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Artículo de método

Criopreservación de ovocitos extraídos de tejido ovárico para optimizar la preservación de la fertilidad en niñas y mujeres prepúberes

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DOI:

10.3791/61777

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23 de octubre de 2020

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1Développement Embryonnaire Précoce Humain et Pluripotence, Univ Montpellier, INSERM 1203, 2Département de Biologie de la Reproduction, Biologie de la Reproduction/DPI et CECOS, CHU Montpellier, Univ Montpellier, 3Centre d'AMP-CECOS, CHU Grenoble-Alpes, Univ Grenoble-Alpes

En este artículo

Resumen

Proponemos un protocolo para la preservación de la fertilidad en niñas prepúberes y mujeres con riesgo de insuficiencia ovárica prematura. Combina la congelación de tejido ovárico y la criopreservación de ovocitos extraídos de tejido ovárico. Esta estrategia mejora la seguridad y optimiza el potencial reproductivo de la preservación de la fertilidad, maximizando la posibilidad de parto.

Resumen

La criopreservación de tejido ovárico humano (OTC) se utiliza cada vez más en todo el mundo para preservar la fertilidad femenina en niñas prepúberes y mujeres con riesgo de insuficiencia ovárica prematura (IOP) en el contexto de tratamientos gonadotóxicos urgentes o cirugía ovárica. La preservación de la fertilidad es un reto porque no existe un consenso sobre el manejo del paciente, las estrategias de preservación de la fertilidad o incluso los protocolos técnicos de laboratorio, lo que implica que cada procedimiento debe adaptarse a las características del perfil del paciente y a su propia relación riesgo-beneficio. Durante la venta libre, los ovocitos maduros/inmaduros pueden aspirarse directamente desde folículos antrales grandes/pequeños dentro de muestras de tejido ovárico y/o ser liberados en medios de cultivo desde folículos en crecimiento durante la disección de tejido ovárico en niñas y mujeres prepúberes. En este manuscrito presentamos un protocolo que combina la congelación de tejido ovárico con la criopreservación de ovocitos maduros/inmaduros recuperados de muestras de tejido ovárico, mejorando el potencial reproductivo de la preservación de la fertilidad. Se describirá la recolección, manipulación y almacenamiento apropiados de tejido ovárico y ovocitos antes, durante y después de la criopreservación. También se discutirá el uso posterior y la seguridad de las muestras de tejido ovárico y ovocitos criopreservados/descongelados, así como el momento óptimo para la maduración in vitro de ovocitos inmaduros. Recomendamos el uso sistemático de este protocolo en la preservación de la fertilidad de niñas y mujeres prepúberes, ya que aumenta todo el potencial reproductivo de la preservación de la fertilidad (es decir, vitrificación de ovocitos además de OTC) y también mejora la seguridad y el uso de la preservación de la fertilidad (es decir, descongelación de ovocitos frente a injerto ovárico), maximizando las posibilidades de parto exitoso para las pacientes con riesgo de IOP.

Introducción

El campo de la preservación de la fertilidad ha crecido en las últimas dos décadas debido al creciente número de pacientes con riesgo de insuficiencia ovárica prematura (IOP)1,2,3. Las opciones médicas disponibles actualmente para preservar la fertilidad son la criopreservación de tejido ovárico (OTC)4, la congelación de ovocitos/embriones después de la estimulación ovárica5, la administración de análogos de GnRH6 o la transposición ovárica7. La venta libre es un gran avance para la preservación de la fertilidad, especialmente en las niñas prepúberes, donde es la única opción disponible actualmente para preservar la fertilidad, y también en mujeres que no pueden retrasar el inicio de su tratamiento gonadotóxico 2,4.

La OTC permite la conservación de un elevado número de folículos primordiales, que se encuentran en el 1 mm externo de la corteza ovárica2. El tejido ovárico congelado/descongelado puede ser utilizado posteriormente por injerto (ortotópico o heterotópico, autólogo o donante) o cultivado in vitro para obtener ovocitos maduros2. Se ha demostrado que el injerto de muestras de tejido ovárico prepuberal congelado-descongelado induce la pubertad 8,9. En las mujeres, los resultados reproductivos después del autoinjerto ortotópico de la corteza ovárica congelada-descongelada son tranquilizadores, con tasas de nacidos vivos que alcanzan el 57,5% después de las concepciones naturales10 y entre el 30% y el 70% después de las concepciones con técnicas de reproducción asistida (TRA)11. Desde el primer nacimiento vivo a partir de un trasplante ortotópico de tejido ovárico humano congelado/descongelado en 200412, esta técnica permitió el nacimiento de al menos 130 niños en todo el mundo2. Las funciones hormonales y reproductivas del tejido del injerto generalmente duran varios años 11,13,14, lo que confirma su funcionalidad a largo plazo.

