Waiting
Procesando inicio de sesión ...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

In vivo Måling af Hindlimb Dorsiflexor isometrisk drejningsmoment fra gris

Published: September 3, 2021 doi: 10.3791/62905
Automatic Translation
1, 2,3, 4, 5
1School of Medicine, Wake Forest University, 2Department of Kinesiology, University of Georgia, 3Regenerative Bioscience Center, University of Georgia, 4Aurora Scientific Inc., 5School of Kinesiology, University of Minnesota

Summary

Den foreliggende protokol beskriver kortfattede eksperimentelle detaljer om evaluering og fortolkning af in vivo-momentdata opnået ved elektrisk stimulering af den fælles peroneale nerve hos bedøvede svin.

Abstract

Pålidelig vurdering af skeletmuskulaturens styrke er uden tvivl det vigtigste resultatmål i neuromuskulære og muskuloskeletale sygdoms- og skadesundersøgelser, især når man evaluerer regenerative terapiers effektivitet. Derudover er et kritisk aspekt ved oversættelse af mange regenerative terapier demonstrationen af skalerbarhed og effektivitet i en stor dyremodel. Forskellige fysiologiske præparater er blevet etableret for at evaluere iboende muskelfunktionsegenskaber i grundvidenskabelige studier, primært i små dyremodeller. Praksis kan kategoriseres som: in vitro (isolerede fibre, fiberbundter eller hele muskler), in situ (muskel med intakt vaskularisering og innervering, men distal sene fastgjort til en krafttransducer) og in vivo (strukturer i muskel eller muskelenhed forbliver intakte). Der er styrker og svagheder ved hvert af disse præparater; En klar fordel ved in vivo-styrketest er imidlertid evnen til at udføre gentagne målinger i det samme dyr. Heri præsenteres materialer og metoder til pålideligt at vurdere isometrisk drejningsmoment produceret af bagbenet dorsiflexor muskler in vivo som reaktion på standard peroneal elektrisk stimulering hos anæstesisvin.

Introduction

Skeletmuskulaturens primære funktion er at producere kraft, hvilket i sidste ende gør aktiviteter som vejrtrækning, spisning og ambulering mulig. Tilstande, der reducerer skeletmuskulaturens funktionsevne, kan føre til nedsat ydeevne (erhvervsmæssig eller sport), handicap eller død. For eksempel er opretholdelsen af muskelmasse og funktion i aldrende befolkninger positivt forbundet med livskvalitet og evnen til at udføre grundlæggende og instrumentelle aktiviteter i dagligdagen 1,2. Og faldende muskelstyrke hos Duchenne muskeldystrofipatienter resulterer i manglende evne til at ambulere og respirationssvigt, hvilket i sidste ende bidrager til for tidlig dødelighed 3,4,5. Således er muskelstyrkemåling et kritisk resultatmål i undersøgelser, der involverer neuromuskulær sygdom eller skade.

Maksimalt frivilligt isometrisk eller isokinetisk drejningsmoment (og/eller udmattelsesindeks) anvendes ofte som et indeks for funktionsevne i kliniske undersøgelser6. I dyreforsøg kan analoge målinger foretages in vivo ved hjælp af elektrisk nervestimulering under anæstesi. Især in vivo-præparater er minimalt invasive, idet muskulatur, sener, vaskulatur og innervation forbliver intakte og tillader derfor gentagne funktionelle vurderinger 7,8,9,10,11. Dette præparat anvendes almindeligvis i små gnavermodeller og i mindre grad i større dyremodeller som kaniner12, hunde13,14, får15 og svin16,17. Den generelle anvendelse af en sådan metode kan have indvirkning på mange translationelle forskningsundersøgelser, f.eks. i genetisk manipulerede svinemodeller (svin) af spinal muskelatrofi (SMA)18. Heri præsenteres metoder til vurdering af nervestimuleringsinduceret maksimalt isometrisk drejningsmoment for svinens dorsiflexor muskelgruppe in vivo. De præsenterede teknikker blev oprindeligt tilpasset fra dem, der oprindeligt blev udviklet til at vurdere musens forreste crural muskelmoment 19,20 og efterfølgende raffineret gennem erfaring med at undersøge momentproducerende kapacitet efter skade 17,21,22,23,24,25,26,27,28 og under udvikling16 i forskellige svinemodeller.

