,8,9.

Los fragmentos tumorales de xenoinjerto derivado del paciente (PDX) son capaces de recapitular la heterogeneidad de la enfermedad humana y son histológica e inmunohistoquímicamente similares al tumor de origen10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. Es importante destacar que los modelos PDX son fenotípicamente estables en múltiples trasplantes, como lo demuestran la histología, el transcriptoma, el proteoma y el análisis genómico10,11,12, 13,14, 15,16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. Los modelos PDX muestran respuestas al tratamiento comparables a las observadas clínicamente10,11, 12,13,14 , 15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29. Se han establecido modelos PDX para receptores de estrógenopositivos(ER +), receptores de progesterona positivos (PR+),factor de crecimiento epidérmico 2 positivo (ERBB2+,HER2+) y cáncer de mama triple negativo (TNBC), y proporcionan una excelente plataforma para probar terapias endocrinas, químicas y dirigidas. Sin embargo, una advertencia principal de los modelos PDX en la actualidad es la falta de un sistema inmunológico funcional en el ratón.

Los modelos de ratón genéticamente modificados (GEMM), como los modelos de sobreexpresión homocigota nula Trp53, cMyc, Wnt1, PyMT o Her2, permiten el estudio de la iniciación espontánea del tumor, la progresión y la metástasis en el contexto de un sistema inmune intacto. Sin embargo, la latencia tumoral es larga, lo que dificulta la realización de ensayos preclínicos con múltiples brazos30,31. Sin embargo, GEMM puede ser trasplantado a huéspedes singénicos para generar un número suficiente de tumores que recapitulan estrechamente los tumores humanos32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45, 46,47,48,49,50,51,52,53,54,55. Por ejemplo, el epitelio mamario de un ratón BALB/c p53-nulo se trasplantó a las almohadillas de grasa despejadas de ratones receptores singénicos de tipo salvaje para formar tumores primarios, que pueden trasplantarse a huéspedes singénicos56,57. Los tumores p53-nulos recapitularon diferentes subtipos de tumores humanos.

La combinación de modelos PDX y GEMM trasplantable proporciona valiosas herramientas preclínicas para investigar la biología del tumor de mama, la respuesta a los medicamentos y la inmunidad antitumoral. En el protocolo actual, se describe un método de trasplante ortotópico de fragmentos tumorales PDX y GEMM en la almohadilla de grasa mamaria de ratón. Estos modelos son susceptibles de pasajes en serie y generalmente conservan un fenotipo estable. Para mitigar el riesgo de deriva genética o pérdida de heterogeneidad a través de pasajes a lo largo del tiempo, se criopreservan múltiples fragmentos de tejido en cada pasaje para su posterior trasplante en el caso de que se observen cambios biológicos o morfológicos a lo largo del tiempo29,58.

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Protocolo

Todos los protocolos que utilizan animales han sido revisados y aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC). Los fragmentos tumorales, de alrededor de 1-2 mm3 de tamaño, provienen de material congelado viable obtenido del núcleo de xenoinjerto derivado del paciente y modelos avanzados in vivo en el Baylor College of Medicine.

1. Preparación de fragmentos de tumor mamario criopreservidos para trasplante

  1. Transfiera el criovial con fragmentos tumorales de nitrógeno líquido a un baño de agua de 37 °C.
  2. Agitar el criovial con un movimiento suave ocasional durante la descongelación.
  3. Después de descongelar el tejido, saque el criovial del baño de agua y mezcle mediante una inversión suave.
  4. Secar el exterior del criovial y rociar con etanol al 70%. Transfiéralo a una campana de bioseguridad.
  5. Transfiera los tejidos tumorales descongelados a un tubo cónico de 15 ml lleno de 10 ml de medio Eagle modificado (DMEM) de Dulbecco frío. Mezclar bien invirtiendo el tubo. Permita que los fragmentos de tejido se asienten en la parte inferior del tubo.
  6. Aspirar el sobrenadante y resuspend en 10 mL de DMEM frío. Mezclar bien invirtiendo el tubo. Permita que los fragmentos de tejido se asienten en la parte inferior del tubo.
  7. Aspirar el sobrenadante y resuspend en 10 mL de DMEM frío. Coloque el tubo sobre hielo.
    NOTA: El tejido está listo para el trasplante.