Sin embargo, el autotrasplante de muestras de tejido ovárico conlleva un riesgo teórico de reintroducción de células malignas viables en algunas pacientes 15,16,17,18, especialmente en las supervivientes de leucemia 19. Hasta la fecha, no se ha reportado ningún caso de transmisión de cáncer a través del injerto de corteza ovárica congelada/descongelada en sobrevivientes de cáncer sanos11, lo que sugiere que la naturaleza fibrosa avascular de la corteza ovárica podría representar un microambiente inhóspito para la diseminación de células malignas. Sin embargo, el injerto de tejido ovárico sigue representando una técnica experimental y desafiante, lo que indica que el uso de ovocitos debe considerarse actualmente como un enfoque más fácil y seguro que el injerto de tejido ovárico para restaurar la fertilidad. Curiosamente, los ovocitos inmaduros podrían recuperarse fácilmente del tejido ovárico durante la venta libre tanto en niñas prepúberes como en mujeres16, lo que sugiere que podría representar una fuente confiable para maximizar el potencial de restauración de la fertilidad, además de la congelación del tejido cortical ovárico. Estos ovocitos podrían aspirarse manualmente ex vivo en el laboratorio de TRA a partir de folículos antrales visibles o aislarse de medios gastados después de la disección de tejido ovárico. Los ovocitos recuperados podrían ser vitrificados directamente en una etapa inmadura o madurar antes de la etapa de vitrificación mediante maduración in vitro (IVM)20,21.

En este manuscrito, proponemos un protocolo que combina la criopreservación de tejido ovárico con el aislamiento y criopreservación de ovocitos maduros (en estadio MII) y/o inmaduros (es decir, ovocitos en estadio de vesícula germinal (GV) y metafase I (MI)) recuperados del tejido ovárico. Este protocolo describe todos los pasos específicos necesarios para maximizar el potencial de preservación de la fertilidad tanto en niñas prepúberes como en mujeres.

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Protocolo

Todas las mujeres (mayores de 18 años), así como todas las niñas menores de edad y sus padres, firmaron un formulario de consentimiento informado para preservar la fertilidad de la paciente en riesgo de POI. Este protocolo se considera como un procedimiento de TRA de rutina en nuestro centro de preservación de la fertilidad. Sigue los lineamientos del comité de ética de investigación humana de nuestra institución.

1. Control de calidad

  1. Incluir mujeres con edad ≤ 38 años, que contengan una concentración circulante de hormona antimulleriana >1 ng/mL y que muestren la presencia de un mayor riesgo de IOP debido al tratamiento gonadotóxico. Excluir a las mujeres elegibles para la vitrificación de ovocitos para el procedimiento de preservación de la fertilidad, a las mujeres con una condición que impide dar un consentimiento plenamente informado o a las mujeres con un alto riesgo de complicaciones por la anestesia o la cirugía.
  2. Confirme la presencia de un consentimiento firmado por el paciente antes de iniciar este procedimiento.
  3. Identifique dos ubicaciones vacantes dentro de dos tanques de almacenamiento de criopreservación distintos. La mitad de los tubos criogénicos/pajuelas se mantendrán en el primer tanque de almacenamiento, mientras que la otra mitad de los tubos criogénicos/pajuelas se mantendrán en el otro tanque para minimizar el riesgo de pérdida total de las muestras en caso de falla del tanque.
  4. Verifique la disponibilidad y funcionalidad de todos los dispositivos médicos requeridos en este protocolo. Para el paso de disección se recomiendan tijeras de disección quirúrgicas estériles con hojas rectas afiladas y puntas finamente afiladas, así como pinzas estériles de tejido atraumático.
  5. Comprobar que se han respetado todas las medidas de control de calidad de todos los productos sanitarios (en particular, la validación y el control rutinario de los procesos de esterilización, la verificación de la caducidad/número de lote y el seguimiento).
  6. Mantenga un ambiente aséptico o estéril durante todo el procedimiento y tome todas las precauciones de seguridad.
  7. Utilice platos, pipetas e instrumentos quirúrgicos diferentes para cada paciente.

