Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Entrega de agente halogenado en modelo porcino de síndrome de dificultad respiratoria aguda a través de un dispositivo tipo unidad de cuidados intensivos

2.7K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/61644

⸱

24 de septiembre de 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

En este artículo

Resumen

Describimos un modelo de síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) inducido por ácido clorhídrico en lechones que reciben sedación con agentes halogenados, isoflurano y sevoflurano, a través de un dispositivo utilizado para la sedación de cuidados intensivos inhalados. Este modelo se puede utilizar para investigar los mecanismos biológicos de los agentes halogenados en la lesión y reparación pulmonar.

Resumen

El síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) es una causa común de insuficiencia respiratoria hipoxémica y muerte en pacientes en estado crítico, y existe una necesidad urgente de encontrar terapias efectivas. Los estudios preclínicos han demostrado que los agentes halogenados inhalados pueden tener efectos beneficiosos en modelos animales de SDRA. El desarrollo de nuevos dispositivos para administrar agentes halogenados utilizando ventiladores modernos de la unidad de cuidados intensivos (UCI) ha simplificado significativamente la dispensación de agentes halogenados a los pacientes de la UCI. Debido a que investigaciones experimentales y clínicas anteriores sugirieron beneficios potenciales de los volátiles halogenados, como el sevoflurano o el isoflurano, para la lesión epitelial alveolar pulmonar y la inflamación, dos hitos fisiopatológicos del daño alveolar difuso durante el SDRA, diseñamos un modelo animal para comprender los mecanismos de los efectos de los agentes halogenados sobre la lesión y reparación pulmonar. Después de la anestesia general, la intubación traqueal y el inicio de la ventilación mecánica, el SDRA se indujo en lechones a través de la instilación intratraqueal de ácido clorhídrico. Luego, los lechones fueron sedados con sevoflurano o isoflurano inhalado utilizando un dispositivo tipo UCI, y los animales fueron ventilados con ventilación mecánica de protección pulmonar durante un período de 4 h. Durante el período de estudio, se recolectaron muestras de sangre y alveolares para evaluar la oxigenación arterial, la permeabilidad de la membrana alveolar-capilar, el aclaramiento del líquido alveolar y la inflamación pulmonar. Los parámetros de ventilación mecánica también se recopilaron a lo largo del experimento. Aunque este modelo indujo una marcada disminución de la oxigenación arterial con alteración de la permeabilidad alveolar-capilar, es reproducible y se caracteriza por un inicio rápido, buena estabilidad en el tiempo y sin complicaciones fatales.

Hemos desarrollado un modelo de lechón de aspiración ácida que reproduce la mayoría de las características fisiológicas, biológicas y patológicas del SDRA clínico, y será útil para mejorar nuestra comprensión de los posibles efectos protectores pulmonares de los agentes halogenados administrados a través de dispositivos utilizados para la sedación inhalada de la UCI.

Introducción

El síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) es una causa común de insuficiencia respiratoria hipoxémica y muerte en pacientes en estado crítico1. Se caracteriza por lesiones epiteliales y endoteliales alveolares difusas, lo que lleva a un aumento de la permeabilidad y edema pulmonar, alteración del aclaramiento del líquido alveolar (AFC) y empeoramiento de la dificultad respiratoria2. La reabsorción del edema alveolar y la recuperación del SDRA requieren el transporte de líquido epitelial a través de los alvéolos para permanecer intacto, lo que sugiere que una terapia que mejore la AFC podría ser útil3,4. Aunque la ventilación protectora pulmonar y una estrategia restrictiva para la fluidoterapia intravenosa han demostrado ser beneficiosas para mejorar los resultados2,5, todavía se asocian con una alta mortalidad y morbilidad6. Por lo tanto, existe una necesidad urgente de desarrollar terapias efectivas para el síndrome y comprender mejor los mecanismos precisos a través de los cuales tales terapias podrían funcionar.