2. Recolección y preparación de tumor mamario fresco para trasplante

  1. Eutanasia al ratón portador de tumor de mama.
    NOTA: El huésped PDX puede ser ratones hembra SCID / Beige, NSG o NRG, mientras que en el estudio actual se utilizan ratones balb / c hembras de 3 a 5 semanas de edad.
  2. Rocíe la región tumoral del ratón sacrificado con etanol al 70%.
    NOTA: Trate de evitar el vello con la muestra del tumor que podría causar la contaminación de los fragmentos tumorales para el criostoraje o el trasplante.
  3. Con pinzas dentados para pellizcar y levantar la piel que rodea el tumor, use tijeras para hacer una incisión corta.
  4. Separe el tumor de la piel con las tijeras para diseccionar todo el tumor del ratón huésped. Recorte cualquier tejido de almohadilla grasa de ratón restante de la superficie externa del tumor. Coloque el tumor en un tubo cónico de 15 ml lleno de 5 ml de DMEM frío.
    NOTA: Use tumores de un tamaño máximo de 1 cm de diámetro, ya que es probable que los tumores más grandes contengan núcleos necróticos.
  5. En una campana de bioseguridad, transfiera el tumor disecado a una placa de Petri estéril de 10 cm que contenga suficiente DMEM para evitar el secado.
  6. Cortar el tumor en fragmentos de 1 mm3 con bisturí o cuchilla en condiciones asépticas.
    NOTA: El bisturí o la cuchilla deben exponerse bajo los rayos UV en la campana de bioseguridad durante al menos 20 minutos antes de su uso.
  7. Transfiera los fragmentos del tumor a un tubo cónico de 15 ml lleno de DMEM frío. Coloque el tubo sobre hielo.
    NOTA: El tejido está listo para el trasplante. Los fragmentos tumorales disecados del paso 2.4 pueden ser, 1) congelados al chasquido en nitrógeno líquido para la extracción de proteínas y ARN / ADN, 2) fijados con paraformaldehído al 4% (PFA) o formalina tamponada neutra al 10% (NBF) para hematoxilina y eosina (H &E) y análisis de inmunohistoquímica (IHC), o 3) criopreservados en medio de congelación de 1,25 ml (10% de dimetilsulfóxido [DMSO], 40% de DMEM y 50% de suero bovino fetal [FBS]) mediante congelación lenta en un congelador de -80 °C durante la noche y luego transferencia a nitrógeno líquido para su almacenamiento a largo plazo.

3. Preparar al animal para la cirugía

  1. Para el manejo del dolor en animales, inyecte por vía subcutánea buprenorfina de liberación sostenida 60 min antes de la cirugía a una dosis de 1 mg / kg o siga la guía de la institución durante 72 h de cobertura analgésica.
  2. Configurar la sala quirúrgica de acuerdo con las pautas institucionales para cirugías asépticas.
  3. Anestesiar a una hembra de 4 semanas de edad en una cámara de inducción de la máquina de anestesia de isoflurano a una velocidad de ~ 11.25 ml / h. Transfiera el ratón al área de procedimiento, a la placa de cirugía estéril (goma de silicona), donde recibirá anestesia a través de una pequeña máscara facial. Coloque el ratón sobre su espalda y pegue las patas con cinta adhesiva en sus posiciones naturales.
    NOTA: SCID/Beige, NSG o NRG se utilizan para PDX y Balb/c se utiliza para los modelos de trasplante GEMM.
  4. Aplique ungüento oftálmico en los ojos para prevenir la sequedad.
  5. Confirme el nivel apropiado de sedación mediante pellizco del dedo del dedo del día.
    NOTA: Ninguna respuesta/movimiento del animal indica que el animal está suficientemente anestesiado y listo para la cirugía.
  6. Afeitar el ratón en la parte inferior del abdomen, especialmente la región alrededor del cuarto pezón donde se llevará a cabo la cirugía.
  7. Usando un movimiento circular y comenzando en el centro del sitio de la cirugía, trabaje hacia los bordes externos con exfoliante quirúrgico de povidona yodo, seguido de la eliminación de povidona yodada con una almohadilla de etanol isopropílico al 70%. Repita dos veces adicionales.