2. El día antes de la conservación

  1. Prepare una placa de Petri de FIV estéril de 60 mm que contenga un medio de FIV cubierto con aceite mineral e incube la placa durante la noche a 37 °C en una atmósfera de 5% deO2 y 5% de CO2. Utilice esta placa para recoger los complejos cúmulo-ovocito (COC) que potencialmente se extraerán del tejido (ver sección 7.2).
  2. Prepare una placa de Petri de FIV estéril de 35 mm que contenga medio de FIV e incube la placa durante la noche a 37 °C en una atmósfera de 5% deO2 y 5% de CO2. Utilice esta placa para la etapa de denudación de ovocitos (ver sección 9.1).
  3. Prepare una placa de Petri de FIV estéril de 35 mm que contenga medio de FIV cubierta con aceite mineral e incube la placa durante la noche a 37 °C en una atmósfera de 5% deO2 y 5% de CO2. Utilice esta placa para recoger los ovocitos después de la etapa de denudación (ver sección 9.4).

3. Recolección y transporte de tejido ovárico

  1. Realizar la cirugía laparoscópica bajo anestesia general utilizando un puerto de 10 mm situado en el ombligo y dos puertos de 5 mm, uno situado en el cuadrante inferior izquierdo y otro situado en el derecho.
  2. Realizar una ooforectomía unilateral parcial o completa según la decisión consensuada del oncólogo, del cirujano y del personal médico de la unidad de TRA en función de la reserva ovárica, el tamaño y el aspecto macroscópico de ambos ovarios (Figura 1, A1-B1) y el protocolo gonadotóxico programado. Realice la ooforectomía con tijeras afiladas o una grapa quirúrgica. No utilice ningún dispositivo de disección que pueda inducir lesiones colaterales, eléctricas o térmicas en el tejido ovárico que se va a preservar.
    NOTA: La ooforectomía unilateral completa se realiza generalmente en niñas prepúberes16,22, mientras que la ooforectomía unilateral parcial podría lograrse comúnmente en pacientes adultas con ovarios grandes y/o alta reserva ovárica.

proceso de disección y seccionamiento de ovarios; las imágenes muestran ovario, piezas de SAF, corteza, médula, CL.
Figura 1: Criopreservación de tejido ovárico. Criopreservación de tejido ovárico en una niña prepúberes (A, paciente de 7 años) y en una mujer (B, paciente de 28 años), ambas con leucemia mieloide aguda. (A1–B1) Vista laparoscópica del ovario. (A2–B2–B3) Disección de tejido ovárico. (B4) Tejido ovárico cortical. CL: cuerpo lúteo. SAF: pequeño folículo antral. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

  1. Realice la evacuación del tejido ovárico utilizando una bolsa de extracción de muestras laparoscópica hecha a mano o comercial.
  2. Colocar el tejido ovárico en un tubo estéril que contenga medio de cultivo a 4 °C. El tejido debe estar completamente sumergido en el medio de cultivo.
  3. Transporte inmediatamente el tejido ovárico en una bolsa aislada a 4 °C al laboratorio de reproducción asistida para obtener resultados óptimos.
    NOTA: Si es necesario, el tejido ovárico puede transportarse a temperaturas frías (alrededor de 4 °C) al laboratorio hasta 26 h después de la recolección sin comprometer la calidad del tejido23.

4. Preparación del tejido ovárico

  1. Transfiera el tejido ovárico a una placa de Petri FIV estéril de 90 mm que contenga 20 mL de medio de cultivo preenfriado a 4 °C.
  2. Coloque la placa de Petri que contiene el tejido ovárico en una placa fría (a 4 °C) colocada en un banco limpio de flujo laminar vertical para minimizar el riesgo de contaminación por microorganismos.

