El objetivo del protocolo es proporcionar un método para producir lesiones neuronales no invasivas en el cerebro. El método utiliza ultrasonido focalizado guiado por resonancia magnética (MRgFUS) para abrir la barrera hematoencefálica de una manera transitoria y focal, con el fin de entregar una neurotoxina circulante al parénquima cerebral.
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Artículo de método
Lesión neuronal dirigida para la desconexión no invasiva del circuito cerebral
* These authors contributed equally
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Resumen
Resumen
La intervención quirúrgica puede ser bastante eficaz para tratar ciertos tipos de enfermedades neurológicas médicamente intratables. Este enfoque es particularmente útil para trastornos en los que los circuitos neuronales identificables juegan un papel clave, como la epilepsia y los trastornos del movimiento. Actualmente las modalidades quirúrgicas disponibles, si bien son efectivas, generalmente implican un procedimiento quirúrgico invasivo, que puede resultar en lesiones quirúrgicas a tejidos no objetivo. En consecuencia, sería de valor ampliar la gama de enfoques quirúrgicos para incluir una técnica que no sea invasiva y neurotóxica.
Aquí, se presenta un método para producir lesiones neuronales focales en el cerebro de una manera no invasiva. Este enfoque utiliza ultrasonido enfocado de baja intensidad junto con microburbujas intravenosas para abrir transitoria y focalmente la Barrera Hemáncera (BBB). El período de apertura transitoria de BBB se explota entonces para entregar focalmente una neurotoxina administrada sistémicamente a un área cerebral dirigida. El ácido quinolinico de neurotoxina (QA) es normalmente impermeable a BBB, y es bien tolerado cuando se administra por vía intraperitoneal o intravenosa. Sin embargo, Cuando qa gana acceso directo al tejido cerebral, es tóxico para las neuronas. Este método se ha utilizado en ratas y ratones para apuntar a regiones cerebrales específicas. Inmediatamente después de MRgFUS, la apertura exitosa del BBB se confirma utilizando imágenes ponderadas en T1 mejoradas en contraste. Después del procedimiento, las imágenes T2 muestran una lesión restringida a la zona objetivo del cerebro y la pérdida de neuronas en el área objetivo se puede confirmar post mortem utilizando técnicas histológicas. En particular, los animales inyectados con solución salina en lugar de QA demuestran la apertura del BBB, pero punto no exhiben lesión o pérdida neuronal. Este método, llamado Precise Intracerebral Non-invasive Guided Surgery (PING) podría proporcionar un enfoque no invasivo para el tratamiento de trastornos neurológicos asociados con alteraciones en los circuitos neuronales.
Introducción
El propósito de este método es proporcionar un medio para producir lesiones neuronales no invasivas en una región específica del cerebro. La razón para desarrollar este enfoque es desconectar el circuito neuronal contribuyendo a los trastornos neurológicos. Por ejemplo, la cirugía puede ser bastante eficaz en el tratamiento de ciertos trastornos neurológicos médicamente intratables, como la epilepsia farmacorresistente (DRE)1. Sin embargo, cada una de las modalidades quirúrgicas disponibles posee limitaciones en términos de producir daño colateral indeseable al cerebro. La cirugía resectiva tradicional puede ser altamente invasiva con el riesgo de sangrado, infección, coágulos sanguíneos, accidente cerebrovascular, convulsiones, hinchazón del cerebro y daño a los nervios2. Las alternativas a la cirugía resectiva que son mínimamente invasivas o no invasivas incluyen la terapia térmica intersticial láser y la radiocirugía, que también han demostrado ser eficaces para suprimir las convulsiones en DRE. Más recientemente, las lesiones térmicas producidas por ultrasonido focalizado de alta intensidad (HIFU) han demostrado ser prometedoras en la reducción de las convulsiones. HIFU no es invasivo; sin embargo, su ventana de tratamiento actualmente se limita a áreas más centrales del cerebro debido al riesgo de lesión térmica al tejido no objetivo situado en las proximidades del cráneo. A pesar de estas limitaciones, los beneficios de la cirugía a menudo superan los riesgos potenciales. Por ejemplo, aunque la cirugía para la DRE puede producir daño cerebral colateral, sus efectos beneficiosos en la supresión de las convulsiones y la mejora de la calidad de vida suelen prevalecer sobre los riesgos quirúrgicos.