Los anestésicos halogenados, como el isoflurano o el sevoflurano, se han utilizado ampliamente para la anestesia general en el quirófano. El sevoflurano se asocia con una disminución de la inflamación en los pulmones de los pacientes sometidos a cirugía torácica y con una disminución de las complicaciones pulmonares postoperatorias, como el SDRA7. Resultados similares se han encontrado en un metanálisis de pacientes después de cirugía cardíaca8. Los volátiles halogenados también tienen un efecto broncodilatador9,10 y quizás algunas propiedades que protegen varios órganos, como el corazón8,11 y los riñones12,13,14. Recientemente, ha habido un creciente interés en el uso clínico de anestésicos inhalados como sedantes en la unidad de cuidados intensivos (UCI). Tanto los estudios en animales como en humanos a respaldan los efectos protectores del pretratamiento con agentes halogenados ante la isquemia prolongada del hígado15,el cerebro16,o el corazón11. Los agentes halogenados también tienen ventajas farmacocinéticas y farmacodinámicas potenciales sobre otros agentes intravenosos para la sedación de pacientes críticamente enfermos, incluido un inicio rápido de la acción y una compensación rápida debido a la poca acumulación en los tejidos. Los agentes halogenados inhalados disminuyen los tiempos de intubación en comparación con la sedación intravenosa en pacientes sometidos a cirugía cardíaca17. Diversos estudios a respaldan la seguridad y eficacia de los agentes halogenados en la sedación de pacientes deUCI 18,19,20. En modelos experimentales de SDRA, el sevoflurano inhalado mejora el intercambio gaseoso21,22,reduce el edema alveolar21,22y atenúa tanto la inflamación pulmonar como la sistémica23. El isoflurano también mejora la reparación pulmonar después de una lesión al mantener la integridad de la barrera alveolar-capilar, posiblemente modulando la expresión de una proteína clave de unión estrecha24,25,26. Además, los macrófagos de ratón que fueron cultivados y tratados con isoflurano tuvieron mejores efectos fagocíticos sobre los neutrófilos que los macrófagos que no fueron tratados con isoflurano27.

Sin embargo, las vías y mecanismos biológicos precisos que explican las propiedades protectoras pulmonares de los anestésicos volátiles siguen siendo en gran parte desconocidos hasta la fecha, lo que requiere una mayor investigación18. También se justifican estudios adicionales para investigar los efectos precisos del sevoflurano sobre la lesión pulmonar y para verificar si la evidencia experimental se puede traducir a los pacientes. El primer ensayo de control aleatorizado de nuestro equipo encontró que la administración de sevoflurano inhalado en pacientes con SDRA se asoció con una mejoría de la oxigenación y una disminución de los niveles de citoquinas proinflamatorias y marcadores de lesión epitelial pulmonar, según lo evaluado por los receptores solubles plasmáticos y alveolares para productos finales de glicación avanzada (sRAGE)28 . Como sRAGE ahora se considera como un marcador de lesión celular alveolar tipo 1 y un mediador clave de la inflamación alveolar, estos resultados podrían sugerir algunos efectos beneficiosos del sevoflurano en la lesión epitelial alveolar pulmonar21,29,30.