5. Aspiración manual de folículos a partir de muestras de tejido ovárico

  1. Aspire los folículos antrales visibles (si están presentes en la superficie del tejido ovárico) con una aguja de jeringa de 21 G conectada a una jeringa desechable de 1 mL.
    NOTA: Este paso puede ser complicado. Una alternativa puede ser abrir suavemente cada folículo antral visible con un bisturí y enjuagar el interior de cada folículo con medios de FIV para liberar suavemente los AOC dentro de los medios de disección.
  2. Enjuague los fluidos foliculares recolectados en una placa de Petri de FIV estéril de 60 mm que contenga 5 mL de medio de cultivo de FIV a temperatura ambiente.
  3. Enjuague la jeringa con 1 mL de medio de cultivo de FIV a temperatura ambiente y enjuague el líquido en la misma placa de Petri de FIV. Repita este paso dos veces.
  4. Identifique y aísle los AOC bajo un microscopio invertido (aumento de 50x a 200x).
  5. Transfiera los AOC sanos con una pipeta a una nueva placa de Petri de FIV estéril de 60 mm que contenga medio de FIV preequilibrado cubierto con aceite a 37 °C en una atmósfera de 5% deO2 y 5% de CO2.
    NOTA: Los AOC sanos contienen un ovocito translúcido. Deseche los AOC atréticos que presenten un ovocito de color marrón.
  6. Almacene la placa de Petri de FIV en la incubadora a 37 °C en una atmósfera de 5% deO2 y 5% deCO2 hasta la etapa de denudación (ver paso 9).

6. Disección de tejido ovárico

  1. Prepare la solución de congelación fresca en un tubo estéril de 50 ml. La solución de congelación contiene 1,5M de dimetilsulfóxido (DMSO) y 10% de albúmina sérica humana en medio de cultivo de FIV. Suavemente vórtice.
    NOTA: Debe prepararse justo antes de su uso.
  2. Cortar el tejido ovárico y extraer la médula tanto como sea posible (Figura 1, B4).
  3. Cortar la corteza ovárica en rodajas de 10 mm x 10 mm x 1 mm o 0,5 mm x 0,5 mm x 1 mm en el caso de ooforectomía unilateral completa o parcial, respectivamente (Figura 1, A2-B2-B3). El corte se realiza con tijeras afiladas quirúrgicas estériles y pinzas atraumáticas.
    NOTA: Una rebanada de tejido ovárico se mantiene intacta con la corteza ovárica y la médula para un análisis histológico adicional (ver paso 8).
  4. Después de la disección, realice dos pasos de lavado (o más, si es necesario) para cada muestra cortical ovárica en 1 mL de medio de cultivo de FIV para eliminar la sangre. Después del lavado, transfiera todas las muestras de tejido a una nueva placa de Petri de 60 mm con medio de cultivo de FIV fresco.
  5. Coloque cada muestra de corteza ovárica en un tubo criogénico que contenga 1 mL de solución congelante.
    NOTA: No es necesario mezclar. El corte de tejido ovárico guardado para un análisis histológico posterior no se criopreserva (ver paso 8).
  6. Mantenga las muestras durante 30 minutos a 4 °C para equilibrarlas con la solución de congelación.
  7. Criopreservar todas las muestras con una técnica de congelación lenta. La velocidad de enfriamiento es de -2 °C/min desde +4 °C hasta -9 °C, -50 °C/min hasta -30 °C; mantener durante 1 min, +4 °C/min hasta -15 °C, -2 °C/min hasta -40 °C; y finalmente -25 °C/min hasta -150 °C utilizando un congelador programable.
  8. Retire los tubos criogénicos inmediatamente y sumérjalos en nitrógeno líquido a -196 °C.
  9. Coloque la mitad de los tubos criogénicos en un primer tanque de almacenamiento de nitrógeno líquido y la otra mitad de los tubos criogénicos en un segundo tanque de nitrógeno líquido.