El método descrito en este documento, Precise Intracerebral Non-invasive Guided surgery (PING), fue desarrollado con el propósito de desconectar los circuitos neuronales, al tiempo que limita el daño cerebral colateral. El método utiliza ultrasonido centrado de baja intensidad combinado con inyección intravenosa de microburbujas para abrir el BBB, con el fin de entregar una neurotoxina. Este enfoque no produce lesiones térmicas al cerebro3,4,5,6,7, y el período de apertura BBB puede ser explotado para entregar BBB-compuestos impermeables al parénquima cerebral. La apertura del BBB es transitoria y se puede producir de manera específica mediante la guía por imágenes por resonancia magnética. En nuestros estudios, el período de apertura de BBB se ha utilizado para entregar una neurotoxina circulante a una zona específica del parénquima cerebral en ratas y ratones8,,9. El ácido quinolinico es una neurotoxina bien tolerada cuando se administra por vía intravenosa10,intraarterialmente10, o intraperitonealmente8,9,11. La falta de toxicidad de control de calidad se debe a su escasa permeabilidad del BBB, que se ha informado de que es insignificante10. Por el contrario, la inyección directa de QA en el parénquima cerebral produce lesiones neuronales que evitan los axones vecinos12,,13. Por lo tanto, cuando el control de calidad circulante obtiene acceso al parénquima cerebral en el área objetivo de la apertura de BBB, la muerte neuronal se produce8,,9. El método actual produce así la pérdida neuronal focal de una manera precisa dirigida y no invasiva.
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Protocolo
Todos los métodos descritos aquí han sido aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Virginia.
1. Preparación de reactivos
- El día de la cirugía, prepare 6,0 ml de ácido quinolinico inyectable (QA). Disolver 450 mg de QA en 4,0 ml de 1,0 N NaOH. Añadir 0,6 ml de 10 veces PBS, pH a 7,4, y llevar a un volumen final de 6,0 ml con dH2O. Filtrar a través de filtro de jeringa de 0,22 m. La solución es estable durante 2 semanas a 4oC.
- Preparar una dispersión acuosa de microburbujas en solución salina normal mediante sonicación de sonda de gas descafluorobutano y estabilizar con dspC/PEG stearate monocapa12.
- Tamaño de microburbujas por flotación a gravedad normal. Determinar la concentración y el tamaño de la microburbuja mediante la detección de electrozona mediante el contador Multisizer III. La concentración de microburbujas y la distribución del tamaño deben ser de 6 x10 8/mL y 2 m (diámetro medio de partículas), respectivamente. Las burbujas más grandes se eliminan por exclusión/separación de flotación.
- Alternativamente, compre microburbujas disponibles comercialmente.
2. Preparación de animales
- Aclimatar al animal (rata o ratón) durante 3 días después del parto. Los experimentos descritos aquí utilizaron ratas Sprague-Dawley (5-6 semanas de edad) o ratas de heterotopia estructural interna (tish) telencéfalas (colonia local).
- Casa a los animales bajo una luz de 12 horas: 12 horas de ciclo oscuro.
- Registre los pesos de los animales. Esta información es importante a lo largo del procedimiento.
- Obtenga imágenes de RM ponderadas por T2 el día antes del procedimiento FUS para establecer imágenes de línea base preoperatorias. Utilice los siguientes parámetros para las imágenes T2: tiempo de repetición/tiempo de eco [TR/TE] a 3.000/138 milisegundos, 3 promedios, campo de visión 29 x 45 mm2, tamaño de matriz a 125 x 192, espesor de la rebanada a 0,23 mm.
