Artículo de método

Esferoides cardíacos como tejidos cardíacos bioingeniería in vitro para estudiar la fisiopatología cardíaca humana

9.8K vistas

⸱

DOI:

10.3791/61962

⸱

23 de enero de 2021

 , 
1University of Newcastle, 2University of Sydney, 3Kolling Institute of Medical Research, Royal North Shore Hospital, 4University of Technology, Sydney

En este artículo

Resumen

Este protocolo tiene como objetivo fabricar esferoides cardíacos 3D (CS) mediante el co-cultivo de células en gotas colgantes. Los CS incrustados en colágeno se tratan con doxorubicina (DOX, un agente cardiotóxico) a concentraciones fisiológicas para modelar la insuficiencia cardíaca. Las pruebas in vitro con CS tratadas con DOX se pueden utilizar para identificar nuevas terapias para pacientes con insuficiencia cardíaca.

Resumen

A pesar de varios avances en la ingeniería de tejidos cardíacos, uno de los principales desafíos a superar sigue siendo la generación de una red vascular totalmente funcional que comprende varios niveles de complejidad para proporcionar oxígeno y nutrientes dentro de los tejidos cardíacos bioingenieros. Nuestro laboratorio ha desarrollado un modelo in vitro tridimensional del corazón humano, conocido como el "esferoide cardíaco" o "CS". Esto presenta características bioquímicas, fisiológicas y farmacológicas típicas del corazón humano y se genera mediante el co-cultivo de sus tres tipos de células principales, tales como miocitos cardíacos, células endoteliales y fibroblastos. Los cardiomiocitos derivados de células madre pluripotentes inducidas por humanos (hiPSC-CMs o iCM) se co-cultivan en proporciones que se aproximan a las que se encuentran in vivo con fibroblastos cardíacos humanos (HCF) y células endoteliales de arterias coronarias humanas (HCAEC) en placas de cultivo de gota colgante durante tres a cuatro días. El análisis confocal de las CCS manchadas con anticuerpos contra la troponina T, CD31 y vimentina cardíaca (marcadores para miocitos cardíacos, células endoteliales y fibroblastos, respectivamente) muestra que las CS presentan una compleja red celular endotelial, que se asemeja a la nativa que se encuentra en el corazón humano. Esto se confirma mediante el análisis de renderizado 3D de estas imágenes confocales. Las CS también presentan proteínas de matriz extracelular (ECM) típicas del corazón humano, como colágeno tipo IV, laminin y fibronectina. Por último, las CS presentan una actividad contráctil medida como contractilidad sincitial más cercana a la típica del corazón humano en comparación con las CS que contienen solo iCM. Cuando se trata con un agente cardiotóxico contra el cáncer, como la doxorubicina (DOX, utilizado para tratar la leucemia, el linfoma y el cáncer de mama), la viabilidad de los CS tratados con DOX se reduce significativamente a 10 M de inhibición genética y química de óxido nítrico endotelial sintasa, un objetivo aguas abajo de DOX en HCF y HCAEC, redujo su toxicidad en las EC. Dadas estas características únicas, los CS se utilizan actualmente como modelos in vitro para estudiar la bioquímica cardíaca, la fisiopatología y la farmacología.

Introducción

El corazón humano tiene una capacidad regenerativa limitada, mientras que las enfermedades cardiovasculares (ECV) siguen siendo la principal causa de muerte en todo el mundo a pesar de los recientes avances en la ingeniería de tejidos y las tecnologías de células madre1. La necesidad de nuevas terapias, incluidos los enfoques moleculares y celulares, para reparar un corazón dañado o para evitar que un corazón falle es una de las principales necesidades clínicas actuales para los pacientes que sufren de enfermedades cardíacas2,3,4. El objetivo principal de la ingeniería de tejidos cardíacos es fabricar un tejido cardíaco tridimensional (3D) que presenta características moleculares, celulares y extracelulares típicas de un corazón humano, incluyendo su red vascular y la función contráctil fisiológica contráctil4,5,6.

Con el fin de bioingeniería y fabricar un tejido cardíaco humano funcional que imita el corazón humano para aplicaciones in vitro e in vivo, se han investigado varios enfoques incluyendo tejidos cardíacos de ingeniería (EHT), láminas celulares y cultivos esferoides7,8. Sin embargo, estos tejidos fallan en la recapitulación del microambiente 3D óptimo típico del corazón humano y su uso potencial para pacientes con ECV no puede traducirse directamente desde el banco a la cabecera7. Esto se debe a que no recapitulan la compleja biología, morfología y fisiología de los tejidos cardíacos in vivo9. Uno de los principales desafíos en la ingeniería de tejidos cardíacos incluye el desarrollo de una red vascular jerárquica dentro del tejido cardíaco bioingeniero, ya que cualquier tejido de más de 200 m de diámetro desarrolla la muerte celular a mediados de2,10. Una red vascular correctamente formada en un tejido cardíaco humano desempeña un papel importante en el suministro de sangre, oxígeno y nutrientes a las células cardíacas11. Durante el desarrollo embrionario, se forman capilares y arterias coronarias a través de vasculogénesis (formación de vasos sanguíneos de novo) y angiogénesis (generación de vasos sanguíneos a partir de los preexistentes) a partir de células progenitoras endoteliales8,12. Los fibroblastos cardíacos también desempeñan un papel importante en la formación adecuada de la red vascular al proporcionar la matriz extracelular óptima (ECM) y la composición de crecimiento13,14.