7. Aislamiento manual del COC de los medios gastados de disección

  1. Identifique los AOC de los medios gastados en la disección bajo un microscopio (aumento de 50x a 200x) (Figura 2).

Etapas de maduración de los ovocitos; Imágenes de microscopía con cúmulos marcados, corona radiata, ovocitos atrésicos.
Figura 2: AOC maduros e inmaduros recuperados del tejido ovárico. AOC maduros (A) e inmaduros (B1-B3,C1-C2) recuperados del tejido ovárico. (A) COC maduro que contiene un ovocito maduro (presencia del primer cuerpo polar, ovocito en etapa Metafase II). (B1) AOC inmaduro sano que contiene un ovocito inmaduro (sin cuerpo polar, ovocito en estadio Metaphase I). (B2–B3) AOC inmaduros sanos que contienen ovocitos inmaduros en etapa vesícula germinal (sin cuerpo polar, ovocitos en etapa profase I). (C1-C2) AOC poco saludables que contienen un ovocito atético de color marrón. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

  1. Transfiera los AOC sanos con una pipeta a una nueva placa de Petri de FIV estéril de 60 mm que contenga medio de FIV preequilibrado cubierto de aceite a 37 °C en una atmósfera de 5% deO2 y 5% de CO2 (ver paso 2.1).
    NOTA: Deseche los AOC atretéticos.
  2. Almacene la placa de Petri de FIV en la incubadora a 37 °C en una atmósfera de 5% deO2 y 5% deCO2 hasta la etapa de denudación (ver paso 9).

8. Análisis histológico del tejido ovárico

  1. Fije el corte restante de tejido ovárico (que contiene tanto la corteza ovárica como la médula) en una solución de formalina al 3% en un banco químico limpio para el examen histológico.
    NOTA: Debe realizarse solo una vez que las muestras corticales se hayan congelado y almacenado con éxito.
    PRECAUCIÓN: La solución de formalina es irritante, corrosiva y tóxica. Este paso debe llevarse a cabo con cuidado y fuera del laboratorio de FIV.
  2. Prescribir un análisis histológico completo de esta muestra de tejido ovárico con una evaluación de la posible presencia de células malignas, así como una descripción del número y tipo de folículos ováricos (es decir, folículos primordiales, primarios, secundarios y antrales, respectivamente).

9. Denudación y selección de ovocitos

  1. Realizar la denudación de ovocitos. Exponga brevemente los AOC a la solución de hialuronidasa (80 UI/ml o concentración final de 0,1 mg/ml) con un pipeteo suave (aspiración repetida y expulsión de los AOC en la solución de denudación) utilizando una punta de pipeta de gran diámetro (volumen 0,1-20 μL, longitud: 40,5 mm, diámetro del cono de trabajo: 6 mm, diámetro de la abertura: 0,36 mm) durante 30 s, seguido inmediatamente de dos pasos de lavado en un medio preequilibrado cubierto con aceite mineral para eliminar el exceso de enzima (ver paso 2.1).
  2. Optimice la eliminación de células cúmulos y corona radiata mediante un pipeteo suave con una punta de pipeta de 150 μm en un medio de FIV preequilibrado (consulte el paso 2.1).
  3. Realice un paso de selección de ovocitos sanos utilizando un microscopio invertido (aumento de 200x-400x). La etapa de maduración de los ovocitos sanos podría ser ovocitos en etapa GV, MI o MII (Figura 3). Los ovocitos sanos tienen las siguientes características morfológicas: un citoplasma intacto y redondo, un tamaño entre 100 y 150 μm y un color pálido.
    NOTA: Deseche los ovocitos atéticos y enfermos (Figura 3, D1–D3).

Imágenes microscópicas de las etapas de maduración de los ovocitos; vesícula germinal (GV) identificada en algunas células.
Figura 3: Ovocitos maduros e inmaduros recuperados de tejido ovárico. (A) Ovocitos maduros (Ovocito en estadio metafase II: presencia del primer cuerpo polar (PB, flecha), sin núcleo visible), (B1-B2) Ovocitos inmaduros (Ovocito en estadio metafase I: sin cuerpo polar, sin núcleo visible), (C1-C3) Ovocitos inmaduros (ovocitos en estadio vesícula germinal (VG): sin cuerpo polar, presencia de un gran halo con nucleolos dentro del citoplasma (flecha)). En C1, los ovocitos en estado vesícula germinal muestran un tamaño heterogéneo. (D1–D3) Ovocitos atréticos. PB: cuerpo polar. GV: Vesícula germinal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

  1. Incubar ovocitos sanos dentro de la incubadora a 37 °C, 5% deO2 y 5% deCO2 hasta la etapa de vitrificación (ver paso 2.1).

