Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Modelo de onda blástica de baja intensidad para la evaluación preclínica de la lesión cerebral traumática leve de cabeza cerrada en roedores

2.5K vistas

⸱

DOI:

10.3791/61244

⸱

6 de noviembre de 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Geriatrics Research Education and Clinical Center, Veterans Affairs, 2Division of Gerontology and Geriatric Medicine, University of Washington, 3Department of Neurosurgery, University of Florida, 4Department of Neurosurgery, West Virginia University, 5Division of Pharmaceutical Sciences, University of Cincinnati, 6Central Illinois Neuro Health Sciences, Bloomington, IL, 7Neuro-research, Dallas, TX

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Presentamos aquí un protocolo de un modelo de onda expansiva para roedores para investigar los efectos neurobiológicos y fisiopatológicos de la lesión cerebral traumática leve a moderada. Establecimos una configuración de sobremesa impulsada por gas equipada con sensores de presión que permiten una generación confiable y reproducible de lesiones cerebrales traumáticas leves a moderadas inducidas por explosiones.

Resumen

La lesión cerebral traumática (LCT) es un problema de salud pública a gran escala. La LCT leve es la forma más frecuente de neurotrauma y representa un gran número de visitas médicas en los Estados Unidos. Actualmente no hay tratamientos aprobados por la FDA disponibles para TBI. El aumento de la incidencia de LCT inducida por explosiones relacionada con el ejército acentúa aún más la necesidad urgente de tratamientos efectivos contra la LCT. Por lo tanto, los nuevos modelos animales preclínicos de LCT que recapitulan aspectos de la LCT humana relacionada con los blastos avanzarán en gran medida en los esfuerzos de investigación sobre los procesos neurobiológicos y fisiopatológicos subyacentes a la LCT leve a moderada, así como el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas para la LCT.

Aquí presentamos un modelo confiable y reproducible para la investigación de los efectos moleculares, celulares y conductuales de una LCT inducida por explosión leve a moderada. Describimos un protocolo paso a paso para una LCT leve inducida por explosión de cabeza cerrada en roedores utilizando una configuración de sobremesa que consiste en un tubo de choque impulsado por gas equipado con sensores de presión piezoeléctricos para garantizar condiciones de prueba consistentes. Los beneficios de la configuración que hemos establecido son su bajo costo relativo, facilidad de instalación, facilidad de uso y capacidad de alto rendimiento. Otras ventajas de este modelo de LCT no invasiva incluyen la escalabilidad de la sobrepresión del pico de explosión y la generación de resultados reproducibles controlados. La reproducibilidad y relevancia de este modelo de LCT se ha evaluado en una serie de aplicaciones posteriores, incluidos los análisis neurobiológicos, neuropatológicos, neurofisiológicos y conductuales, lo que respalda el uso de este modelo para la caracterización de los procesos subyacentes a la etiología de un TCE leve a moderado.

Introducción

La lesión cerebral traumática (LCT) representa más de dos millones de visitas al hospital cada año solo en los Estados Unidos. La LCT leve comúnmente resultante de accidentes automovilísticos, eventos deportivos o caídas representa aproximadamente el 80% de todos los casos de LCT1. La LCT leve se considera la "enfermedad silenciosa", ya que los pacientes a menudo no experimentan síntomas manifiestos en los días y meses posteriores a la lesión inicial, pero pueden desarrollar complicaciones graves relacionadas con la LCT más adelante en la vida2. Además, el TCE leve inducido por explosiones es prevalente entre los miembros del servicio militar, y se ha asociado con disfunción crónica del SNC3,4,5,6. Debido a la creciente incidencia de LCT leve relacionada con blastocitos7,8, la modelización preclínica de los procesos neurobiológicos y fisiopatológicos asociados con LCT leve se ha convertido así en un foco en el desarrollo de nuevas intervenciones terapéuticas para LCT.

Históricamente, la investigación de LCT se ha centrado principalmente en las formas graves de neurotrauma, a pesar del número relativamente menor de casos graves de LCT humana. Se han desarrollado modelos preclínicos de roedores para LCT humana grave, incluyendo los modelos de impacto cortical controlado (ICC)9,10 y lesión por percusión fluida (FPI)11, ambos bien establecidos para producir efectos fisiopatológicos fiables12,13. Estos modelos han sentado las bases para lo que se conoce hoy en día sobre la neuroinflamación, la neurodegeneración y la reparación neuronal en TBI. Aunque se ha desarrollado un conocimiento considerable de la fisiopatología de la LCT, actualmente no hay tratamientos efectivos aprobados por la FDA disponibles para la LCT.