La red vascular 3D de tejidos cardíacos bioingenieros controla la supervivencia y la función celular mediante la creación de gradientes de oxígeno y nutrientes y señalización paracrina, tales como interacción celular homotípica, interacción celular heterotípica, interacción de células a través de proteínas solubles secretadas y de células a interacciones ECM3,10,15,16,17,18. Esto previene la muerte celular en el centro del tejido y promueve la viabilidad celular y la función fisiológica en los tejidos cardíacos bioingenieros16,18,19.

Los cultivos esferoides a partir de células madre han sido explorados recientemente como modelos in vitro del corazón humano20. Para mejorar aún más el microambiente cardíaco in vitro, han incluido el uso de todos los tipos de células principales que se encuentran en el corazón humano, como miocitos cardíacos, células endoteliales y fibroblastos. Los cultivos de esferoides presentan el soporte estructural 3D necesario para que las células crezcan y funcionen y se pueden utilizar para bioingeniero una red vascular14,20,21,22. En este contexto, nuestro laboratorio ha desarrollado esferoides cardíacos humanos (CS) mediante el co-cultivo de miocitos cardíacos, células endoteliales y fibroblastos en proporciones que se encuentran en el corazón humano14. Este modelo es una expansión del modelo de esferoides de células cardíacas ventriculares de rata, generado por el co-cultivo de células cardíacas en cultivos colgantes de gota, utilizado para modelar la fibrosis cardíaca21. Las CS humanas se pueden utilizar como ensayos de toxicidad tratándolos doxorubicina (DOX, un agente contra el cáncer utilizado para tratar la leucemia, el linfoma y el cáncer de mama), que es bien conocido por inducir fibrosis cardíaca e insuficiencia cardíaca (HF) incluso 17 años después de su somministración14.

En este manuscrito, describimos cómo generar CS humanas co-cultivando células madre derivadas de células madre inducidas por humanos (hiPSC-CM o iCM), fibroblastos cardíacos humanos (HCF) y células endoteliales de arterias coronarias humanas (HCAEC) en cultivos colgantes. Con el fin de utilizar e imagen CSs para pruebas in vitro, se incrustan en un gel de colágeno. El análisis confocal de las CS teñidas con anticuerpos contra CD31, un marcador de células endoteliales, mostró que estas células forman una red similar a la observada in vivo. Para inducir la IC y potencialmente probar agentes novedosos que pueden tratarla o prevenirla, se trataron CS con 10 m DOX (una concentración que se encuentra en el torrente sanguíneo de los pacientes con cáncer que reciben el medicamento). Cuando se tiñen con calceína-AM y ethidium homodimer (mancha de células vivas y muertas, respectivamente), las CS tratadas con DOX presentan una disminución significativa en la viabilidad en comparación con las CS que no recibieron el medicamento. Las CS también presentan una actividad contráctil homogénea cuando se aceleran utilizando la estimulación potencial de campo entre 1 y 3 Hz.

Protocolo

NOTA: los hiPSC-CM utilizados para este protocolo están disponibles comercialmente. Por favor, busque la aprobación del comité institucional de ética humana antes de comenzar este trabajo si es necesario.

1. Fibroblasto cardíaco humano y endotelial de cultivo y crecimiento

  1. Descongelar crioviales que contienen HCF y HCAEC en un baño de agua a 37 oC durante un minuto.
  2. Mueva los crioviales bajo un gabinete de bioseguridad de flujo laminar estéril clase 2.
  3. Recoger 1 ml de suspensión celular de los crioviales utilizando una punta de pipeta de 1000 l y añadir en un tubo de 15 ml que contiene 7 ml de medio de fibroblasto cardíaco humano para los HCF y 7 ml de medio de crecimiento de Meso Endo humano para HCAEC.
    NOTA: Para recoger la mayoría de las células de cada criovial, enjuáguelas dos veces con 1 ml de medio de cultivo del mismo tubo de 15 ml.
  4. Mezcle suavemente las suspensiones celulares.
  5. Transfiera las suspensiones celulares a matraces de cultivo T75 separados utilizando una pipeta serológica de 10 ml.
  6. Incubar células a 37oC con 5% de CO2.
  7. Después de 18 h, aspirar el medio de ambos matraces de cultivo y enjuáguelos una vez con solución salina tamponada de fosfato estéril (PBS) para eliminar las células medias y muertas heladas.
  8. Sustituya PBS por 7 ml de medio de cultivo adecuado por cada matraz de cultivo e incubar a 37oC.
  9. Examine la expansión celular y la viabilidad regularmente y reemplace los medios cada dos días hasta que las células alcancen el 80-90% de confluencia.