El uso de agentes halogenados para la sedación inhalada de la UCI ha requerido durante mucho tiempo que se implementen ventiladores de anestesia en quirófanos y vaporizadores de gas en la UCI. Desde entonces, se han desarrollado reflectores anestésicos adecuados para el uso con ventiladores de cuidados críticos modernos para uso específico en laUCI 31. Estos dispositivos cuentan con filtros modificados de intercambio de calor y humedad insertados entre la pieza en Y del circuito respiratorio y el tubo endotraqueal. Permiten la administración de agentes halogenados, siendo el isoflurano y el sevoflurano los más utilizados, y consisten en una varilla evaporadora de polipropileno poroso, en la que se libera un agente líquido, suministrado por una bomba de jeringa específica. El agente halogenado es absorbido durante la espiración por un medio reflectante contenido en el dispositivo y se libera durante la siguiente inspiración, permitiendo la recirculación de aproximadamente el 90% del agente halogenado caducado31,32. Recientemente, se desarrolló una versión miniaturizada del dispositivo con un espacio muerto instrumental de 50 ml, lo que lo hace aún más adecuado para su uso durante la ventilación ultraprotectora en pacientes con SDRA, con volúmenes corrientes que podrían ser tan bajos como 200 ml31. Tal dispositivo miniaturizado nunca ha sido estudiado en un modelo experimental de lechón de SDRA.

Debido a que investigaciones anteriores respaldan los roles prometedores de los volátiles halogenados en la inflamación y lesión alveolar pulmonar durante el SDRA, diseñamos un modelo animal experimental para lograr una comprensión traslacional de los mecanismos de los efectos de los agentes halogenados en la lesión pulmonar y la reparación33,34,35. En este estudio, desarrollamos un modelo de SDRA inducido por ácido clorhídrico (HCl) en lechones en los que se puede administrar sedación inhalada utilizando la versión miniaturizada del dispositivo conservante anestésico, un dispositivo tipo UCI. Este modelo animal grande de SDRA podría usarse para mejorar nuestra comprensión de los posibles efectos protectores pulmonares de los agentes halogenados inhalados.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

El protocolo del estudio fue aprobado por el Comité de Ética Animal del Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche francés (número de aprobación 01505.03) antes de ser registrado en preclinicaltrials.eu(identificador de registro preclínico PCTE0000129). Todos los procedimientos se realizaron en el Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne,Clermont-Ferrand, Francia, de acuerdo con las directrices De Investigación en Animales: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36.