- Anestfetizar al animal con isoflurano (4% inducción, 2% mantenimiento). Confirme una profundidad adecuada de la anestesia con un pellizco en la dedo del dedo delfín. Aplicar una pomada oftálmica en los ojos.
- Afeitar el cuero cabelludo del animal, y eliminar el cabello restante con crema depilatoria.
- Utilice un catéter de vena de cola para la infusión de microburbujas, agente de contraste y control de calidad. Los catéteres consisten en una longitud de tubo PE10 equipado con una aguja de 30 G x 1/2 pulgada. Deje una jeringa de 1 ml con solución salina heparinizada en línea, que se extraerá y se volverá a unir cuando la línea se utilice para perfusiones.
3. Procedimientos de RMN y PING
- Realice la RMN en una unidad MR de 7 T con una resistencia de gradiente de 600 mT/m/ms(Figura 1 y Figura 2). Realice adquisiciones de RMN utilizando una bobina de superficie incorporada en el sistema FUS.
NOTA: El sistema FUS utilizado para los experimentos consta de tres partes: (i) el sistema de sonicación es un matriz anular preenfocable de 8 elementos compatible con MR, transductor de 1,5 MHz (radio esférico a 20 mm a 2 mm, diámetro activo a 25 mm (número f a 0,8), con una eficiencia eléctrica-acústica del 80%, que está conectado a un generador de matriz por fases y amplificador de potencia de RF; (ii) una etapa de posicionamiento motorizado compatible con RMN para mover el transductor en la dirección anterior-posterior y la dirección medio-lateral; (iii) una estación de trabajo Thermoguide para controlar la entrega de sonicación, incluido el enfoque electrónico a través de la modulación de fase para ajustar la profundidad focal (Figura 2). - Coloque el animal anestesiado en el conjunto de trineo de bobina (Figura 1) del sistema FUS compatible con MR en la posición propensa. Inmovilizar al animal utilizando la barra incisiva y las barras de oreja incorporadas en la cuna del trineo.
- Aplicar gel acústico en el cuero cabelludo humedecido con agua; asegurar que no existan burbujas, colocar la barrera de membrana de la porción del circulador de agua del conjunto del transductor por encima del cráneo del animal, y bajar el conjunto del transductor en la medida de lo posible en una orientación plana paralela relativa a la placa del cráneo. Coloque el diafragma del transductor firmemente contra el cuero cabelludo afeitado del animal directamente sobre la placa del cráneo.
- Coloque un sensor neumático al cuerpo con cinta quirúrgica para controlar la respiración. Coloque el sensor neumático en la caja torácica inferior izquierda.
- Mueva el conjunto del brazo FUS con bobina, trineo y animal a la unidad de RMN 7T(Figura 1).
- Ejecute una secuencia T2-scout para determinar la posición física general del conjunto del transductor en relación con la cabeza del animal, y realice los ajustes mecánicos necesarios(Figura 2). Los parámetros de las imágenes T2 son: tiempo de repetición/tiempo de eco [TR/TE] a 3.000/138 milisegundos, 3 promedios, campo de visión a 29 x 45 mm2, tamaño de matriz a 125 x 192, espesor de la rebanada a 0,23 mm. La termometría normalmente no se utiliza en este protocolo.
- Obtenga imágenes T2 para refinar el posicionamiento del transductor. Con precisión, defina la ubicación del transductor y especifique los puntos focales de sonicación utilizando la función de orientación del software. Los parámetros de las imágenes T2 son: tiempo de repetición/tiempo de eco [TR/TE] a 3.000/138 milisegundos, 3 promedios, campo de visión a 29 x 45 mm2, tamaño de matriz a 125 x 192, espesor de la rebanada a 0,23 mm.
- Justo antes de la sonicación, inyectar 300 l/kg de microburbujas14 a través de la vena de la cola.