2. Revestimiento y crecimiento de cultivo iCM

  1. Precubrir dos matraces de cultivo T25 con 2 ml de PBS que contengan 40 g/ml de fibronectina (FN) e incubar a 37oC, 5% CO2 durante al menos 4 horas.
  2. Después de 4 horas, recoger un criovial que contenga iCM y colocarlo en un baño de agua a 37 oC durante 4 min.
  3. Mueva el criovial bajo un gabinete de bioseguridad de flujo laminar estéril clase 2.
  4. Transfiera suavemente los iCM del criovial a un tubo de centrífuga estéril de 50 ml utilizando una punta de pipeta de 1 ml.
  5. Enjuague el criovial vacío de iCM con 1 ml de medio de chapado a temperatura ambiente para recuperar las células residuales. Transfiera los 1 ml de enjuague del medio de chapado de la gota crioovial durante 90 s al tubo centrífugo de 50 ml que contiene la suspensión celular iCM.
    NOTA: Gire suavemente el tubo mientras agrega el medio para mezclar completamente la solución y disminuir el choque osmótico en las células descongeladas.
  6. Añadir lentamente 8 ml de temperatura ambiente Plating Medium al tubo centrífugo de 50 ml. Agregue la primera gota de 1 ml sobre 30 - 60 s. A continuación, agregue el volumen restante en los próximos 30 s. Gire suavemente el tubo de centrífuga mientras añade el medio de chapado. Mezclar suavemente el contenido del tubo centrífugo de 50 ml invirtiendo de 2 a 3 veces (evitando sacudimientos o vórtices vigorosos).
  7. Realice inmediatamente el recuento celular utilizando un hemocitociómetro y determine la densidad celular viable (en células/ml).
  8. Tome los matraces T25 pre-recubiertos FN y aspire la solución FN-PBS sin dejar que los matraces se sequen. A esto añadir el volumen de siembra de iCM (1,6 x 106 iCM viables en medio de chapado a temperatura ambiente de 8 ml).
  9. Cultivo iCM en la incubadora durante 48 h a 37oC, 5% CO2.
  10. Descongelar el medio de mantenimiento durante la noche a 4 oC al día antes de su uso.
  11. Equilibrar el medio de mantenimiento en un baño de agua a 37 oC y utilizar inmediatamente.
  12. Después de 2 días, mueva los matraces iCM T25 debajo del gabinete de bioseguridad.
  13. Lave suavemente las células muertas y los desechos pipeteando suavemente el medio de chapado hacia arriba y hacia abajo 5 veces.
  14. Aspirar el medio de chapado y sustituirlo por los 8 ml del medio de mantenimiento precalegado. Vuelva a colocar los matraces T25 en la incubadora. Sustituya el medio de mantenimiento cada dos días y examine la confluencia con regularidad.

3. Aislamiento celular y conteo

  1. Comience por recopilar los primeros HCAEC y HCF, y luego iCM siguiendo los pasos 3.2-3.12.
  2. Preparar el medio de cultivo CS mezclando 10 ml de iCM Medio de Mantenimiento, 5 mL de Fibroblasto Cardíaco Humano Medio y 5 mL de Meso Endo Growth Medium.
  3. Retire el medio de cultivo de cada matraz de tejido que contenga HCF y HCAEC y enjuague una vez con 5 ml de PBS para matraces T75. Retire PBS.
  4. Añadir 5 ml de solución EDTA de trippsina al 0,25% a cada matraz T75 e incubar durante 5 min a 37oC, 5% CO2.
  5. Una vez que las células se desprenden, neutralice inmediatamente la solución EDTA de trippsina con 5 ml de medio de cultivo.
  6. Transfiera las suspensiones celulares a un tubo de 15 ml y a células centrífugas a 300 x g durante 4 min.
  7. Retire el sobrenadante cuidadosamente de cada tubo. Añadir 1 ml de medio CS a cada pellet celular y resuspendarlos. Mantenga el tubo en hielo y cuente las células usando Trypan Blue y un hemociclomekil.
  8. Retire el medio de mantenimiento de los matraces de tejido que contengan iCM y enjuague una vez con 3 ml de PBS.
  9. Añadir 1 ml de solución EDTA de trippsina al 0,25% a cada matraz T75 e incubar a 37oC, 5% CO2. Revise las celdas cada minuto hasta que se desprenda.
  10. Una vez que las células se desprenden, neutralice inmediatamente la solución EDTA de trippsina con 4 ml de medio de cultivo.
  11. Transfiera las suspensiones celulares a un tubo de 15 ml y centrifugarlas a 300 x g durante 5 min.
  12. Retire el sobrenadante cuidadosamente de cada tubo. Añadir 1 ml de medio de cultivo al pellet celular y resuspendlo. Mantenga el tubo en hielo y cuente las células usando Trypan Blue y un hemociclomekil.

4.CS generación y crecimiento

  1. Mezclar iCM, HCF y HCAEC en relación 2:1:1 mediante el recubrimiento de 10.000 iCM, 5.000 HCF y 5.000 HCAEC por cultivo colgante de gota que contiene 20 l de CS medio. Ajuste al volumen final para el número total de CS.
  2. Pipetear 20 l de suspensión celular en cada poc de la placa HDC de 384 pocillos manualmente o mediante el uso de una pipeta multicanal robótica para el manejo automatizado de líquidos.
  3. Pipetear 1,5 ml de PBS estéril en cada lado del canal alrededor de la placa colgante para evitar el secado de CSs. Incubar la placa HDC a 37 oC.
  4. Examine la formación de CS a diario hasta que se observe un esferoide completamente formado en la mayoría de los pozos. Añadir 7,5 l de medio CS a cada pocero cada dos días hasta que se forme una CS.