1. Preparación animal y anestesia

  1. Modo lechón
    1. Asegúrese de que el protocolo experimental sea consistente con las pautas para experimentos con animales, incluidos los principios 3R (reemplazo, reducción y refinamiento) y las regulaciones nacionales / internacionales.
    2. Obtener las aprobaciones del comité de ética para el cuidado y uso de animales de experimentación en la institución correspondiente antes de comenzar el protocolo.
    3. Use un lechón Landrace blanco macho (2-4 meses de edad; peso 10-15 kg).
    4. Coloque el lechón en posición supina después de la premedicación con azaperona intramuscular (descrita en 1.2.2).
  2. Inducción de anestesia
    1. Restrinja que los animales tengan comida para pasar la noche mientras permite el libre acceso al agua.
    2. Administrar premedicación ansiolítica al lechón usando azaperona intramuscular (2 mg.kg-1) detrás de la oreja.
    3. Aplique una presión con los dedos sobre los tejidos blandos de la base auricular del lechón para identificar la vena auricular medial y lateral.
    4. Inserte un catéter intravenoso periférico de 22 G en la vena auricular medial o lateral del lechón. Siga con el catéter en un ángulo poco profundo de 45 ° a través de la piel y avance hasta que aparezca sangre a través del catéter.
    5. Inducir anestesia general con propofol intravenoso (3 mg.kg-1) y sufentanilo (0,3 μ g.kg-1)37. Comprobar la profundidad de la anestesia por falta de respuesta al reflejo del pedal.
  3. Intubación traqueal38,39
    1. Prepare el laringoscopio con una hoja de laringoscopio Miller recta de tamaño 4.
    2. Pase el laringoscopio en la cavidad faríngea y deprima la lengua con la hoja del laringoscopio, haciendo visible la epiglotis.
    3. Visualice la abertura de la laringe del lechón antes de la intubación orotraqueal.
    4. Inserte un tubo endotraqueal con puño interno de 6 mm de diámetro.
    5. Infle el manguito del tubo endotraqueal para alcanzar una presión del manguito alrededor de 20–30 cmH2O.
    6. Fije el tubo endotraqueal a la nariz del lechón con cinta quirúrgica de microporos.
    7. Conéctelo al ventilador e inicie la ventilación mecánica siguiendo los ajustes descritos en la sección 3.
  4. Mantenimiento de sedación
    1. Mantener la anestesia con infusión intravenosa continua de propofol (5 mg.kg-1.h-1) antes de la lesión pulmonar inducida por ácido. La infusión de propofol se detendrá cuando se inicien los agentes halogenados.
    2. Añadir una infusión intravenosa continua de remifentanilo (10–20 μ g.kg−1.h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1.min−1) para el tratamiento del dolor.
    3. Añadir infusión intravenosa continua de cisatracurio (0,2 mg.kg-1.h-1) para un bloqueo neuromuscular.
    4. Mantenga la temperatura corporal del lechón a aproximadamente 38 ° C usando mantas calientes.
    5. Monitoree la actividad del electrocardiograma, la saturación periférica de oxígeno (SpO2)y la presión arterial de forma continua utilizando un monitor externo.
  5. Cirugía
    1. Inserte el acceso venoso central mediante una exposición quirúrgica de la vena yugular interna derecha y el método Seldinger para insertar un catéter de 3 lúmenes (7 franceses, 16 cm).
      1. Haga una incisión cutánea en la línea media en el aspecto ventral del cuello, a 2 cm laterales de la tráquea. Use pórceps quirúrgicos para diseccionar los tejidos.
      2. Localizar la vena yugular interna (aproximadamente 1-2 cm de profundidad, lateral a la arteria carótida interna) y, utilizando la aguja (18 G, 6,35 cm), realizar una punción con orientación de dirección craneocaudal.
      3. Con la mano, inserte el alambre guía "J" (0,81 mm de diámetro, 60 cm) a través de la aguja. Retire suavemente la aguja e inserte rápidamente un catéter venoso con tres líneas en la vena yugular interna a lo largo del alambre guía "J". Retire el alambre guía "J" mientras mantiene el catéter venoso en su lugar.
      4. Aspire sangre a través de cada línea del catéter venoso para extraer el aire de las diferentes líneas y enjuague con 5 ml de solución salina (NaCl al 0,9%) para enjuagar las tres líneas.
      5. Sutura la piel con un hilo de sutura no absorbible 3.0 siguiendo el patrón continuo de Lembert y fija el catéter a la piel con una sola puntada y nudos triples en cada perforación lateral del catéter venoso central.
    2. Inserte una línea arterial mediante la exposición quirúrgica de la arteria femoral derecha y utilice el método seldinger para insertar el catéter de termodilución (3–5 french, 20 cm).
      1. Coloque la extremidad anterior derecha del lechón en extensión.
      2. Haga una incisión cutánea en el área de la ingle derecha del lechón. Use fórceps quirúrgicos para diseccionar los tejidos subcutáneos y musculares.
      3. Localizar la arteria femoral derecha palpando el pulso femoral (aproximadamente 3-4 cm de profundidad) y, utilizando la aguja (19 G, 54 mm), realizar una punción con una orientación de dirección caudocranial.
      4. Inserte el cable guía "J" a través de la aguja. Retire suavemente la aguja e inserte rápidamente un catéter arterial en la arteria femoral a lo largo del alambre guía. Retire el alambre guía mientras mantiene el catéter en su lugar.
      5. Retire el aire del catéter arterial y enjuague con solución salina para enjuagar la línea.
      6. Sutura la piel con un hilo de sutura no absorbible 3.0 siguiendo el patrón continuo de Lembert y fija el catéter a la piel con una sola puntada y nudos triples en cada perforación lateral del catéter arterial.
      7. Conecte el catéter en un tubo de línea arterial para permitir la recuperación de muestras de sangre en serie y el monitoreo hemodinámico continuo (presión arterial, índice cardíaco y agua pulmonar extravascular, según el índice del peso corporal) con un dispositivo de monitoreo de gasto cardíaco de contorno de pulso.