10. Vitrificación de ovocitos

  1. Confirme la identificación del paciente/muestra.
  2. Realice un nuevo paso de selección de ovocitos sanos utilizando un microscopio invertido (aumento de 200x-400x).
    NOTA: Deseche los ovocitos atéticos y enfermos.
  3. Tome una imagen de cada ovocito sano con un microscopio invertido justo antes de la etapa de vitrificación. Fíjate en la etapa de maduración de cada ovocito.
    NOTA: Adjuntar todos estos datos (imagen, tamaño, etapa de maduración) en la ficha del paciente.
  4. Utilice diferentes números de identificación por pajuela para diferenciarlos si criopreservan más de una pajuela por paciente.
  5. Criopreservar uno o dos ovocitos por pajuela de parto.
    NOTA: Los ovocitos viables maduros e inmaduros deben criopreservarse por separado. Cuando se criopreservan dos ovocitos juntos en la misma pajuela , se recomienda seleccionar ovocitos con características morfológicas similares.
  6. Criopreservar ovocitos sanos utilizando un kit de vitrificación de acuerdo con las instrucciones del fabricante (ver Tabla de Materiales).
  7. Cargue los ovocitos criopreservados en un dispositivo adecuado para el crioalmacenamiento en nitrógeno líquido de acuerdo con las instrucciones del fabricante (ver Tabla de Materiales).
  8. Coloque la mitad de las pajitas en un primer tanque de almacenamiento de nitrógeno líquido y la otra mitad de las pajitas en un segundo tanque de nitrógeno líquido.

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Resultados

Entre 2007 y 2020 se han realizado un total de 81 OTC de 81 pacientes, incluidas 43 niñas prepúberes y 38 mujeres. La edad media de las pacientes (niñas prepúberes y mujeres) fue de 14,21 ± 9,61 años (media ± error estándar). El paciente más joven tenía 5 meses de edad y el mayor 33,6 años (Tabla 1). La edad media de las niñas y mujeres prepúberes fue de 6,84 ± 4,81 años (min-max: 0,5-15,1) y de 22,76 ± 5,92 años (min-max: 14,2-33,6), respectivamente (Mann-Whitney, p = 3,37 x 10-10).

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Discusión

El presente manuscrito proporciona un protocolo que combina la congelación de tejido ovárico y la criopreservación de ovocitos extraídos de tejido ovárico, lo que aumenta el potencial de fertilidad en niñas prepúberes y mujeres con riesgo de IOP. Recomendamos encarecidamente realizar este protocolo antes del inicio de cualquier terapia gonadotóxica para optimizar la cantidad (es decir, el número de ovocitos viables) así como la calidad (es decir, la integridad del ADN y la competencia de...

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Divulgaciones

Ninguno de los autores tiene intereses contrapuestos.

Agradecimientos

Agradecemos a todos los miembros de nuestros centros implicados en la actividad de preservación de la fertilidad (Ginecólogos, Biólogos, Oncólogos y Anatomopatólogos). El estudio se llevó a cabo como parte de los procedimientos de rutina para la preservación de la fertilidad. No se recibió financiación.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Jeringa desechable de 1 mlCDD 1323101/7002655Otros materiales y tamaños también pueden ser adecuados
Aguja de jeringa de calibre 21MerckZ192481Otros materiales y tamaños también pueden ser adecuados
Placa de Petri FIV de 35 mmNunc150255Otros materiales y tamaños también pueden ser adecuados
Placa de Petri FIV de 60 mmNunc150270Otros materiales y tamaños también pueden ser adecuado
placa de Petri FIV de 90 mmNunc150360Otros materiales y tamaños también pueden ser adecuados
Pinzas atraumáticasMedlanePI 299 04Otros materiales y tamaños también pueden ser adecuados
Cultivo único continuo completo con HSAIrvine Scientific90165Medio de cultivo de FIV para la recolección de líquido folicular, incubación de AOC, denudación de ovocitos e incubación de ovocitos hasta la etapa de vitrificación.
CryotubeThermo Scientific368632Otros productos también pueden ser adecuados
Dimetilsulfóxido (DMSO)MILTENYI BIOTEC SAS170-076-303CryoMACS DMSO 10 (EP)
GT40Air Liquide1,13,517Tanque de almacenamiento
HSV Pajita de vitrificación de alta seguridadIrvine Scientific25251Pajuelas de vitrificación Albúmina
sérica humanaVitrolife10064Otros productos también pueden ser adecuados
Medio Leibovitz L15EurobioCM1L15000UMedio de cultivo para la recolección, transporte y disección de tejido ovárico
Medio Leibovitz L15EurobioCM1L15000UMedio de cultivo para solución de congelación
Mars-IVF Estación de trabajo Clase II/L126 FIV DualCooperSurgicalWM1500/6-133-911-121 Estación detrabajo
Congelador programablePlanner KRYO 500Kryo 560-16Otros equipos también pueden ser adecuados
Tijeras con hojas rectas afiladas y puntas finamente afiladasMedlaneCI 034 03Otros materiales y tamaños también pueden ser adecuados
DecapanteCooperSurgicalMXL3-STR-CGROtros productos también pueden ser adecuados
Puntas (150µ m) para StripperCooperSurgicalMXL3-150Otros productos también pueden ser adecuados
Kit de vitrificaciónIrvine Scientific90133Los protocolos están disponibles en http://www.irvinesci.com/products/90133-so-vitrification-freeze-solutions. Otros productos también pueden ser adecuados

