Minimizar el sangrado de la vena porta posterior a la infusión durante el trasplante intrahepático de islotes en ratones

Resumen

Aquí presentamos procedimientos quirúrgicos refinados para realizar con éxito el trasplante intraportal de islotes, un procedimiento quirúrgico clínicamente relevante pero técnicamente desafiante, en ratones.

Resumen

Aunque el hígado se acepta actualmente como el sitio de trasplante primario para islotes humanos en entornos clínicos, los islotes se trasplantan debajo de la cápsula renal en la mayoría de los estudios preclínicos de trasplante de islotes en roedores. Este modelo se usa comúnmente porque el trasplante de islotes intrahepáticos murinos es técnicamente desafiante, y un alto porcentaje de ratones podría morir por complicaciones quirúrgicas, especialmente sangrado del sitio de inyección después del trasplante. En este estudio, se demuestran dos procedimientos que pueden minimizar la incidencia de sangrado de la vena porta después de la infusión. El primer método aplica una esponja de gelatina hemostática absorbible al sitio de inyección, y el segundo método consiste en penetrar la aguja de inyección de islotes a través del tejido graso primero y luego en la vena porta mediante el uso del tejido graso como una barrera física para detener el sangrado. Ambos métodos podrían prevenir eficazmente la muerte del ratón inducida por sangrado. Se presentó toda la sección hepática que muestra la distribución de los islotes y la evidencia de trombosis de los islotes después del trasplante, una característica típica del trasplante intrahepático de los islotes. Estos protocolos mejorados refinan los procedimientos de trasplante intrahepático de islotes y pueden ayudar a los laboratorios a establecer el procedimiento para estudiar la supervivencia y la función de los islotes en entornos preclínicos.

Introducción

El trasplante intraportal de islotes (IIT) a través de la vena porta es el método más utilizado para el trasplante de islotes humanos en entornos clínicos. El modelo IIT de ratón ofrece una gran oportunidad para estudiar el trasplante de islotes y probar enfoques intervencionistas prometedores que pueden mejorar la eficacia del trasplante de islotes1. El IIT fue descrito por primera vez en la década de 1970 y utilizado por varios grupos1,2,3,4,5. Recuperó popularidad después del avan....

Protocolo

Todos los procedimientos se llevaron a cabo con la aprobación de los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Médica de Carolina del Sur y el Centro Médico Ralph H Johnson en Charleston.

1. Inducción de la diabetes usando estreptozotocina (STZ)

1. Preparación de ratones receptores:
   1. Pesa todos los ratones individualmente.
   2. Verifique los niveles de glucosa en la sangre de una muestra de sangre de la vena de la cola usando un glucómetro.
2. Determinación de la dosis de STZ para tres escenarios diferentes:
   1. Para los ratones con enfermedad del hígado graso, inyecte....

Resultados

Se realizaron trasplantes singénicos y xenogénicos de islotes a través de la vena porta. La función del injerto de islotes se observó de manera dependiente de la dosis en ambos modelos de trasplante de islotes. En el modelo de trasplante de islotes singénicos utilizando ratones C57BL/6, el trasplante de 250 islotes condujo a normoglucemia transitoria antes de que los ratones volvieran a la hiperglucemia. Los ratones que recibieron 500 islotes alcanzaron y mantuvieron la normoglucemia más allá de los 30 días posteriores a.......

Discusión

En este estudio, se han demostrado dos procedimientos mejorados que pueden prevenir el sangrado y pueden reducir la mortalidad del ratón durante el IIT del ratón. Este estudio permite a los investigadores visualizar el modelo de trasplante de islotes que es único en el estudio de la respuesta inflamatoria instantánea mediada por la sangre después del trasplante. El modelo IIT es un modelo distintivo para estudiar la supervivencia de las células de los islotes y las lesiones isquémicas hepáticas en respuesta al trasplante.......

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
10% Formalina tamponada neutra v/v	Fisher Scientific	23426796
1 mL Jeringa con aguja	AHS	AH01T
20 mL Jeringa	BD	301031
25G x 5/8" agujas hipodérmicas	BD	305122
Almohadillas de preparación con alcohol, estériles	Fisher Scientific	22-363-750
Anestesia animal sistema	VetEquip, Inc.
Clorhidrato de buprenorfina, inyección	Par Sterile Products, LLC	NDC 42023-179-05
Tubos de centrífuga, 15 mL	Fisher Scientific	0553859A
CMRL-1066	Corning	15110CV
DMEM	Corning	10013CV
Etanol, absoluto (200 pruebas), grado de biología molecular	Fisher Scientific
Tijeras de micro disección extra finas 4" rectas y afiladas	Roboz Surgical Instrument Co.	RS-5882
Suero fetal bovino (FBS)	Corning	35011CV
FreeStyle  Medidor de glucosa	Abbott	Lite
FreeStyle Tiras reactivas de glucosa en sangre	Abbott	Lite
Gelfoam (esponja de gelatina absorbible, USP)	Pharmacia & Upjohn Company	34201
Pinzas Graefe 4" punta extra delicada	Roboz Surgical Instrument Co.	RS-5136
Almohadilla térmica	Amazon	B07HMKMBKM
Hegar-Baumgartner Portaagujas 5.25"	Roboz Instrumento Quirúrgico Co.	RS-7850
Jeringa de insulina con aguja de calibre 27	BD	879588
Almohadillas de preparación de yodo	Fisher Scientific	19-027048
Isoflurano	Piramal Cuidados Críticos	NDC 66794-017-25
Penicilina/estreptomicina (P/S)	HyClone	SV30010
Sutura de polipropileno 4-0	Med-Vet International	MV-8683
Sutura de polipropileno 5-0	Med-Vet International	MV-8661
Cloruro de sodio, solución intravenosa al 0,9%	VWR	2B1322Q
(STZ)	Sigma	S0130
Paño quirúrgico, estéril	Med-Vet International	DR1826
Cassette de tejidos	Fisher Scientific	22-272416

901806BP2818500 Estreptozocina