2. Lesión pulmonar aguda inducida por ácido

PRECAUCIÓN: Use guantes y gafas durante este paso para evitar cualquier riesgo de contacto del ácido con la piel o los ojos)

  1. Hacer 100 ml de HCl a 0,05 M y pH 1,4.
  2. Usando el punto de referencia anatómico del último segmento del esternón, mida la distancia entre la punta del tubo endotraqueal y la carina del lechón.
  3. Marque esta distancia con una pluma negra en un catéter de succión Ch14.
  4. Inserte el catéter de succión a través del tubo endotraqueal hasta el punto de referencia negro.
  5. Instila suavemente 4 mL.kg-1 (peso corporal) de ácido a través del catéter de succión durante más de 3 min.
  6. Retire el catéter de succión.

3. Ventilación mecánica

  1. Use ventilación controlada por volumen en un ventilador de cuidados intensivos.
  2. Utilice un volumen corriente de 6 mL.kg-1,una presión positiva al final de la espiración (PEEP) de 5 cmH2O y una fracción de oxígeno inspirado (FiO2)del 40%.
  3. Ajuste la frecuencia respiratoria para mantener el dióxido de carbono al final de la marea entre 35 y 45 mmHg.
    NOTA: Con base en estudios previos37,40,41,la lesión pulmonar se considera establecida cuando la relación tensión arterial de oxígeno (PaO2)-FiO 2 disminuye al25% desde el inicio, aproximadamente 1 h después de la instilación de HCl en las vías respiratorias.

4. Anestésicos halogenados

NOTA: Comience la sedación con anestésicos halogenados (sevoflurano o isoflurano) una vez que se logre una lesión pulmonar inducida por ácido. La sedación intravenosa con propofol debe interrumpirse.

  1. Llenado de la jeringa (Figura 1A): Conecte el adaptador de llenado proporcionado por el fabricante a la botella de 250 ml del agente halogenado y una jeringa de 60 ml al adaptador de llenado. Gire la botella boca abajo y llene la jeringa empujando y tirando del émbolo. Gire el frasco en posición vertical y retire la jeringa.
  2. Carroñeros (Figura 1B)
    1. Coloque el filtro de carbón, utilizado para eliminar los gases anestésicos de hidrocarburos halogenados, cerca del ventilador.
    2. Retire la tapa protectora del filtro de carbón.
    3. Conecte el filtro de carbón a la válvula espiratoria del ventilador con un tubo flexible.
  3. Utilice el dispositivo de conservación anestésica (dispositivo utilizado para la sedación inhalada de la UCI) (Figura 1C) como se describe a continuación.
    1. Conecte la línea del secador de membrana de ionómero al puerto de muestreo de gas del dispositivo de conservación anestésica.
    2. Conecte un lado de la línea de muestreo de gas a la línea de secado por membrana de ionómero.
    3. Conecte el otro lado de la línea de muestreo de gas al analizador de gas.
    4. Inserte el dispositivo conservante anestésico entre la pieza en Y del circuito respiratorio y el tubo endotraqueal.
    5. Asegúrese de que el dispositivo conservante anestésico tenga el lado negro hacia arriba y esté inclinado hacia el lechón.
  4. Administrar sedación inhalada a través del dispositivo conservante anestésico(Figura 2).
    1. Coloque la jeringa específica en la bomba de la jeringa.
    2. Conecte la línea del agente anestésico a la jeringa.
    3. Cebar la línea del agente con un bolo de 1,5 mL del agente halogenado.
    4. Adapte la velocidad inicial de la bomba en mL.h-1 (los ajustes iniciales de la velocidad de la bomba de la jeringa de isoflurano y sevoflurano son 3 y 5 ml/ h, respectivamente) al valor de la fracción de sevoflurano expirado objetivo (FEsevo) o la fracción de isoflurano expirado (FEiso), como se muestra en el analizador de gases.
    5. Asegúrese de que el analizador de gases muestre un valor de concentración alveolar mínimo de FEsevo %–FEo equivalente a cero. Si es necesario, dé un bolo adicional de 0,3 ml del agente halogenado.
    6. Adaptar la velocidad de la bomba de jeringa necesaria para alcanzar una cierta concentración en función del volumen minuto y la concentración objetivo, con tasas de 2–7 mL.h-1 y 4–10 mL.h-1 siendo, en general, asociadas con fracciones caducadas de 0.2%–0.7% y 0.5%–1.4% para isoflurano42 y sevoflurano28,43, respectivamente.
    7. Durante el experimento, continúe la administración de los agentes halogenados con objetivos iso FEsevo y FEde 0.8–1.1 y 0.5–0.8, respectivamente.