Referencias

  1. Ataman, L. M., et al. Creating a global community of practice for oncofertility. Journal of Global Oncology. 2 (2), 83-96 (2016).
  2. Rivas Leonel, E. C., Lucci, C. M., Amorim, C. A. Cryopreservation of human ovarian tissue: a review. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 46 (3), 173-181 (2019).
  3. Chae-Kim, J. J., Gavrilova-Jordan, L. Premature ovarian insufficiency: procreative management and preventive strategies. Biomedicines. 7 (1), (2018).
  4. Anderson, R. A., Wallace, W. H. B., Telfer, E. E. Ovarian tissue cryopreservation for fertility preservation: clinical and research perspectives. Human Reproduction Open. 2017 (1), (2017).
  5. Donnez, J., Dolmans, M. M. Fertility preservation in women. The New England Journal of Medicine. 377 (17), 1657-1665 (2017).
  6. Lambertini, M., et al. Ovarian suppression using luteinizing hormone-releasing hormone agonists during chemotherapy to preserve ovarian function and fertility of breast cancer patients: a meta-analysis of randomized studies. Annals of Oncology. 26 (12), 2408-2419 (2015).
  7. Gubbala, K., et al. Outcomes of ovarian transposition in gynaecological cancers; a systematic review and meta-analysis. Journal of Ovarian Research. 7, 69(2014).
  8. Poirot, C., et al. Induction of puberty by autograft of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 379 (9815), 588(2012).
  9. Ernst, E., Kjaersgaard, M., Birkebaek, N. H., Clausen, N., Andersen, C. Y. Case report: stimulation of puberty in a girl with chemo- and radiation therapy induced ovarian failure by transplantation of a small part of her frozen/thawed ovarian tissue. European Journal of Cancer. 49 (4), 911-914 (2013).
  10. Pacheco, F., Oktay, K. Current success and efficiency of autologous ovarian transplantation: a meta-analysis. Reproductive Sciences. 24 (8), 1111-1120 (2017).
  11. Silber, S., Kagawa, N., Kuwayama, M., Gosden, R. Duration of fertility after fresh and frozen ovary transplantation. Fertility and Sterility. 94 (6), 2191-2196 (2010).
  12. Donnez, J., et al. Livebirth after orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 364 (9443), 1405-1410 (2004).
  13. Donnez, J., et al. Restoration of ovarian activity and pregnancy after transplantation of cryopreserved ovarian tissue: a review of 60 cases of reimplantation. Fertility and Sterility. 99 (6), 1503-1513 (2013).
  14. Jensen, A. K., et al. Outcomes of transplantations of cryopreserved ovarian tissue to 41 women in Denmark. Human Reproduction. 30 (12), 2838-2845 (2015).
  15. Abir, R., et al. Occasional involvement of the ovary in Ewing sarcoma. Human Reproduction. 25 (7), 1708-1712 (2010).
  16. Abir, R., et al. Cryopreservation of in vitro matured oocytes in addition to ovarian tissue freezing for fertility preservation in paediatric female cancer patients before and after cancer therapy. Human Reproduction. 31 (4), 750-762 (2016).
  17. Abir, R., et al. Ovarian minimal residual disease in chronic myeloid leukaemia. Reproductive BioMedicine Online. 28 (2), 255-260 (2014).
  18. Dolmans, M. M., Luyckx, V., Donnez, J., Andersen, C. Y., Greve, T. Risk of transferring malignant cells with transplanted frozen-thawed ovarian tissue. Fertility and Sterility. 99 (6), 1514-1522 (2013).
  19. Soares, M., et al. Eliminating malignant cells from cryopreserved ovarian tissue is possible in leukaemia patients. The British Journal of Haematology. 178 (2), 231-239 (2017).