Más recientemente, el enfoque de la investigación de LCT se ha ampliado para incluir un espectro más amplio de patologías relacionadas con LCT con el objetivo final de desarrollar intervenciones terapéuticas efectivas. Sin embargo, se han establecido pocos modelos preclínicos para LCT leve que hayan mostrado efectos medibles, y sólo un pequeño número de estudios han investigado el espectro de LCT leve2,14,15. Dado que la LCT leve representa la gran mayoría de todos los casos de LCT, se necesitan urgentemente modelos fiables de LCT leve para facilitar la investigación sobre la etiología y la neuropatofisiología de la condición humana, con el fin de desarrollar nuevas estrategias terapéuticas.

Junto con ingenieros biomédicos y físicos aeroespaciales, hemos establecido un modelo escalable de onda expansiva de cabeza cerrada para una LCT leve a moderada. Este modelo preclínico de roedores se ha desarrollado específicamente para investigar los efectos de la dinámica de la fuerza, incluidas las ondas expansivas y el movimiento de aceleración / desaceleración, que se asocian con una LCT leve humana obtenida en combate militar, eventos deportivos, accidentes automovilísticos y caídas. Como las ondas expansivas se correlacionan con la dinámica de fuerza que causa una lesión cerebral traumática leve en humanos, este modelo fue diseñado para producir una forma de onda de Friedlander consistente con un impulso, que se mide como libras por pulgada cuadrada (psi) * milisegundo (ms). El nivel de impulso se escala para caer por debajo de las curvas de letalidad pulmonar definidas para ratones y ratas con el fin de realizar investigaciones preclínicas16,17,18. Además, este modelo permite la investigación de lesiones por golpes y contrecoup debido a las rápidas fuerzas de rotación de la cabeza del animal. Este tipo de lesión es inherente a varios tipos de presentaciones clínicas de LCT, incluidas las observadas tanto en poblaciones militares como civiles. Por lo tanto, este modelo versátil se ajusta a una necesidad que abarca múltiples presentaciones clínicas de TBI.

El modelo preclínico aquí presentado produce cambios fisiopatológicos fiables y reproducibles asociados a una lesión cerebral traumática leve clínica, como lo demuestran varios estudios previos17,19,20,21,22,23. Los estudios con este modelo mostraron que las ratas sometidas a una onda expansiva de baja intensidad exhibieron neuroinflamación, lesión axonal, daño microvascular, cambios bioquímicos relacionados con la lesión neuronal y déficits en la plasticidad a corto plazo y la excitabilidad sináptica19. Sin embargo, este modelo de LCT leve no indujo ningún cambio neuropatológico macroscópico, incluyendo daño tisular, hemorragia, hematoma y contusión19 que se han observado comúnmente en estudios con modelos de LCT invasivos moderados a severos10,24. Investigaciones anteriores19,21,22,23 han demostrado que este modelo preclínico puede ser utilizado para caracterizar los procesos neurobiológicos y fisiopatológicos subyacentes a la etiología del TBI leve y moderado17,19,20,21,22,23. Este modelo también permite probar nuevos compuestos y estrategias terapéuticas, así como la identificación de dianas novedosas y adecuadas para el desarrollo de intervenciones efectivas de LCT19,21,22,23.

Este modelo fue desarrollado para investigar los efectos inducidos por las ondas expansivas, así como las fuerzas de rotación rápidas en los resultados moleculares, celulares y de comportamiento en roedores. Análogamente al modelo de onda expansiva presentado aquí, se han desarrollado una serie de modelos preclínicos que intentan recapitular LCT leve a moderada utilizando ondas de sobrepresión impulsadas por gas2,14,17,25,26,27,28. Algunas de las limitaciones de otros modelos incluyen: el animal se fija a una camilla de malla de alambre y la cabeza se inmoviliza al impactar; los órganos periféricos están expuestos a la onda además del cerebro, lo que crea las variables de confusión del politraumatismo; y los modelos son grandes y estacionarios, lo que limita el cambio y la adaptación de parámetros críticos a mejores condiciones del modelo que recuerdan a la LCT humana.

Los beneficios de esta configuración de tubo de choque accionada por gas de sobremesa son su costo relativamente bajo para los gastos de adquisición y funcionamiento, así como la facilidad de instalación y uso. Además, la configuración permite una operación de alto rendimiento y la generación de ondas expansivas reproducibles controladas y resultados in vivo tanto en ratones como en ratas. Con el fin de controlar las condiciones de prueba consistentes (es decir, ondas de explosión constantes y sobrepresión), la configuración está equipada con sensores de presión. Las ventajas de este modelo para TBI incluyen la escalabilidad de la gravedad de la lesión y que la TBI leve se induce utilizando un procedimiento no invasivo de cabeza cerrada. La sobrepresión máxima y la posterior lesión cerebral aumentan con membranas de poliéster más gruesas de una manera escalable consistente17. La capacidad de escalar la gravedad de la LCT a través del grosor de la membrana es una herramienta útil para determinar el nivel en el que se hacen evidentes las medidas de resultado específicas (por ejemplo, neuroinflamación). Proporcionar un blindaje protector para los órganos periféricos, también permite la investigación enfocada en los mecanismos leves de LCT al evitar o reducir las variables de confusión de la lesión sistémica, como la lesión pulmonar o torácica. Además, esta configuración permite seleccionar la dirección en la que la onda expansiva golpea / penetra en la cabeza (es decir, de frente, lateral, superior o inferior) y, por lo tanto, se pueden investigar diferentes tipos de insultos que inducen LCT. El procedimiento estándar para inducir una LCT leve a moderada descrita aquí emplea la exposición lateral para evaluar los efectos de la lesión por ondas expansivas en combinación con la lesión por golpe y contrecoup debido a las fuerzas de rotación rápidas. Además, para investigar exclusivamente las lesiones inducidas por explosiones, se puede emplear la exposición a ondas de explosión de arriba hacia abajo en este modelo.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