- Utilice un transductor de 1,5 MHz para producir sonicaciones (paquete de onda de 30 ms, ciclo de trabajo del 3%, frecuencia de repetición de ráfaga de 1 Hz, duración/sonicación de 240 s.
- Inmediatamente después de la sonicación, inyecte el agente de contraste de gadodiamida a través de la vena de la cola y, a continuación, realice exploraciones de contraste ponderadas por T1 más para confirmar la apertura del BBB y la precisión de la focalización. Los parámetros para la imagen ponderada por T1: TR/TE a 900/12 milisegundos, 2 promedios, campo de visión a 24 x 30 mm2, tamaño de la matriz a 208 x 256, espesor de la rebanada a 0,7 mm. Normalmente, se realiza una sola exploración T1.
- Retire el brazo FUS y el trineo de la RMN, y colóquelo en una almohadilla de calentamiento ajustada a 40 oC, manteniendo al mismo tiempo una anestesia de isoflurano del 2%.
- A partir de 30 minutos después de la sonicación, utilice una bomba de jeringa para infundir QA (75 mg/ml de solución en stock) a través de la vena de cola durante 1 h a una velocidad de 16,8 l/min para lograr una dosis final de 225 mg/kg (p.m. a 1,0 ml de solución salina).
- Una vez completada la perfusión, interrumpa la anestesia, manteniendo al animal en una almohadilla térmica hasta que esté alerta. Colocar al animal en una jaula y hacer controles rutinarios para su actividad cada 15 minutos, durante varias horas después del procedimiento.
- Devolver el animal al vivarium y comprobar cada 6 h para el primer día para la angustia o actividad irregular.
- Un día después de la sonicación, realizar imágenes de RMN ponderadas en T2 para evaluar cualquier daño en el área de sonicación. Los parámetros para la imagen T2: tiempo de repetición/tiempo de eco [TR/TE] a 3.000/138 milisegundos, 3 promedios, campo de visión a 29 x 45 mm2, tamaño de la matriz a 125 x 192, espesor de la rebanada a 0,23 mm. Las imágenes se evalúan en busca de áreas de hiperintensidad para identificar posibles daños/edema tisulares.
4. Análisis post mortem de la pérdida neuronal
- Permita un post-sonicación, período de supervivencia de 4-5 días para evaluar la pérdida neuronal con histoquímica Fluoro-Jade.
- Anestesar profundamente al animal con isoflurano, y eutanasiar a través de perfusión intracardial con tampón de fosfato de 0,1 M (pH 7.4) seguido de 4% de paraformaldehído en tampón de fosfato.
- Retire el cerebro del cráneo y después de arreglar durante 2 días en 4% de paraformaldehído.
- Sumergir el cerebro en 30% sacarosa para crioprotección, y cortar secciones a un espesor de 20-30 m con un criostato.
- Monte secciones de criostato en toboganes gelatinizados y seque al aire durante la noche.
- Rehidratar los toboganes en agua destilada, y luego deshidratar en etanoles de grado ascendente. Después de la deshidratación, rehidratar los portaobjetos en etanoles degradados.
- Transfiera las diapositivas a una solución de 0,06% de permanganato de potasio durante 15 minutos en un agitador orbital.
- Enjuague los portaobjetos durante 1 min en agua destilada y transfiera a una solución del 0,001% de Fluoro-Jade B en un 0,1% de ácido acético. Incubar bajo agitación suave durante 30 min a temperatura ambiente. Enjuague los portaobjetos tres veces durante 1 min en agua destilada.
- Seque las diapositivas en un calentador de diapositivas, equilibre en xilenos durante 3 minutos y cubra con medios de montaje DPX.