5.CS incrustar en geles de colágeno

  1. Recoger CS con una punta de pipeta de 1 ml.
    NOTA: Es necesario cortar la punta de la pipeta alrededor de 0,2 cm del borde antes de su uso con una superficie afilada estéril (ya sea un bisturí o una tijera) para evitar cualquier daño gel incrustado esferoides durante su colección.
  2. Recoger la suspensión CS en un tubo de 50 ml sobre hielo.
  3. Centrifugar el tubo a 300 x g durante 5 min.
    NOTA: el pellet obtenido debe mantenerse sobre hielo hasta su uso.
  4. Preparar una solución de gel de colágeno (100 l/pozo para 30 pocillos de placa de 96 pozos) sobre hielo utilizando colágeno de cola de rata y CS medio en una proporción de 3:7.
  5. Retire el sobrenadante del tubo que contiene CS.
  6. Mezclar los CS peletados dentro de la solución de gel de colágeno.
  7. Añadir 1 l/ml de hidróxido de sodio de 5 mM a la suspensión del gel de colágeno CS y mezclar suavemente.
  8. Transfiera 100 l de gel CS-colágeno a un fondo plano transparente de 96 biens de microplaca negra de poliestireno e incubar a 37 oC durante 30 min.

6. Mediciones de viabilidad y toxicidad de las CS tratadas con DOX

  1. Después de 30 min recoger el plato de 96 pozos de la incubadora
  2. Preparar un DOX de 10 m (basado en el protocolo previamente establecido para la muerte celular en las CS14).
    NOTA: Para probar potencialmente otros agentes que pueden proteger contra HF en CS, genere soluciones que contengan DOX + Agente A, B, etc.
  3. Añadir 100 l de soluciones que contengan DOX y/u otros agentes a cada pocól. Las referencias culturales de control contienen medios sin ningún DOX.
  4. Incubar la placa durante 18 h a 37oC, 5% CO2.
  5. Al día siguiente, recoja las soluciones de stock de reactivos de tinción Live/Dead y permítales descongelar sobre hielo en la oscuridad en un gabinete de bioseguridad.
  6. Preparar una solución que contenga la mancha de Hoechst, 4 m de homodimero de etidium y calceína-AM de 2 m.
  7. Añadir 100 l de tinción de Hoechst, solución de homodimer calcein-AM/ethidium en cada pocómo.
  8. Mida la fluorescencia en cada pocódi a 645 nm para el homodimero de etitio y a 530 nm para la calceina-AM, respectivamente, utilizando el lector de microplacas multimodo.
  9. Transfiera mediciones de fluorescencia a Graphpad PRISM (o un software equivalente para el análisis estadístico).
  10. Utilice el software GraphPad Prism para el análisis de datos y las estadísticas.
  11. Para el control de calidad, compruebe bajo un microscopio de epifluorescencia la tinción de núcleos, junto con calceina-AM y ethidium homodimer.

7.CS evaluación de la función contráctil

  1. Recoja la microplaca según lo preparado en el paso 5.8.
  2. Encienda el ordenador que contiene el software IonOptix para una detección de bordes basada en vídeo, la interfaz de asistencia de fluorescencia y el estimulador de campo MyoPacer.
  3. Coloque un nuevo resbalón de cubierta en la plataforma del soporte de tejido y ensamble el baño de agua con electrodos.
  4. Recoger suavemente los CS de los geles de colágeno utilizando una punta de pipeta de 1 ml cortada a 0,5 mm del borde y transferirlos a un tubo de halcón. Añadir medios a CS para evitar el secado de CS. Transferencia CS (uno a la vez) con unos pocos l de medios en el escenario del sistema IonOptix.
  5. Seleccione el CS que se analizarán mediante la configuración de picos en el lado izquierdo y derecho de CS utilizando el software IonOptix.
  6. Utilice el analizador de movimiento basado en ordenador para realizar un seguimiento del movimiento de los bordes CS.
    NOTA: Normalmente, la contractilidad se mide en el acortamiento de la célula % o en el acortamiento fraccionado %. En este caso, medimos % de acortamiento esferoide.
  7. Estabilice tanto el umbral de ajuste de picos como las opciones de borde del ordenador.
  8. Exponga los CD a diferentes frecuencias (0,3, 0,6, 1, 2 y 3 Hz) y a tensiones (1, 2, 3 y 5 V) utilizando el estimulador de campo Myopacer.
  9. Registre el acortamiento del esferoide a medida que la longitud de la CS cambia de CS tratada y no tratada.