El protocolo sigue las pautas de cuidado animal de la Universidad de Cincinnati y la Universidad de Virginia Occidental. Todos los procedimientos que involucran animales fueron aprobados por los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales (IACUC), y se realizaron de acuerdo con los principios de la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio.

1. Instalación de la configuración de TBI de explosión

  1. Adquiera todas las piezas de trabajo que se requieren para la configuración, incluyendo: tubo de choque que consiste en una sección de acero accionada y atornillada, membrana de poliéster, pernos de sujeción, sensores de presión, escudo de tubería de cloruro de polivinilo (PVC) para proteger los órganos periféricos, línea hidráulica de alta presión de 9,53 mm y accesorios macho y hembra de conexión rápida, regulador de gas de alto flujo y un cilindro de gas con soporte de montaje en pared (consulte la Figura 1A, B y Tabla de Materiales).
    NOTA: Las especificaciones de la sección de accionamiento y conductor utilizada aquí (ver Figura 2 y Tabla de Materiales) se han establecido para producir una onda expansiva a escala consistente de corta duración (ver Figura 3C, D) para inducir una LCT leve a moderada en ratones. Para este propósito, se seleccionó una sección de controlador corto diseñada por taper (6 ° cónico). La longitud y el diámetro de las secciones accionadas y conductoras se pueden modificar para investigar específicamente la onda expansiva29,30,31,32, la onda de compresión18 o la dinámica de la onda de choque33. Para los experimentos con ratas, las dimensiones del tubo de choque deben adaptarse para producir fuerzas comparables de acuerdo con los parámetros de escala corporal pertinentes17 (ver Tabla de Materiales).
  2. Instale las partes de trabajo individuales de la configuración en mesas deslizantes de máquina que se fijen en una superficie estable y fácil de limpiar (preferiblemente acero inoxidable para su uso en roedores) en un espacio de laboratorio aprobado para experimentos con animales.
    NOTA: Los experimentos de ondas expansivas producen un nivel considerable de ruido; por lo tanto, elija una ubicación dentro del espacio de laboratorio de absorción de sonido, donde el ruido no interfiera con otros experimentos / grupos de laboratorio.
    1. Fije el escudo de la tubería de PVC perpendicular a la configuración del tubo de choque para que el cuerpo del roedor esté completamente cubierto y solo sobresalga la cabeza.
      NOTA: Para el procedimiento estándar para inducir una LCT leve a moderada descrita aquí, el centro de la cabeza se encuentra a 5 cm del final de la sección impulsada para ratones.
    2. Cilindro de gas de montaje en pared muy cerca de la configuración de acuerdo con OSHA y todas las demás normas de seguridad pertinentes.
      NOTA: El aire comprimido, el helio o el gas nitrógeno se utilizan comúnmente para generar las ondas expansivas en modelos de tubos de choque de roedores. Todos los datos aquí presentados se han generado utilizando helio, ya que este gas produce una mayor sobrepresión durante una duración más corta34, lo que permite una escala adecuada para los sujetos murinos.