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Resultados
Esta sección describe el efecto de PING en las neuronas ubicadas en una displasia neocortical. Las displasias tisulares son una característica común en el cerebro de los pacientes con epilepsia farmacorresistente, y la extirpación quirúrgica de displasias génicas por convulsiones puede proporcionar un excelente control de las convulsiones15. Por lo tanto, definir el efecto de PING en el tejido cerebral displásico es una prioridad importante. Un modelo de rata de displasia cortical genética, la rat...
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Discusión
El método PING está diseñado para producir lesiones neuronales dirigidas no invasivas. El método deriva de una base sólida y creciente de investigación en el campo de la ecografía focalizada3,4,5,6,7. La capacidad de proporcionar acceso focal a áreas específicas del parénquima cerebral a través de la apertura transitoria del BBB ha creado una vía para la entre...
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Los autores reconocen a Rene Jack Roy por su excelente apoyo técnico en el área de la RMN. Este trabajo fue apoyado por los Institutos Nacionales de Salud (R01 NS102194 a KSL y R01 CA217953-01 a MW), el Fondo Chester (KSL) y la Fundación de Ultrasonido Focalizado (KSL y JW).
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 7T-ClinScan Sistema de resonancia magnética | Bruker Biospin, Ettinglen, Alemania | Adquisición de imágenes por resonancia magnética | |
| Gel acústico | litográfico CLEAR | 11-601 | Gel de transmisión acústica de alta viscosidad |
| Medio de montaje DPX | de la microscopía electrónica 13512 | Montaje de vidrio de cubierta a base de resina | |
| Fluoro-Jade B | EDM Millipore | AG310 | Tinción de alta afinidad para Neuronas degeneradas |
| Adsorbente anestésico Fluovac | Harvard Apparatus | 34-0388 | Anestesia orgánica Scavenger |
| FUS System | Image Guided Therapy, Pessac, Francia | LabFUS | MR Sistema de ultrasonido focalizado para pequeños animales |
| compatible con Gadodiamida | GE Healthcare AS, Oslo, Noruega | Omniscan | MR Agente de contraste |
| Heparina | SAGENT NDC2502140010 | Anticoagulante | |
| aguja hipodérmica 30G x 1/2 | Becton-Dickinson | 26027 | Cateterismo de venas de cola |
| Jeringa de insulina 28G1/2 (1ml) | EXEL | 26027 | Administración de inyectables en catéter de venas de cola |
| Atomizador de isofluorano | SurgiVet | VCT302 | Administración de anestesia |
| Isoflurano | Henry Schein | NDC1169567762 | Anestesia |
| KMnO4 | Sigma | 223468 | reactivo utilizado en microburbujas de tinción de fluoro-jade B |
| producidas internamente: A. Klibanov | 305106 | Agente disruptor de la barrera hematoencefálica | |
| Microburbujas (fuente comercial) | Lantheus Medical Imaging, North Billerica, MA | Definity microburbujas | Barrera hematoencefálica Agente disruptor |
| Monitoreo & Sistema de compuerta | Instrumentos para animales pequeños | modelo 1030 | Monitoreo de respiración |
| Multisizer 3 Contador de rejas | Beckman-Coulter, Hialeah, FL | Multisizer 3 | Se utiliza para determinar el tamaño medio de las microburbujas |
| Optixcare EYE LUBE | CLC MEDICA, Ontario, Canadá | 11611 | Protector de córnea-Lubricante |
| Tubo PE10 | 427401 Becton-Dickinson | Componente | |
| Ácido quinolínico | Santa Cruz Biotechnology, Dallas, TX | CAS 89-00-9 | Neurotoxina |
| Ratas Sprague-Dawley | Taconic Biosciences | SD-M | Bomba |
| jeringa | Carnegie Medicin | CMA 100 | Entrega controlada de ácido quinolínico |
| Software Thermoguide | Terapia guiada por imágenes, Pessac, Francia | Thermoguide | Drives Lab FUS System |
| Tish Rats | Colonia interna Rata | ||
| Modelo Veet crema depilatoria | Reckitt Benckiser | Eliminación del vello del cuero cabelludo |
Referencias
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