8. Microscopía de CS: fijación e inmunoetiquetado

  1. Recoger la placa de 96 pozos después de 30 min (como se prepara en el paso 5.8) y fijar CSs en 4% de paraformaldehído (PFA) durante 1 h a temperatura ambiente.
  2. Retire la PFA y enjuague tres veces con PBS que contenga 0,01% de azida sódica (PBSA).
  3. Retire PBSA.
  4. Añadir 200 l de PBSA que contenga 0,02% de Tritón-X-100 a cada pocóyo durante 30 minutos en una coctelera.
    NOTA: Este paso permeabilizes CS para una mejor infiltración de anticuerpos.
  5. Añadir 200 l de albúmina sérica bovina al 3% en solución de PBSA durante 60 minutos a temperatura ambiente.
    NOTA: Este paso bloquea la unión de anticuerpos inespecíficos en las CS.
  6. Preparar una solución que contenga 10 g/ml de anticuerpos antihumanos primarios de ratón contra CD31 diluidos en solución de bloqueo.
  7. Añadir 100 l de solución primaria de anticuerpos a cada pocótemo e incubar durante la noche a 4oC en un agitador.
  8. Enjuague la placa tres veces con PBSA durante 20 minutos a temperatura ambiente en una placa de balanceo.
  9. Preparar una solución que contenga la mancha de ADN de Hoechst y 10 g/ml de anticuerpo antiratón secundario conjugado Cy3 diluido en la solución de bloqueo.
  10. Añadir 100 l de solución de anticuerpos secundarios que contengan la mancha de Hoechst a cada pocóptil e incubar durante la noche a 4oC en una coctelera.
    NOTA: Cubra la placa con papel de aluminio a partir de este momento.
  11. Enjuague la placa tres veces durante 20 minutos con PBSA a temperatura ambiente en una placa de balanceo.
  12. Añadir 100 l de medio de montaje Vectashield a cada pocól.
  13. CS de imagen bajo un microscopio confocal de escaneo láser. Realice secciones ópticas a lo largo del eje Z y contraiga las imágenes en un único plano focal utilizando el software ImageJ.

Resultados

El protocolo descrito en este manuscrito representa un enfoque alternativo para desarrollar una red compleja de células endoteliales cardíacas dentro de un tejido cardíaco bioingeniero con una mejor viabilidad celular y función en comparación con los modelos existentes (Figura 1). La recapitulación del microambiente cardíaco in vivo 3D dentro de las CS promovió su respuesta al DOX a la concentración que se encuentra en el torrente sanguíneo de los pacientes con cáncer (entre 5 y 10 M, Figura 2). Las CS tratadas con DOX presentaron una reducción estadísticamente significativa en la viabilidad celular en comparación con los CS de control (sin DOX) dentro de las 24 h(Figura 2),un efecto tóxico que se observa en pacientes con cáncer humano incluso 17 años después de su tratamiento con el medicamento.

figure-results-1
Figura 1. Formación CS y Análisis de Vascularización. (A) Protocolo que muestra los pasos para la formación de una ESTRATEGIA a partir de la cocultura de iCM, HCAEC y HCF en gotas colgantes. Las imágenes de Brightfield en el lado derecho muestran la formación progresiva de esferoides a partir de células individuales en gotas colgantes. (B) Acumulaciones Z colapsadas de imágenes confocales de una EP manchada con anticuerpos contra la troponina cardiaca T (cTNT), PECAM y vimentina, tinción de miocitos cardíacos, células endoteliales y fibroblastos, respectivamente. Esta cifra ha sido modificada de14. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-2
Figura 2. Viabilidad y toxicidad en CS. Análisis estadísticos de la fluorescencia de calceína-AM (A) y homodimero de etidium (B) de CS tratados en presencia de cualquiera de los medios solamente (DOX 0-M) o doxorubicina (10 oM). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

En el desarrollo, la formación adecuada de la red vascular es fundamental para la generación de tejidos funcionales, incluyendo el corazón humano10,12,23,24,25,26. La consideración de la vascularización adecuada de los tejidos 3D permite el intercambio de oxígeno, factores de crecimiento, moléculas de señalización y nutrientes, evitando el desarrollo de necrosis celular dentro de cualquier tejido más grueso que 200 m6,10,12,17,24,25,26,27,28. Actualmente disponibles modelos cardíacos 3D in vitro que presentan una red vascular presentan principalmente redes vasculares desorganizadas de tamaño capilar y carecen de la vascularización ramificada compleja jerárquica observada in vivo6,8,29. El enfoque alternativo para desarrollar una compleja red de células endoteliales cardíacas descrita en este manuscrito presenta una mejor viabilidad y función celular en comparación con los modelos existentes (Figura 1)14,22. Las CS in vitro 3D modelan el corazón humano recapitulando mejor su microambiente in vivo, incluyendo sus componentes moleculares, celulares y extracelulares14,22. La generación de CS a partir de células derivadas de células madre en las gotas colgantes permite sus cultivos en condiciones definidas (por ejemplo, tipos de células y relación, formación adecuada de tejidos). Las co-culturas de iCM junto con HCF y HCAEC dentro de las CS definen la interferencia molecular y celular que regula la fisiopatología cardíaca, incluyendo su función contráctil y la respuesta a los fármacos a las concentraciones encontradas en el torrente sanguíneo del paciente14. Debido a estas características únicas, CS se han utilizado para modelar la fibrosis cardíaca, una consecuencia grave del infarto de miocardio y la insuficiencia cardíaca21. Nuestros estudios previos mostraron cómo la presencia de células endoteliales y fibroblastos es fundamental para la recapitulación del microambiente vascular en el corazón humano, permitiendo la deposición óptima de proteínas ECM derivadas de fibroblastos, como laminina, fibronectina y colágeno tipo IV, localizados en proximidad de una red de células enhelial en desarrollo14,21.