2. Evaluación de la configuración y las propiedades de la onda expansiva utilizando grabaciones de sensores de presión.

  1. Prepare el tubo de choque.
    1. Corte cuidadosamente la membrana de poliéster sin doblarse y producir fisuras, para garantizar una ruptura constante.
    2. Inserte la membrana entre las secciones accionada y controladora. Asegure las secciones apretando los pernos de conexión.
    3. Compruebe que el sistema es hermético y que la membrana está bien fijada entre las secciones del conductor y las conducidas.
    4. Conecte el tanque de gas a través de una manguera hidráulica de alta presión de 9,53 mm y conecte rápidamente los accesorios al tubo de choque
      NOTA: Las secciones del controlador y accionadas se mecanizan con tolerancias precisas para permitir un sellado completo de membrana entre las secciones. Esto no permite fugas de gas e impide el uso de cualquier forma de material de junta / junta tórica y permite una mayor consistencia en la forma de onda generada.
  2. Instale los sensores de presión para monitorear las ondas expansivas (ver Figura 1C).
    1. Coloque un sensor de presión en el área de colocación de la cabeza y tres sensores a la salida del tubo de choque (consulte las Figuras 1C y 2).
    2. Inicie la grabación desde sensores de presión, justo antes de la ejecución de la onda expansiva. Registre los datos de la onda de presión a 500.000 fotogramas por segundo utilizando un acondicionador de señal de sensor y una placa de adquisición de datos (consulte la Tabla de materiales).
      NOTA: Use orejeras aprobadas por OHSA para garantizar una protección auditiva adecuada.
    3. Abra completamente la válvula principal del tanque de gas comprimido para permitir que el flujo de gas produzca un pico de presión repentino y rápido.
      NOTA: La sobrepresión de gas rompe la membrana de poliéster para liberar una onda de choque que pasa a una onda de compresión dentro de la sección impulsada y sale del tubo en la dirección del área de colocación de la cabeza.
    4. Apague el flujo de gas inmediatamente después del procedimiento.
      NOTA: La configuración puede equiparse con una válvula de retorno de resorte para detener automática y rápidamente el flujo de gas.
    5. Analice las grabaciones de ondas de presión utilizando un programa informático escrito personalizado para determinar la sobrepresión máxima y los datos de gráficos. Los datos se pueden graficar con cada sensor individualmente o superponerse entre sí para demostrar la planaridad de la onda generada (ver Figura 3C, D).
      NOTA: El análisis técnicamente se puede hacer utilizando un software más fácilmente disponible, pero debido a los grandes conjuntos de datos, estos programas tienen largos retrasos en la generación de gráficos.
  3. Establecer condiciones experimentales que sean adecuadas para el objetivo del estudio TBI designado, y confirmar que el modelo produce una onda expansiva consistente con una medición de sobrepresión, duración e impulso máxima comparable a una onda de Friedlander (ver Figura 3). Verifique estos parámetros utilizando el software informático antes mencionado.
    1. Calibre la configuración repitiendo los pasos 2.1.1. a 2.2.5. y utilice las grabaciones de ondas de presión para determinar si la configuración necesita ajuste (para obtener datos representativos, consulte la Figura 3).
    2. Modifique la configuración (si es necesario).
      NOTA: Las propiedades de la onda expansiva se pueden ajustar mediante modificaciones menores de la configuración. Por ejemplo, la distancia de la cabeza hasta el final de la sección accionada afecta la fuerza de la onda expansiva al nivel de la cabeza. El espesor de la membrana de poliéster determina el nivel de sobrepresión máxima, con membranas más gruesas que aumentan los niveles máximos (ver Figura 3A, B). Además, la configuración permite seleccionar la dirección en la que la onda expansiva golpea / penetra en la cabeza (es decir, de frente, lateral, superior o inferior) y, por lo tanto, se pueden investigar diferentes aspectos, como la lesión por onda expansiva sola o en combinación con lesiones por golpe y contragolpe debido a fuerzas de rotación rápidas.
    3. Repita los pasos 2.1.1 a 2.2.4 para establecer las propiedades de onda expansiva deseadas (si es necesario) y controlar la reproducibilidad.
    4. Repita los pasos 2.1.1 a 2.2.4 con membranas de poliéster de diferente grosor para evaluar la escalabilidad de la configuración (para obtener datos representativos, consulte la Figura 3A, B).

3. Preparación de la configuración experimental y la inducción de LCT leve en roedores

NOTA: Transfiera los roedores al área de retención de 30 minutos a 1 h antes del inicio de los experimentos de LCT para aclimatarse. Seleccione el área de retención que se vea mínimamente afectada por el ruido del procedimiento.

