Describimos una técnica de intubación endotraqueal en conejos recién nacidos después del cateterismo esofágico con un tubo gástrico.
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Artículo de método
Intubación endotraqueal ciega en conejos neonatales
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Resumen
Resumen
El conejo recién nacido es un modelo animal útil para diversas patologías y procedimientos. El manejo de las vías respiratorias del conejo es complejo debido a sus características anatómicas, lo que se complica aún más en el caso del recién nacido. De los diferentes métodos de gestión avanzada de las vías respiratorias, la intubación endotraqueal es menos agresiva que la traqueotomía, y es más factible que la gestión supraglotética dada la falta de dispositivos supraglotticos de un tamaño tan pequeño. Como la visualización directa de glottis es muy difícil en animales de este tamaño, este modelo de intubación ciega se presenta como una alternativa eficaz, especialmente para experimentos que requieren anestesia prolongada. Usando este método, realizamos intubaciones ciegas con una tasa de éxito del 90%.
Introducción
La peculiar anatomía del sistema respiratorio del conejo complica la intubación endotraqueal. La cavidad oral es profunda y estrecha con un rango limitado de apertura de la boca y una lengua relativamente grande, lo que dificulta la visualización directa de la laringe incluso con el uso de un laringoscopio1,2. Además, la intubación del conejo recién nacido, que es 10-20 veces más pequeño que el adulto, es aún más un procedimiento desafiante. Además de estas características anatómicas, los conejos son propensos al laringopasmo secundario a la manipulación de las vías respiratorias.
En la literatura se han descrito varias técnicas de intubación, como intubación traqueal del laringoscopio, intubación ciega, intubación del otoscopio, intubación retrógrada, intubación endoscopio, traqueostomía y ventilación de dispositivos supraglotticos3,4,5,6,7,8,9. Todas estas técnicas se han llevado a cabo con éxito en conejos adultos; sin embargo, hay pocas publicaciones sobre el manejo avanzado de las vías respiratorias en el conejo recién nacido10. Un estudio describe la realización de traqueotomías en animales de esta edad para evaluar la mecánica respiratoria y los volúmenes pulmonares, aunque se trata de una técnica agresiva e irreversible11. Este método para la intubación endotraqueal ha demostrado ser un método eficaz y de bajo costo de manejo de las vías respiratorias en conejos recién nacidos.
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Protocolo
El procedimiento de intubación descrito a continuación fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Barcelona (CEEA 180/19)
1. Preparación experimental
- Obtenga los siguientes materiales: tubo endotraqueal de cloruro de polivinilo (PVC) de 2 mm de diámetro, tubo de alimentación de poliuretano francés (Fr), fórceps de disección de punta plana y ancha y lubricante estéril(Figura 1).
- Durante los procesos de intubación y cirugía, mantenga condiciones estériles.
2. Anestesia
- Anestesiar al animal con 5 mg/kg de xilazina y 25 mg/kg de ketamina aplicadas conjuntamente por vía intramuscular en los vastos laterales del cuádriceps femoral. También se pueden utilizar agonistas alfa-2 como la dexmedetomidina en lugar de xilazina.
- Espere de 3 a 5 minutos para que el medicamento entre en vigor.
- Readminister la misma dosis hasta que se logra anestesia profunda (pedal negativo, reflejos palpebral y corneal). Idealmente, el conejo mantendrá la respiración espontánea hasta la intubación.
3. Intubación endotraqueal
- Coloque el conejo sobre una manta térmica a 37 °C. Coloque al animal en recumbencia dorsal con la cabeza en hiperextensión. Alinee la cabeza lo más recta y media posible. Un rollo de cuatro centímetros hecho de gasa estéril colocada en la región dorsal del cuello puede ser útil para lograr al menos 45° de extensión (Figura 2).
- Utilice fórceps de disección planas y anchas para abrir la cavidad oral de aproximadamente un centímetro de ancho. Usa fórceps con un extremo contundente y ancho para evitar traumatismo bucales.
- Mida la distancia entre la boca y la región del estómago (primera costilla). Introduzca un tubo gástrico de poliuretano lubricado de 6 francés (Fr) en la marca premedida (Figura 3-4).
- Mueva el tubo de alimentación hacia la izquierda y fije con cinta adhesiva al campo quirúrgico.
- Introduzca el tubo endotraqueal de PVC de 2 mm de diámetro, cubierto con lubricante estéril a la marca de 3 cm.
- Si hay alguna dificultad para avanzar el tubo, muévalo completamente y vuelva a colocarlo hasta que se logre un deslizamiento suave. El riesgo de traumatismo en la laringe y epiglottis es significativo con múltiples intentos de intubación. Fijar el tubo con cinta adhesiva al campo quirúrgico (Figura 5-6).
- Conecte el tubo endotraqueal al respirador con los siguientes ajustes: Volumen de marea - 10 mL/kg; frecuencia respiratoria: 40 respiraciones/min; FiO2 100%, PEEP 6.