DOX es un fármaco cardiotóxico bien conocido que puede desarrollar insuficiencia cardíaca en pacientes con cáncer incluso 17 años después de su tratamiento30. Sin embargo, sigue siendo un medicamento de elección para el tratamiento de la leucemia y el linfoma en pacientes pediátricos y cáncer de mama en mujeres30. El tratamiento DOX en CS se ha utilizado para modelar la insuficiencia cardíaca (HF) in vitro para estudiar tanto los mecanismos que regulan la toxicidad en miocitos cardíacos, células endoteliales y fibroblastos14 como para modelar la fibrosis cardíaca inducida por HF21. La viabilidad celular se redujo estadísticamente en las CS tratadas con DOX en un plazo de 24 h cuando se expuso al medicamento a la concentración que se encuentra en el torrente sanguíneo de los pacientes con cáncer (entre 5 y 10 m)14 (Figura 2). Estudios previos en nuestro laboratorio también demostraron los efectos tóxicos del DOX tanto en células endoteliales cardíacas como fibroblastos a través de óxido nítrico endotelial sintasa (eNOS) utilizando inhibidores genéticos y químicos de esta vía de señalización14. El uso de antagonistas genéticos (NOS3 shRNA) y químicos (N5-(1-iminoethyl)-L-ornitina, dihidrocloruro o L-NIO) de la vía de señalización eNOS como objetivo aguas abajo del DOX impidió sus efectos tóxicos tanto en células endoteliales cardíacas como en fibroblastos14.

La actividad contráctil dentro de las CS también se ha medido gracias al acoplamiento eléctrico de las células cardíacas cuando se expone a la estimulación potencial de campo. Encontramos que las CS cultivadas con medios de control (DOX 0-M) se contraen espontánea y homogéneamente a una velocidad de superación que puede ser acelerada por la estimulación de campo dentro de 1 y 3 Hz, comparable con un corazón humano sano. Por otro lado, las CS tratadas con DOX no siguen la estimulación eléctrica, ya que no pueden contraerse. Junto con las mediciones de viabilidad celular y toxicidad utilizando calceina-AM y ethidium homodimer, este ensayo funcional para la función contráctil CS permite la evaluación del escenario complejo típico del corazón humano in vitro, actualmente no alcanzable con otros modelos. En comparación con las mediciones de actividad contráctil de células cardíacas individuales que utilizan el mismo sistema, no somos capaces de visualizar y medir la sarcomere en CSs. Por lo tanto, estamos limitados a mediciones de % de acortamiento de esferoides con el tiempo, un ensayo que tuvimos que desarrollar dentro de nuestro laboratorio. A medida que controlamos el número de células, co-cultivamos en cada CS y, por lo tanto, el tamaño de cada CS, utilizamos CS con un tamaño similar que de hecho presentan una función contráctil homogénea. Sin embargo, incluso en caso de que generamos CS de diferentes tamaños, su actividad contráctil no cambió.

También es importante informar que la naturaleza multicelular de los CS los hace lo suficientemente pesados como para localizarlos en la parte inferior del cubreobjetos en el sistema Ion-Optix, incluso en caso de que estén superfundidos. Basándonos en el hecho de que los CS se sientan solos en una posición específica, no necesitamos que se adhieran al coverlip, al contrario de lo que se hace comúnmente con células cardíacas individuales en la mayoría de los laboratorios.

El análisis microscópico de CSs manchados con anticuerpos contra troponina cardiaca T, CD31/PECAM y PECAM (como marcadores para iCM, HCAEC y HCF, respectivamente) mostró la formación de una red celular endotelial(Figura 1, azul). Para excluir completamente la necrosis en la parte interna de las CS, la evaluación espacial de la viabilidad celular se realizó en nuestro laboratorio mediante el análisis confocal de los SISTEMAS de cultivo teñidos de calceína-AM/ethidium homodimer(datos no mostrados). Sin embargo, es importante reconocer que los desarrollos futuros en el campo de la biofabricación para recapitular mejor otras características complejas típicas del corazón humano in vivo, actualmente no están disponibles en el modelo existente. Estos incluyen: i) función contráctil típica de los cardiomiocitos adultos; ii) el flujo sanguíneo y las fuerzas de presión; iii) señalización paracrina; iv) respuesta inmunitaria, que será fundamental para mejorar este y otros modelos cardíacos in vitro6. Como cualquier otro modelo tiene como objetivo recapitular las principales características de un tejido sano o un estado de la enfermedad, el protocolo para la generación y el uso de CS descrito en este manuscrito tiene como objetivo ayudar al investigador a abordar preguntas específicas, que pueden no ser exhaustivas utilizando este enfoque. Por ejemplo, el uso potencial de células derivadas del paciente para la generación de CS proporcionaría herramientas para la medicina personalizada, actualmente no disponible utilizando ensayos de alto rendimiento comúnmente disponibles para la investigación cardiovascular.