  1. Prepare todos los materiales necesarios para el experimento y verifique la configuración para una instalación adecuada (por ejemplo, ajuste los parámetros de acuerdo con el objetivo del estudio) (~ 5 – 10 minutos).
    NOTA: La gravedad de la lesión se puede ajustar seleccionando el grosor de la membrana de poliéster. Según nuestros estudios, se utiliza un espesor de membrana de 25,4 a 102 μm para una LCT leve a moderada en ratones35. Anteriormente hemos utilizado membranas con un espesor de 76,2 a 127 μm para producir LCT leve a moderada en ratas19.
    1. Corte cuidadosamente la membrana de poliéster, insértela entre las secciones accionada y atornilladora apretando los pernos de conexión.
    2. Conecte el tanque de gas al tubo de choque mediante el uso de accesorios de liberación rápida. Asegúrese de que la membrana esté bien fijada entre las secciones del conductor y las de accionamiento.
    3. Coloque tres sensores de presión a la salida del tubo de choque, a 120° de distancia, para controlar las propiedades de las ondas expansivas durante la inducción de LCT como se describe en los pasos 2.2.2 y 2.2.5.
    4. Asegúrese de que la distancia desde el extremo del aparato del tubo de choque sea correcta para cada sujeto respectivo utilizando el micrómetro instalado. Mantenga el posicionamiento de la cabeza del roedor (es decir, posición, distancia) constante dentro de los estudios para permitir una evaluación consistente de la lesión.
      NOTA: Como se indica en 1.2.1., se pueden inducir diferentes tipos de lesiones seleccionando la dirección en la que la onda expansiva impacta en la cabeza. Para que el procedimiento induzca una LCT leve a moderada descrita aquí, el cuerpo se coloca perpendicular al tubo de choque que la onda expansiva impacta en el lado de la cabeza. En este entorno, se permite la movilidad libre de la cabeza y, por lo tanto, se expone a la onda expansiva y a las fuerzas de rotación rápidas, lo que permite la generación de efectos de golpe y contragolpe.
    5. Inicie la grabación desde los sensores de presión utilizando la interfaz gráfica de usuario (GUI) del software.
  2. Anestesia y posicionamiento de roedores en configuración
    1. Transfiera roedores de la sala de espera e induzca anestesia con 4% de isoflurano en oxígeno y manténgalos con 2% de isoflurano en oxígeno para reducir la angustia y el dolor.
      NOTA: Asegúrese de que el animal no responda al pellizco del dedo del pie o la cola antes de continuar. Asegúrese de que la inducción de la anestesia sea consistente para todos los animales de experimentación, incluidos los controles simulados. Este procedimiento requiere un nivel bajo y una duración corta de la anestesia.
    2. Coloque el roedor completamente anestesiado en el escudo de tubería de PVC con amortiguación para proteger los órganos periféricos de la onda expansiva.
      NOTA: Los sujetos de control se anestesian y se colocan cerca de la configuración, pero no se someten directamente a la onda expansiva. Asegúrese de que los controles estén sujetos al ruido generado por el tubo de choque.
    3. Coloque la cabeza del roedor dentro del área de colocación de la cabeza y apóyela desde abajo, ya sea mediante un soporte incorporado directamente en el aparato de protección o una gasa. Determine la alineación de la cabeza de acuerdo con la anatomía de cada roedor individual, con el cóndilo occipital alineado con el borde del blindaje protector.
      NOTA: Evite dirigir la onda de presión directamente hacia el tronco encefálico para disminuir la mortalidad. Se sabe que la lesión del centro respiratorio del tronco encefálico y la médula espinal cervical contribuye a anomalías respiratorias e incluso a la muerte en modelos de roedores de LCT36,37,38.
  3. Exposición de roedores a ondas expansivas.
    1. Abra rápidamente la válvula principal del tanque de gas comprimido para producir un pico de presión que rompe la membrana y produce una fuerte explosión que confirma la generación de una onda de presión. La membrana se romperá visualmente cuando se retire después del experimento.
      NOTA: Se puede utilizar una cámara de alta velocidad para capturar los efectos de golpe y contragolpe de la aceleración rotacional experimentada por el roedor para su posterior análisis.
    2. Apague el flujo de gas inmediatamente después de escuchar la explosión.
  4. Recuperación de la exposición a ondas expansivas
    1. Después de la exposición a la onda expansiva, retire el roedor del aparato y colóquelo en una superficie plana directamente adyacente al tubo de choque de lado.
    2. Monitoree a los sujetos para determinar el tiempo reflejo de enderezamiento (TRR). Use un cronómetro para registrar el tiempo desde la exposición a las ondas expansivas hasta que recuperen el reflejo de enderezamiento inherente. (ver Figura 4A).
    3. Tan pronto como los sujetos recuperen su reflejo de enderezamiento, colóquelos en su jaula doméstica respectiva donde se los monitorea para detectar reacciones adversas (es decir, convulsiones, dificultad para respirar, sangrado de un orificio corporal) durante las próximas 24 h.
    4. Después del período de monitoreo inicial, los sujetos pueden ser analizados utilizando varios ensayos bioquímicos, neuropatológicos, neurofisiológicos y conductuales de elección del investigador (ver más abajo).
  5. Prepare la configuración y el espacio para el próximo experimento.
    1. Limpie la configuración con detergente para eliminar el olor.

4. Aplicaciones aguas abajo para roedores expuestos a fuerzas y controles de onda expansiva/rotación

NOTA: En estudios previos, se evaluaron los efectos de una LCT leve a moderada en varios puntos temporales después de la exposición a una onda expansiva y fuerzas de rotación en roedores utilizando aplicaciones posteriores, incluidos análisis bioquímicos, neuropatológicos, neurofisiológicos y conductuales19.