4. Trasplante de fragmentos tumorales en la cuarta almohadilla de grasa mamaria (inguinal)

  1. Use una cortina quirúrgica estéril para cubrir el cuerpo del animal, excepto el sitio de la incisión.
    NOTA: Confirme el nivel apropiado de sedación mediante pellizco del dedo del día antes de realizar la incisión.
  2. Usando pinzas dentados pellizque y levante la piel en el pezón # 4.
  3. Con el lado romo hacia abajo, use tijeras para hacer una incisión parasagital corta (aproximadamente 1 cm), desde el pezón # 4 hacia la cabeza.
  4. Usando un aplicador con punta de algodón, separe la piel del peritoneo en el lado medial de la incisión.
  5. Mientras sostiene el lado lateral de la incisión, despegue suavemente la almohadilla de grasa mamaria # 4 de la piel con el mismo hisopo.
  6. Una vez que la almohadilla de grasa esté separada, fije la piel con una aguja de 27 G cerca del cuerpo del animal.
  7. Si es experimentalmente necesario limpiar la almohadilla de grasa del epitelio mamario endógeno de ratón, realice los siguientes pasos.
    1. Usando los fórceps dentados, extienda suavemente la almohadilla de grasa lejos del cuerpo y ubique el ganglio linfático inguinal, que está debajo de los puntos de intersección de los vasos principales de la glándula (cerca de donde los fórceps sostendrán la glándula).
    2. Cauterice cuidadosamente los vasos mediales al ganglio linfático y la grasa uniéndose a las almohadillas de grasa cuarta y quinta que forman un área triangular.
      NOTA: Apague temporalmente la fuente de oxígeno para este paso.
    3. Usando tijeras de micro disección, corte cada vaso cauterizado de uno en uno (para asegurarse de que no haya sangrado después de cada corte) hasta que se extirpó la sección de la almohadilla de grasa que contiene el ganglio linfático.
    4. Deseche el tejido de la almohadilla de grasa "limpiado".
  8. Sostenga la cuarta almohadilla de grasa mamaria con forrcepciones de separación romas. Con la otra mano, inserte la punta cerrada de los fórceps finos en ángulo en el medio de la almohadilla de grasa por encima del vaso restante y cerca de la pared del peritoneo. Abra lentamente los forrórceps para hacer un pequeño bolsillo. Retire las pórceps finas en ángulo de la almohadilla de grasa.
  9. Usando las pórceps finas en ángulo, tome un pedazo de fragmento de tumor e insértelo en el bolsillo.
  10. Abra lentamente las puntas de los forróceps para liberar el fragmento del tumor en el bolsillo de la almohadilla de grasa.
  11. Retire las pórceps finos en ángulo con cuidado.
    NOTA: Mire el bolsillo para confirmar que el fragmento del tumor permanece en el bolsillo de la almohadilla de grasa mamaria al retirar los pórceps. Los tumores se pueden implantar en ambas almohadillas de grasa contralaterales cuando se necesita un exceso de tejido tumoral para experimentos o bancos. Los animales con trasplantes de doble cara no se recomiendan para los estudios de tratamiento debido a las interacciones conocidas entre los tumores contralaterales. Alternativamente, se puede utilizar un dispositivo trocar para el proceso de implantación.
  12. Comenzando desde la base de la incisión, recoja la piel de cada lado usando la garra y las pórceps dentados. Junte los dos lados y levante ligeramente para preparar la piel para la aplicación del clip de la herida. Descurra los bordes de la incisión con las pinzas de garra y pellizque los bordes para formar una superficie continua en la parte superior.
  13. Sosteniendo los dos lados juntos con las pórceps dentados, use el aplicador de clip de herida para colocar un clip de herida en el centro de la incisión. Si es necesario, aplique adhesivo tisular en los extremos de la incisión para mantenerlos cerrados y asegurados.
  14. Coloque al animal en una jaula limpia que esté en una superficie que se caliente. Controle el sangrado, los signos de dehiscencia y el dolor durante el período postquirúrgico. El animal debe estar despierto y en movimiento en cuestión de minutos después de la cirugía.
  15. Preste mucha atención al sitio de la incisión y a la salud general de los animales durante al menos 3 días después de la cirugía. Siga las pautas institucionales para el manejo del dolor.
  16. Limpie las herramientas quirúrgicas durante 10 s en un esterilizador de cuentas de vidrio antes de continuar con el próximo trasplante. Espere a que las herramientas se enfríen antes de usarlas.
  17. Repita los pasos 4.1-4.15 hasta que todos los ratones sean trasplantados.
    NOTA: Se requiere suplementación con estrógenos para los tumores ER+, que se pueden suministrar a través de agua o gránulos de liberación lenta59.