En conclusión, demostramos una manera sencilla de recapitular mejor el microambiente del corazón humano utilizando células cardíacas. Los esferoides cardíacos presentan una red celular endotelial que recapitula mejor la presente en el corazón humano en comparación con los cultivos monocapa de células cardíacas. Dadas sus características únicas, representan herramientas avanzadas para pruebas in vitro para la investigación cardiovascular. Estudios futuros que utilizan células derivadas del paciente podrían proporcionar opciones para la medicina personalizada y terapias novedosas para prevenir y tratar mejor las enfermedades cardiovasculares.

Agradecimientos

Un agradecimiento especial a Nat Johnston por la grabación y edición del vídeo.

Poonam Sharma fue apoyado por la Universidad de Newcastle con las becas UNIPRS y UNRS Central & Faculty School (UNRSC5050). Carmine Gentile fue apoyado por un UTS Seed Funding, Catholic Archdiocese of Sydney Grant for Adult Stem Cell Research y una Beca de Investigación de Cirugía Cardiotorácica de la Fundación De medicina de Sídney.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Albúmina sérica bovina (BSA)Sigma-AldrichA1933
Burro anti-ratón Anticuerpos secundariosJackson Immunological Research Labs, Inc.715-165-150Cianina Anticuerpo secundario conjugado con Cy3
Clorhidrato de doxorrubicinaSigma-AldrichD1515
FibronectinaSigma-AldrichF1141-1MGde plasma bovino
Fibroblastos cardíacos humanos (HCF)Cell Applications, Inc., San Diego, CA, EE. UU.306AK-05a5x10^5 Células (adultas), medianas y Reactivos de subcultivo
Células endoteliales de la arteria coronaria humana (HCAEC)Cell Applications, Inc., San Diego, CA, EE. UU.300K-05a5x10^5 Células (adultas), medianas y Reactivos de subcultivo
Cardiomiocitos derivados de iPSC (iCM) humanosFujifilmCellular Dynamics, Inc.R1057Kit de cardiomiocitos iCell, 01434
HCF Medio de crecimientoCell Applications, Inc., San Diego, CA, EE. UU. 316-500
Medio de crecimiento celular MesoEndo humanoCell Applications Cell Applications, Inc., San Diego, CA, EE. UU. 212-500
VIVO/MUERTO Kit de viabilidad/citotoxicidadInvitrogen, Carlsbad, CA, EE. UUL3224
Medio de mantenimiento (iCells)Fujifilm Cellular Dinámica, Inc.R1057Kit de cardiomiocitos iCell, 01434
Ratón Monoclonal anti-humano CD31/PECAMBD Pharmingen, San Diego, CA, EE. UU. 566177
Reactivo NucBlue Live ReadyProbe (Hoechst 33342)Invitrogen, Carlsbad, CA, EE. UUR37605
ParaformaldehídoSigma-AldrichP6148
Solución salina tamponada con fosfatoSigma-AldrichD8537
Medio de recubrimiento (iCells)Fujifilm Cellular Dynamics, Inc.R1057Kit de Cardiomiocitos iCell, 01434
Cola de Rata ColágenoSigma-AldrichC3867
Azida de SodioSigma-AldrichS2002
Trypsin– EDTA, 0,25 %Gibco, Thermofisher Scientific25200072
Solución de azul de tripano, 0,4 %Gibco, Thermofisher Scientific15250061
Triton-X 100Sigma-AldrichX100
Matraces de cultivo de tejidos (T25)Thermofisher Scientific156367
96 pocillos Fondo plano transparente Polipoestireno negro Tratado con TC Microplacas Corning, Nueva York, USA3603
Placa colgante de 384 pocillos3D Biomatrix, Ann Arbor, MI, EE. UUHDP1385
. . .