  1. Análisis bioquímico
    1. En puntos de tiempo experimentales definidos (horas a días después de una LCT leve), recolecte tejido (por ejemplo, cerebro, sangre) para el análisis bioquímico utilizando protocolos estándar como se describe19.
    2. Utilice tejido para análisis bioquímicos (es decir, inmunoblotting, ELISA, etc.) para evaluar el efecto de una LCT leve en los procesos neurobiológicos y fisiopatológicos.
  2. Análisis neuropatológico
    1. En puntos de tiempo experimentales definidos (horas a días después de una LCT leve), perfundir roedores transcardialmente con solución salina seguida de solución de paraformaldehído al 4% para fijar el tejido como se describe19.
      NOTA: Algunas aplicaciones no son compatibles con la fijación de paraformaldehído (por ejemplo, tinción de plata, algunos anticuerpos para inmunohistoquímica).
    2. Utilizar tejido fijo perfundido para análisis anatómicos, histológicos y moleculares para evaluar los cambios neuropatológicos asociados con LCT leve, incluyendo neuroinflamación, neurodegeneración y cambios neuroquímicos como se describe19.
  3. Análisis neurofisiológico en cortes cerebrales
    1. En puntos de tiempo experimentales definidos (horas a días después de una LCT leve), sacrifice roedores por decapitación, elimine cerebro y prepare rebanadas cerebrales como se describe19.
    2. Realizar registros electrofisiológicos como se describe19 para evaluar el efecto de una LCT leve sobre las propiedades sinápticas basales y la plasticidad sináptica.
  4. Análisis de comportamiento
    1. En puntos de tiempo experimentales definidos (horas a días después de una LCT leve), evalúe el rendimiento conductual, incluida la función motora (por ejemplo, campo abierto, rotarod, actividad locomotora; consulte la Figura 4D) y el aprendizaje y la memoria (por ejemplo, acondicionamiento del miedo, laberinto de Barnes, laberinto de agua de Morris).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

La escalabilidad de la configuración de onda expansiva se probó utilizando tres espesores de membrana diferentes, 25.4, 50.8 y 76.2 μm. Los niveles de presión máxima se evaluaron en el área de colocación de la cabeza y la salida del aparato del tubo de choque utilizando sensores de presión piezoeléctricos (ver Figura 1 y Figura 2). Las presiones máximas aumentan en concordancia con el espesor de la membrana en ambas ubicaciones del sensor (F...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

Presentamos aquí un modelo preclínico de LCT leve que es rentable, fácil de configurar y ejecutar, y permite resultados experimentales de alto rendimiento, confiables y reproducibles. Este modelo proporciona un blindaje protector a los órganos periféricos para permitir una investigación centrada en los mecanismos leves de LCT al tiempo que limita las variables de confusión de la lesión sistémica. Por el contrario, se sabe que otros modelos de blastocitos infligen daño a los órganos periféricos2,39,40.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen intereses contrapuestos.

Agradecimientos

Agradecemos a R. Gettens, N. St. Johns, P. Bennet y J. Robson por sus contribuciones al desarrollo del modelo TBI. NarSAD Young Investigator Grants de la Brain & Behavior Research Foundation (F.P. y M.J.R.), una beca de investigación del Darrell K. Royal Research Fund for Alzheimer's Disease (F.P.) y un PhRMA Foundation Award (M.J.R.) apoyaron esta investigación. Este trabajo fue apoyado a través de becas predoctorales de la Fundación Americana para la Educación Farmacéutica (A.F.L y B.P.L.).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Manguera hidráulica de alta presión SAE 3/8 EatonAeroquipR2-6-6-36MDisponible en Grainger
Enchufes hembra de conexión rápida de 3/8 ''KarcherKAR 86410440
enchufes macho de conexión rápida de 3/8 ''KarcherKAR 86410440
software de seguimiento de video ANY-mazeStoelting Co.ANY-maze
Membrana de Mylar transparenteePlastics.comPOLYCLR0.003http://www.eplastics.com/Plastic/Clear_Polyester_Film/POLYCLR0-003; La membrana de Mylar transparente se vende en varios grosores. Todos son vendidos por el proveedor mencionado anteriormente.
Mesa deslizante compuesta (x2)Grizzly IndustrialG5757
Deadman Válvula de bola de control de gasConeraco Inc.71-502-01"Apollo", Disponible en Grainger
Driver y sección conducida (murino)diseño/producción propian/aPara más información, póngase en contacto con los autores
Sección de conductor y conducido (rata)diseño/producción propiosn/aPara obtener más información, póngase en contacto con los autores
Orejeras3M37274Disponibles en Grainger
Regulador de gas - Hi Flow 3500-600-580Harris3003539
Gas de helioAirGasHE 300Los tanques están disponibles en varios tamaños
Sistema de anestesia inhalatoriaVetEquip901806
Módulo de entradaNational InstrumentsNI 9223
IsofluranoBaxterNDC 10019-360-40Pedido por veterinario
Temporizador/cronómetro de laboratorioFisher Scientific50-550-352
Labview versión 12.0Software de adquisición de datosde National Instruments
Indicador/micrómetromagnético Grizzly IndustrialG9849
MATLABMathWorksSoftware para análisis de registro de presión
Regulador de oxígenoMedlineHCS8725M
PC para procesamiento de datosTubo
- 25,4 mmFORMUFITP001FGP-WH-40x3
Sensores de presiónPCB Piezotronics102A05
Receptor USB Chasis NationalInstrumentsDAQ-9171
Acondicionador de señalsensor PCB Piezotronics482C series
Mesa de montaje de acero inoxidable con clasificación NSFGridmannGR06-WT2448
T Llave Allen con mango - 3/16''S& K73310
Software de cloruro de polivinilo Dell de