  20. Son, W. Y., Henderson, S., Cohen, Y., Dahan, M., Buckett, W. Immature oocyte for fertility preservation. Frontiers in Endocrinology. 10, 464(2019).
  21. Yang, Z. Y., Chian, R. C. Development of in vitro maturation techniques for clinical applications. Fertility and Sterility. 108 (4), 577-584 (2017).
  22. Imbert, R., et al. Safety and usefulness of cryopreservation of ovarian tissue to preserve fertility: a 12-year retrospective analysis. Human Reproduction. 29 (9), 1931-1940 (2014).
  23. Duncan, F. E., et al. Ovarian tissue transport to expand access to fertility preservation: from animals to clinical practice. Reproduction. 152 (6), 201-210 (2016).
  24. Abir, R., et al. Selection of patients before and after anticancer treatment for ovarian cryopreservation. Human Reproduction. 23 (4), 869-877 (2008).
  25. Yasui, T., et al. Factors associated with premature ovarian failure, early menopause and earlier onset of menopause in Japanese women. Maturitas. 72 (3), 249-255 (2012).
  26. Cobo, A., Diaz, C. Clinical application of oocyte vitrification: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Fertility and Sterility. 96 (2), 277-285 (2011).
  27. Mohsenzadeh, M., Salehi-Abargouei, A., Tabibnejad, N., Karimi-Zarchi, M., Khalili, M. A. Effect of vitrification on human oocyte maturation rate during in vitro maturation procedure: A systematic review and meta-analysis. Cryobiology. 83, 84-89 (2018).
  28. Anderson, R. A., McLaughlin, M., Wallace, W. H., Albertini, D. F., Telfer, E. E. The immature human ovary shows loss of abnormal follicles and increasing follicle developmental competence through childhood and adolescence. Human Reproduction. 29 (1), 97-106 (2014).
  29. Revel, A., et al. At what age can human oocytes be obtained. Fertility and Sterility. 92 (2), 458-463 (2009).
  30. Margulis, S., et al. morphogenetic protein 15 expression in human ovaries from fetuses, girls, and women. Fertility and Sterility. 92 (5), 1666-1673 (2009).
  31. Kedem, A., et al. Alginate scaffold for organ culture of cryopreserved-thawed human ovarian cortical follicles. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 28 (9), 761-769 (2011).
  32. Lerer-Serfaty, G., et al. Attempted application of bioengineered/biosynthetic supporting matrices with phosphatidylinositol-trisphosphate-enhancing substances to organ culture of human primordial follicles. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 30 (10), 1279-1288 (2013).
  33. Ben-Haroush, A., Sapir, O., Fisch, B. Aspiration of immature oocytes during cesarean section for fertility preservation and future surrogacy. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 203 (1), 12-14 (2010).
  34. Farhi, J., Sapir, O., Maman, M., Fisch, B., Ben-Haroush, A. Novel protocol for scheduling oocyte retrieval in IVM cycles in PCOS patients: a case series. Reproductive BioMedicine Online. 23 (6), 765-768 (2011).
  35. Segers, I., et al. In vitro maturation (IVM) of oocytes recovered from ovariectomy specimens in the laboratory: a promising "ex vivo" method of oocyte cryopreservation resulting in the first report of an ongoing pregnancy in Europe. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1221-1231 (2015).
  36. Ellenbogen, A., Shavit, T., Shalom-Paz, E. IVM results are comparable and may have advantages over standard IVF. Facts, Views & Vision in ObGyn. 6 (2), 77-80 (2014).

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