Referencias

  1. Dzobo, K., et al. Advances in Regenerative Medicine and Tissue Engineering: Innovation and Transformation of Medicine. Stem Cells International. 2018, 2495848(2018).
  2. Pecha, S., Eschenhagen, T., Reichenspurner, H. Myocardial tissue engineering for cardiac repair. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (3), 294-298 (2016).
  3. Sekiya, S., Shimizu, T. Introduction of vasculature in engineered three-dimensional tissue. Inflammation and Regeneration. 37, 25(2017).
  4. Rodrigues, I. C. P., Kaasi, A., Maciel Filho, R., Jardini, A. L., Gabriel, L. P. Cardiac tissue engineering: current state-of-the-art materials, cells and tissue formation. Einstein. 16 (3), Sao Paulo. 4538(2018).
  5. Pena, B., et al. Injectable Hydrogels for Cardiac Tissue Engineering. Macromolecular Bioscience. 18 (6), 1800079(2018).
  6. Roche, C. D., Brereton, R. J. L., Ashton, A. W., Jackson, C., Gentile, C. Current challenges in three-dimensional bioprinting heart tissues for cardiac surgery. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. , (2020).
  7. Fleischer, S., Feiner, R., Dvir, T. Cardiac tissue engineering: from matrix design to the engineering of bionic hearts. Regenerative Medicine. 12 (3), 275-284 (2017).
  8. Fleischer, S., Tavakol, D. N., Vunjak-Novakovic, G. From Arteries to Capillaries: Approaches to Engineering Human Vasculature. Advanced Functional Materials. (1910811), 23(2020).
  9. O'Donnell, B. T., Ives, C. J., Mohiuddin, O. A., Bunnell, B. A. Beyond the Present Constraints That Prevent a Wide Spread of Tissue Engineering and Regenerative Medicine Approaches. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 95(2019).
  10. Gentile, C. Filling the Gaps between the In Vivo and In Vitro Microenvironment: Engineering of Spheroids for Stem Cell Technology. Current Stem Cell Research & Therarpy. 11 (8), 652-665 (2016).
  11. Kim, J. J., Hou, L., Huang, N. F. Vascularization of three-dimensional engineered tissues for regenerative medicine applications. Acta Biomaterialia. 41, 17-26 (2016).
  12. Gentile, C., Muise-Helmericks, R. C., Drake, C. J. VEGF-mediated phosphorylation of eNOS regulates angioblast and embryonic endothelial cell proliferation. Developmental Biology. 373 (1), 163-175 (2013).
  13. Sweeney, M., Foldes, G. It Takes Two: Endothelial-Perivascular Cell Cross-Talk in Vascular Development and Disease. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 5, 154(2018).
  14. Polonchuk, L., et al. Cardiac spheroids as promising in vitro models to study the human heart microenvironment. Scientific Reports. 7 (1), 7005(2017).
  15. Zhang, J., Zhu, W., Radisic, M., Vunjak-Novakovic, G. Can We Engineer a Human Cardiac Patch for Therapy. Circulation Research. 123 (2), 244-265 (2018).
  16. Langhans, S. A. Three-Dimensional in Vitro Cell Culture Models in Drug Discovery and Drug Repositioning. Frontiers in Pharmacology. 9, 6(2018).
  17. Sarker, M. D., Naghieh, S., Sharma, N. K., Chen, X. 3D biofabrication of vascular networks for tissue regeneration: A report on recent advances. Journal of Pharmaceutical Analysis. 8 (5), 277-296 (2018).
  18. Zamani, M., Karaca, E., Huang, N. F. Multicellular Interactions in 3D Engineered Myocardial Tissue. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 5, 147(2018).
  19. Grounds, M. D. Obstacles and challenges for tissue engineering and regenerative medicine: Australian nuances. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 45 (4), 390-400 (2018).
  20. Campbell, M., et al. Encyclopedia of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. Reis, R. L. , Academic Press. Oxford. 387-393 (2019).
  21. Figtree, G. A., Bubb, K. J., Tang, O., Kizana, E., Gentile, C. Vascularized Cardiac Spheroids as Novel 3D in vitro Models to Study Cardiac Fibrosis. Cells Tissues Organs. 204 (3-4), 191-198 (2017).
  22. Campbell, M., Chabria, M., Figtree, G. A., Polonchuk, L., Gentile, C. Stem Cell-Derived Cardiac Spheroids as 3D In Vitro Models of the Human Heart Microenvironment. Methods in Molecular Biology. 2002, 51-59 (2019).
  23. Pagliari, S., et al. A multistep procedure to prepare pre-vascularized cardiac tissue constructs using adult stem sells, dynamic cell cultures, and porous scaffolds. Frontiers in Physiology. 5, 210(2014).
  24. Gentile, C., et al. VEGF-mediated fusion in the generation of uniluminal vascular spheroids. Developmental Dynamics. 237 (10), 2918-2925 (2008).
  25. Visconti, R. P., et al. Towards organ printing: engineering an intra-organ branched vascular tree. Expert Opinion on Biological Therapy. 10 (3), 409-420 (2010).
  26. Fleming, P. A., et al. Fusion of uniluminal vascular spheroids: a model for assembly of blood vessels. Developmental Dynamics. 239 (2), 398-406 (2010).
  27. Traore, M. A., George, S. C. Tissue Engineering the Vascular Tree. Tissue Engineering Part B: Reviews. 23 (6), 505-514 (2017).
  28. Sakaguchi, K., Shimizu, T., Okano, T. Construction of three-dimensional vascularized cardiac tissue with cell sheet engineering. Journal of Controlled Release. 205, 83-88 (2015).
  29. Chen, F. M., Liu, X. Advancing biomaterials of human origin for tissue engineering. Progress in Polymer Science. 53, 86-168 (2016).
  30. Kalyanaraman, B. Teaching the basics of the mechanism of doxorubicin-induced cardiotoxicity: Have we been barking up the wrong tree. Redox Biology. 29, 101394(2020).

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Modelo de coraz n humanot cnica de cocultivocultivo en gota suspendidamicroscop a confocalmedici n de la actividad contr ctilensayo de toxicidad por doxorrubicinared de c lulas endotelialesprote nas de la matriz extracelularaislamiento de cardiomiocitos
Esferoides cardíacos como tejidos cardíacos bioingeniería in vitro para estudiar la fisiopatología cardíaca humana
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.