5. Medidas

  1. Monitorización
    1. Recopile diferentes parámetros según lo medido por el monitor externo: frecuencia cardíaca, presión arterial y saturación periférica de oxígeno.
    2. Registre los parámetros medidos por el ventilador: volumen corriente, frecuencia respiratoria, PEEP establecido, auto-PEEP (aplicando una maniobra de retención espiratoria de 5 s en el ventilador), cumplimiento del sistema respiratorio, resistencia de las vías respiratorias, presión de meseta inspiratoria (mediante la aplicación de una maniobra de retención inspiratoria de 2 s en el ventilador), presión inspiratoria máxima y presión de conducción.
    3. Calcule la capacidad residual funcional pulmonar utilizando el método Nitrogen Wash In/Wash Out si está integrado en el ventilador.
    4. Utilice el indicador térmico previamente insertado en la arteria femoral para medir el volumen de agua extravascular de los pulmones, el índice cardíaco y la resistencia vascular sistémica.
  2. Muestreo de líquido de edema pulmonar sin diluir para medir la tasa neta de AFC.
    1. Inserte un catéter de succión suave de 14 Fr en una posición de cuña en el bronquio distal a través del tubo endotraqueal.
    2. Muestree el líquido del edema en una trampa de succión aplicando una succión suave.
    3. Centrifugar todas las muestras a 240 x g a 4 °C durante 10 min en una centrífuga refrigerada.
    4. Recoge los sobrenadantes.
      NOTA: La concentración total de proteínas en el líquido del edema pulmonar no diluido se mide con un método colorimétrico. Debido a que la tasa de aclaramiento del líquido edemal del espacio alveolar es mucho más rápida que la tasa de eliminación de proteínas, la tasa neta de AFC se calculó como Porcentaje AFC = 100 × [1 - (proteína de edema inicial / proteína total de edema final)] y posteriormente se informó como % / h37. Se recogen muestras de líquido de edema pulmonar sin diluir de los animales al inicio y 4 h después, como se describió anteriormente34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini muestreo de lavado broncoalveolar.
    1. Inserte un catéter de succión suave de 14 Fr en una posición de cuña en un bronquio distal a través del tubo endotraqueal.
    2. Instila 50 ml de una solución de cloruro de sodio al 0,9% en el catéter de succión.
    3. Muestree rápidamente el fluido en una trampa de succión.
    4. Recoger el mini lavado broncoalveolar.
      NOTA: La concentración total de proteínas en mini BAL se mide con un método colorimétrico y, por ejemplo, los niveles de citoquinas proinflamatorias, como TNF-α, IL-6, IL-1β e IL-18, se miden utilizando un método de inmunoensayo multiplex. Las muestras se recogen 4 h después de la lesión pulmonar inducida por ácido.
  4. Análisis de gases en sangre
    1. Recolecte los gasomos sanguíneos arteriales a través de la línea arterial en una jeringa preestablecida de BD de 3 ml con punta BD Luer-Lok al inicio del estudio. Mida inmediatamente PaO2/ FiO2, PaCO2, pH, lactato sérico y creatinina sérica utilizando un analizador de gases en sangre en el punto de atención.
    2. Repita este paso cada hora durante 4 horas después de la instilación ácida.
  5. Muestreo pulmonar
    1. Sacrifique al lechón con una inyección intravenosa de pentobarbital (150 mg.kg-1) al final del experimento (4 h después de una lesión pulmonar inducida por ácido).
    2. Diseccionar y extirpar todo el pulmón. Fijar con alcohol acetified formalina.
    3. Incrustar en parafina y cortar en rodajas a un espesor de 10 μm.
    4. Tinción con hematoxilina y eosina.
      NOTA: La evidencia histológica de lesión pulmonar se puede evaluar utilizando una puntuación estandarizada de lesión histológica50.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