- Confirme la posición correcta del tubo mediante la detección de CO2 en aire exhalado (ETCO2),visualización directa de la expansión torácica y empañamiento del tubo. La monitorización del animal por oximetría de pulso y auscultación pulmonar también puede ser útil(Figura 7).
- Al final del experimento, utilice un protocolo estandarizado de eutanasia que consiste en la administración intravenosa de pentobarbital 120-240 mg/kg. Repita las dosis hasta que se logre el cese de la respiración, la ausencia de reflejos y la austole.
NOTA: En los experimentos quirúrgicos, el animal está vivo durante el proceso de ventilación y finalmente es eutanasiado.
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Resultados
En el laboratorio, esta técnica es llevada a cabo por personal médico con experiencia en experimentación con conejos neozelandeses y experiencia en gestión pediátrica de vías respiratorias. El procedimiento ha sido realizado por un investigador de cada 10 animales con una tasa de éxito global del 90%. Anteriormente, otro investigador había practicado la optimización tanto de la posición del animal como de la longitud correcta de fijación del tubo. Ninguno de los animales fue intubado en e...
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Discusión
Los conejos son ampliamente utilizados en la experimentación con animales debido a su disponibilidad, alta tasa de reproducción con tiempos intergeneracionales cortos y fácil manejo2. En nuestro centro, utilizamos conejos neozelandeses de 5-7 días de edad(Oryctolagus cuniculus)como modelo neonatal para estudiar las repercusiones neurológicas de la cirugía extracorpórea en el cerebro en desarrollo. Como resultado, utilizamos procedimientos que requieren anestesia profunda y debemos usar in...
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Este trabajo fue apoyado por subvenciones del Instituto de Salud Carlos III [PFIS2017-0224], "Beca Ruza" de la Sociedad Española de Cuidados Intensivos Pediátricos y del Programa de Becas Médicas Vanderbilt.
Los patrocinadores no participaron en la recopilación, análisis o interpretación de los datos.
Queremos agradecer a Isabel Salas la ayuda prestada dentro del laboratorio de animales y al Sr. Carles Fábrega y a la Sra. Gemma Fernández-Asensio del Equipo Técnico Audiovisual del Hospital Sant Joan de Déu por su apoyo técnico con la grabación y producción de vídeo.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Tubo endotraqueal de cloruro de polivinilo (PVC) de 2 mm de diámetro | Vygon | 520.20 | |
| 6 Tubo de alimentación de poliuretano francés | Vygon | 310.06 | |
| Anestesia (ketamina y xilacina) | |||
| Monitor multiparamétrico Intellivue MP5 | Phillips | ||
| Pinza de disección de punta lisa y ancha | LensforVision | AK005 | |
| Lubricante estéril (Silkospray) | Rush | ||
| Ventilator Servo 900c | Maquet |
Referencias
- Gilroy, B. A. Endotracheal intubation of rabbits and rodents. Journal of the American Veterinary Medical Association. 179 (11), 1295(1981).
- Graham, J. Common procedures in rabbits. The Veterinary Clinics of North America. Exotic Animal Practice. 9 (2), 367-388 (2006).
- Fick, T. E., Schalm, S. W. A simple technique for endotracheal intubation in rabbits. Laboratory Animals. 21 (3), 265-266 (1987).
- Conlon, K. C., et al. Atraumatic endotracheal intubation in small rabbits. Laboratory Animal Science. 40 (2), 221-222 (1990).
- Johnson, D. H. Endoscopic intubation of exotic companion mammals. The Veterinary Clinics of North America. Exotic Animal Practice. 13 (2), 273-289 (2010).
- Falcão, S. C., et al. Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization. Acta Cirurgica Brasileira. 26 (5), 352-356 (2011).
- Miura, H., et al. Endotracheal intubation in rabbits. The Japanese Journal of Veterinary Anesthesiology. 19 (1), 25-29 (2012).
- Thompson, K. L., et al. Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter. Journal of Visualized Experiments. (129), (2017).
- Comolli, J., et al. Comparison of endoscopic endotracheal intubation and the v-gel supraglottic airway device for spontaneously ventilating New Zealand white rabbits undergoing ovariohysterectomy. Veterinary Record. , 1-8 (2020).
- Hua, S., et al. Effects of different ventilation strategies on lung injury in newborn rabbits. Pediatric Pulmonology. 47 (11), 1103-1112 (2012).
- Kitchen, M. J., et al. The role of lung inflation and sodium transport in airway liquid clearance during lung aeration in newborn rabbits. Pediatric Research. 73 (4-1), 443-449 (2012).
- Boon, M. S., et al. Tubeless tracheotomy for survival airway surgery in the leporine model. The Laryngoscope. 125 (3), 680-684 (2015).
- Dion, G. R., et al. Morbidity and mortality associated with preclinical tracheostomy models. The Laryngoscope. 128 (2), 68-71 (2018).
- Phaneuf, L. R., et al. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 45 (6), 67-72 (2006).
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Reimpresiones y permisos