5. Monitorización del crecimiento tumoral en respuesta al tratamiento farmacológico

NOTA: Los tumores palpables de PDX trasplantables establecidos y tumores p53 nulos tardan entre 2 semanas y 8 semanas en desarrollarse después de la cirugía, dependiendo de las tasas de crecimiento tumoral intrínseco.

  1. Mida los tumores en dos dimensiones usando pinzas dos veces por semana. Calcule el volumen utilizando la fórmula:
    Volumen tumoral (mm3) = W2 x L/2
    donde W es el ancho y L es la longitud del tumor.
  2. Iniciar el tratamiento farmacológico cuando el volumen tumoral alcance los 150−300 mm3.
    NOTA: Dependiendo de la propiedad de los medicamentos, se puede usar sonda oral o inyección intraperitoneal para administrar los medicamentos.
  3. Recolectar muestras tumorales y realizar tinción IHC60,aislamiento de proteínas y ARN/ADN y fenotipado inmune61 para diversos fines. Recolectar sangre y realizar fenotipado inmune o usarlo para estudios farmacocinéticos / farmacodinámicos.

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Resultados

La Figura 1 muestra el equipo (Figura 1A) y los procedimientos clave ( Figura1B) del trasplante ortotópico. La Figura 2 muestra la caracterización de un tumor PDX trasplantado (MC1). Los fragmentos tumorales (1 mm3) del modelo MC1 se trasplantaron a la almohadilla de grasa # 4 de ratones SCID / Beige. Un mes después, el tamaño...

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Discusión

Para reducir las variaciones en el crecimiento tumoral entre los animales, es fundamental cortar el tejido tumoral en fragmentos de 1 mm3 para el trasplante. Los modelos que crecen tejidos blandos son más difíciles de trabajar y los fragmentos tumorales deben cortarse un poco más grandes (1-2 mm3). Al colocar el tejido en el bolsillo de la almohadilla de grasa mamaria, tenga cuidado de no dividir el tejido en múltiples pedazos, ya que esto dará como resultado múltiples tumores pequeños o tumores de ...

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Divulgaciones

MTL es el fundador de un socio limitado en StemMed, Ltd. y fundador y gerente de StemMed Holdings, su socio general. MTL es fundador y accionista de Tvardi Therapeutics, Inc. LED es un empleado compensado de StemMed, Ltd.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por los Institutos Nacionales de Salud (R37CA228304 y R01HL146642 a Xi Chen, CA148761 a Jeffrey M. Rosen), el Departamento de Defensa de los Estados Unidos (W81XWH-19-1-0524 a Xi Chen, W81XWH-19-1-0035 a Xiangdong Lv), la Sociedad Americana del Cáncer (RSG-18-181-01-TBE a Xi Chen) y el Instituto de Prevención e Investigación del Cáncer de Texas (RR150009 CPRIT Scholar in Cancer Research Award to Xi Chen), el núcleo de xenoinjerto derivado del paciente y modelos avanzados in vivo en Baylor College of Medicine (financiamiento de RP170691 CPRIT Core Facility Award y NCI-CA125123 P30 Cancer Center Support Grant).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
1 mg/mL Buprenorfina-SRZooPharm (a través de los veterinarios de BCM)Estéril
Jeringa 26GBD148232EEstéril
Betadine Scrub Fisher19-027132
Hisopos de algodónVWR International Laboratory89031-272Estéril
DMEMFisherMT 10-013-CMEstéril
Eléctrico afeitadoraOster78005-050
Esterilizador de perlas de vidrio (Germinador)Roboz Surgical StoreDS-401
Pomada oftálmica lubricanteAkorn Animal Health17478-062-35
Micro Pinzas de disección; Dentado, angular (pinzas regulares)Roboz Surgical StoreRS-5139Tijeras estériles
resorte de microdisección (cortador de almohadillas de grasa)Roboz Surgical StoreRS-5658BTMicro Pinzas estériles
(pinzas de colocación de tejidos)Roboz Surgical StoreRS-5069 Placa de
Petri estérilestéril Fisher08-757- 100DCortina estéril
estéril Sai Tecnología de infusiónPSS-SD1
Tijeras de cirugía estérilesRoboz Surgical StoreRS-5960estéril
(pinzas de garra)Roboz Surgical StoreRS-5158Estéril
Aplicador de pinzas para heridasBD Autoclip Wound System01-804Removedor
pinzaspara heridas BD Autoclip Wound System01-804-15Estéril
Pinzas para heridasBD Autoclip Wound System01-804-5Estéril
de Pinzas de tejido de estériles

Referencias

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