Para este experimento, 25 lechones fueron anestesiados y divididos en dos grupos: 12 lechones en el grupo no tratado (grupo SHAM) y 13 lechones en el grupo lesionado por ácido (grupo HCl). Ningún lechón murió antes del final del experimento. Un análisis bidireccional de medidas repetidas de varianza (RM-ANOVA) indicó un tiempo significativo por interacción grupal (P < 10−4) con un efecto perjudicial del SDRA inducido por HCl sobre PaO2/ FiO2, en comparación con animales simulados sin S...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

Este artículo describe un modelo experimental reproducible de SDRA inducido por la instilación intratraqueal de HCl en lechones para investigar los efectos protectores pulmonares de volátiles halogenados, como el sevoflurano o el isoflurano, administrados utilizando un dispositivo conservante anestésico.

El objetivo principal de este estudio fue desarrollar un modelo experimental de SDRA en el que los agentes volátiles pudieran ser administrados por un dispositivo conservante anestésico, como ...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores desean agradecer al personal del GreD, la Université Clermont Auvergne y el Centre International de Chirurgie Endoscopique (todos en Clermont-Ferrand, Francia).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Intubación traqueal
Tubo endotraqueal de 6 mmCovidien18860
Preparación animal
Catéter venoso central de 3 lúmenes (7 French - 16 cm)ArrowCV-12703
Monitor de gasto cardíaco de contorno de pulso Catéter PiCCO (3-5 francés - 20 cm)CatéterGetinge Pulsion Medical System
Mantas calientes WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
Monitor externo IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
analizador de gases en sangre en el punto de atención Epoc® sistema de análisis de sangreSiemens20093
monitor de gasto cardíaco de contorno de pulso PiCCO Dispositivo PulsioFlex MonitorGetinge Pulsion Sistema médicoPulsioFlex
Ventilación mecánica
Ventilator Engströ m CarestationGeneralElectrics Engströ m
Halogenated Anestésicos
Jeringa AnacondaSedanaMedical26022
Dispositivo conservador de anestésico AnaConDa-SSedanaMedical26050
Filtro de carbón FlurAbsorbSedanaMedical26096
Adaptadores de llenadoSedanaMedical26042
Línea de secado de membranas de ionómero NafionSedanaMedical26053
Products
PropofolMylan66617123
IsofluranoVirbacQN01AB06
CisatracurioMylan
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluranoAbbvieN01AB08
SufentaniloMylan62404996
69252651

Referencias

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31(2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213(2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373(2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208(2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857(2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412(2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227(2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919(2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610(2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59(2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503(2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218(2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18(2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554(2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Explorar más artículos

Ventilador de UCIinstilación de ácido clorhídricoventilación mecánicaadministración de sevofluranoadministración de isofluranoaclaramiento del fluido alveolaranálisis de gases sanguíneos
Entrega de agente halogenado en modelo porcino de síndrome de dificultad respiratoria aguda a través de un dispositivo tipo unidad de cuidados intensivos
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.