Referencias

  1. Bazarian, J. J., et al. Mild traumatic brain injury in the United States, 1998--2000. Brain Injury. 19 (2), 85-91 (2005).
  2. Meabon, J. S., et al. Repetitive blast exposure in mice and combat veterans causes persistent cerebellar dysfunction. Science Translational Medicine. 8 (321), (2016).
  3. Mac Donald, C. L., et al. Detection of blast-related traumatic brain injury in U.S. military personnel. New England Journal of Medicine. 364 (22), 2091-2100 (2011).
  4. Fischer, B. L., et al. Neural activation during response inhibition differentiates blast from mechanical causes of mild to moderate traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 31 (2), 169-179 (2014).
  5. Peskind, E. R., et al. Cerebrocerebellar hypometabolism associated with repetitive blast exposure mild traumatic brain injury in 12 Iraq war Veterans with persistent post-concussive symptoms. Neuroimage. 54, Suppl 1 76-82 (2011).
  6. Jorge, R. E., et al. White matter abnormalities in veterans with mild traumatic brain injury. American Journal of Psychiatry. 169 (12), 1284-1291 (2012).
  7. Hoge, C. W., et al. Mild traumatic brain injury in U.S. Soldiers returning from Iraq. New England Journal of Medicine. 358 (5), 453-463 (2008).
  8. Eskridge, S. L., et al. Injuries from combat explosions in Iraq: injury type, location, and severity. Injury. 43 (10), 1678-1682 (2012).
  9. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).
  10. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  11. McIntosh, T. K., et al. Traumatic brain injury in the rat: characterization of a lateral fluid-percussion model. Neuroscience. 28 (1), 233-244 (1989).
  12. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22 (1), 42-75 (2005).
  13. Osier, N., Dixon, C. E. Mini Review of Controlled Cortical Impact: A Well-Suited Device for Concussion Research. Brain Sciences. 7 (7), (2017).
  14. Goldstein, L. E., et al. Chronic traumatic encephalopathy in blast-exposed military veterans and a blast neurotrauma mouse model. Science Translational Medicine. 4 (134), (2012).
  15. Rodriguez-Grande, B., et al. Gliovascular changes precede white matter damage and long-term disorders in juvenile mild closed head injury. Glia. 66 (8), 1663-1677 (2018).
  16. Bowen, I. G., Fletcher, E. R., Richmond, D. R., Hirsch, F. G., White, C. S. Biophysical mechanisms and scaling procedures applicable in assessing responses of the thorax energized by air-blast overpressures or by nonpenetrating missiles. Annals of the New York Academy of Sciences. 152 (1), 122-146 (1968).
  17. Turner, R. C., et al. Modeling clinically relevant blast parameters based on scaling principles produces functional & histological deficits in rats. Experimental Neurology. , 520-529 (2013).
  18. Lucke-Wold, B. P., et al. Elucidating the role of compression waves and impact duration for generating mild traumatic brain injury in rats. Brain Injury. 31 (1), 98-105 (2017).
  19. Hernandez, A., et al. Exposure to mild blast forces induces neuropathological effects, neurophysiological deficits and biochemical changes. Molecular Brain. 11 (1), 64(2018).
  20. Bittar, A., et al. Neurotoxic tau oligomers after single versus repetitive mild traumatic brain injury. Brain Communications. 1 (1), (2019).
  21. Logsdon, A. F., et al. Salubrinal reduces oxidative stress, neuroinflammation and impulsive-like behavior in a rodent model of traumatic brain injury. Brain Research. 1643, 140-151 (2016).
  22. Lucke-Wold, B. P., et al. Bryostatin-1 Restores Blood Brain Barrier Integrity following Blast-Induced Traumatic Brain Injury. Molecular Neurobiology. 52 (3), 1119-1134 (2015).
  23. Logsdon, A. F., et al. Altering endoplasmic reticulum stress in a model of blast-induced traumatic brain injury controls cellular fate and ameliorates neuropsychiatric symptoms. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 421(2014).
  24. Dixon, C. E., et al. A fluid percussion model of experimental brain injury in the rat. Journal of Neurosurgery. 67 (1), 110-119 (1987).
  25. Long, J. B., et al. Blast overpressure in rats: recreating a battlefield injury in the laboratory. Journal of Neurotrauma. 26 (6), 827-840 (2009).
  26. Budde, M. D., et al. Primary blast traumatic brain injury in the rat: relating diffusion tensor imaging and behavior. Frontiers in Neurology. 4, 154(2013).
  27. Genovese, R. F., et al. Effects of mild TBI from repeated blast overpressure on the expression and extinction of conditioned fear in rats. Neuroscience. 254, 120-129 (2013).
  28. Kuriakose, M., Rama Rao, K. V., Younger, D., Chandra, N. Temporal and Spatial Effects of Blast Overpressure on Blood-Brain Barrier Permeability in Traumatic Brain Injury. Scientific Reports. 8 (1), 8681(2018).
  29. Cernak, I., et al. The pathobiology of blast injuries and blast-induced neurotrauma as identified using a new experimental model of injury in mice. Neurobiology of Disease. 41 (2), 538-551 (2011).
  30. Prima, V., Serebruany, V. L., Svetlov, A., Hayes, R. L., Svetlov, S. I. Impact of moderate blast exposures on thrombin biomarkers assessed by calibrated automated thrombography in rats. Journal of Neurotrauma. 30 (22), 1881-1887 (2013).
  31. Mishra, V., et al. Primary blast causes mild, moderate, severe and lethal TBI with increasing blast overpressures: Experimental rat injury model. Scientific Reports. 6, 26992(2016).
  32. Tompkins, P., et al. Brain injury: neuro-inflammation, cognitive deficit, and magnetic resonance imaging in a model of blast induced traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 30 (22), 1888-1897 (2013).
  33. Kuriakose, M., et al. Tailoring the Blast Exposure Conditions in the Shock Tube for Generating Pure, Primary Shock Waves: The End Plate Facilitates Elimination of Secondary Loading of the Specimen. Public Library of Science One. 11 (9), 0161597(2016).
  34. Panzer, M. B., et al. A Multiscale Approach to Blast Neurotrauma Modeling: Part I - Development of Novel Test Devices for in vivo and in vitro Blast Injury Models. Frontiers in Neurology. 3, 46(2012).
  35. Logsdon, A. F., et al. A mouse Model of Focal Vascular Injury Induces Astrocyte Reactivity, Tau Oligomers, and Aberrant Behavior. Archives of Neuroscience. 4 (2), (2017).
  36. Lee, M. C., Klassen, A. C., Heaney, L. M., Resch, J. A. Respiratory rate and pattern disturbances in acute brain stem infarction. Stroke. 7 (4), 382-385 (1976).
  37. Ikeda, K., et al. The respiratory control mechanisms in the brainstem and spinal cord: integrative views of the neuroanatomy and neurophysiology. Journal of Physiological Sciences. 67 (1), 45-62 (2017).
  38. Alilain, W. J., Horn, K. P., Hu, H., Dick, T. E., Silver, J. Functional regeneration of respiratory pathways after spinal cord injury. Nature. 475 (7355), 196-200 (2011).
  39. Logsdon, A. F., et al. Blast exposure elicits blood-brain barrier disruption and repair mediated by tight junction integrity and nitric oxide dependent processes. Scientific Reports. 8 (1), 11344(2018).
  40. Logsdon, A. F., et al. Nitric oxide synthase mediates cerebellar dysfunction in mice exposed to repetitive blast-induced mild traumatic brain injury. Scientific Reports. 10 (1), 9420(2020).
  41. Huber, B. R., et al. Blast exposure causes dynamic microglial/macrophage responses and microdomains of brain microvessel dysfunction. Neuroscience. 319, 206-220 (2016).
  42. Gama Sosa, M. A., et al. Low-level blast exposure disrupts gliovascular and neurovascular connections and induces a chronic vascular pathology in rat brain. Acta Neuropathologica Communications. 7 (1), 6(2019).
  43. Abutarboush, R., et al. Exposure to Blast Overpressure Impairs Cerebral Microvascular Responses and Alters Vascular and Astrocytic Structure. Journal of Neurotrauma. 36 (22), 3138-3157 (2019).
  44. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews: Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  45. Petraglia, A. L., et al. Concussion in the absence of head impact: a case in a collegiate hammer thrower. Current Sports Medicine Reports. 14 (1), 11-15 (2015).
  46. Viano, D. C., Casson, I. R., Pellman, E. J. Concussion in professional football: biomechanics of the struck player--part 14. Neurosurgery. 61 (2), 313-327 (2007).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

TBI de cr neo cerradomodelo de TBI en roedoresconfiguraci n del tubo de choquemonitoreo con sensor de presi nescalabilidad de la presi n m ximaevaluaci n del reflejo de enderezamientoan lisis de la neuroinflamaci nprotocolo de evaluaci n conductual
Modelo de onda blástica de baja intensidad para la evaluación preclínica de la lesión cerebral traumática leve de cabeza cerrada en roedores
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.