Denne protokol fremhæver in vivo isometrisk momentmåling ved hjælp af metoder, der kræver en computer integreret med en vejecelle og elektrisk stimulator. De metoder, der præsenteres her, bruger et kommercielt tilgængeligt integreret svineisometrisk fodpladetestapparat, platformsapparat og tilsvarende software (se materialetabel). Metoden kan dog tilpasses til at bruge anden kommercielt tilgængelig eller skræddersyet software, dataindsamlingsenheder og stimulatorer. Disse metoder er beregnet til brug i en dedikeret kirurgisk pakke med store dyr fyldt med standardudstyr såsom: låsekirurgisk bord, andet låsebord af samme højde til testplatformen, ventilator- og overvågningsenheder og varmemåtte eller andre enheder til opretholdelse af kropstemperaturen.

Følgende teammedlemmer er nødvendige for at udføre disse metoder: en dygtig anæstesitekniker og to undersøgelsespersonale til at udføre den funktionelle test. Disse mennesker vil arbejde sammen for den indledende stabilisering af lemmet på platformsapparatet. Derefter vil det ene af de to medarbejdere være ansvarligt for elektrodeplaceringen /positionen og det andet for computerapplikationerne under testen.

Protocol

Alle dyreforsøg blev udført i overensstemmelse med dyrevelfærdsloven, de implementerende dyrevelfærdsbestemmelser og principperne i vejledningen om pleje og anvendelse af forsøgsdyr. Tidligere forsøg har vist, at disse metoder er pålidelige26 og ikke har nogen negative virkninger for svinets sundhed eller lemmer. Testen er blevet udført så ofte som ugentligt uden utilsigtede hændelser23. Derudover kan testning af præ- og postkirurgiske indgreb i løbet af samme dag udføres uden at lægge utilsigtet stress på dyret eller fremkalde neuromuskulær dysfunktion.

1. Computer opsætning

  1. Sørg for, at den indledende opsætning og kalibrering af apparatet og komponenterne udføres i henhold til fremstillingsspecifikationerne (se materialetabellen). Kalibrering ved hjælp af en række vægte fra 0,2-2,5 kg foreslås.
    BEMÆRK: Drejningsmomentet måles med en 140 mm fodpedal (0,14 m), der er fastgjort til en lineær momentsensor med en kapacitet på 50 Newtonmeter (N·m). Instrumentets forstærkning er som standard indstillet til at skalere til 25 N·m kapacitet for bedre at matche den forventede momentproduktion. Kalibrering udføres ved at påføre en kendt masse (f.eks. 1 kg) på fodpedalen i en kendt afstand (f.eks. 100 mm fra rotationsaksen) og beregne drejningsmomentet. For eksempel er 1 kg lig med 9,806 N påført ved 0,1 m er 0,9806 N·m drejningsmoment. Der kan derefter etableres et forhold mellem drejningsmoment, der påføres momentsensoren, og den tilsvarende spændingsudgang fra momentsensoren. Forfatterens momentsensorer har bekræftet lineariteten af dette forhold fra 0,2-20 kg påført en bestemt 40 cm kalibreringsplade. På grund af standardpedalens længde anbefales et kalibreringsområde på 0,2-2,5 kg. Dette giver nok signal til at beregne skalafaktoren ved lineær regression.
  2. Tænd computeren, stimulatoren, transducersystemet og den analog-digitale grænseflade ca. 30 minutter før test for at muliggøre stabilisering af varmerelaterede materialeændringer, der kan påvirke elektriske egenskaber. Vælg den relevante OG tilsluttede dataindsamlingsenhed (DAQ).
  3. Konfigurer eksperimentelle parametre i softwaren efter behov; softwaren giver mulighed for en gemt studieskabelon. Forbered dig på at konfigurere eksperimentet (dvs. studieskabelonen) til at oprette en ny undersøgelse ved hjælp af indstillingen Opret en ny projektmappe .
    BEMÆRK: Eksperimentelle parametre kan forudindlæses, inden undersøgelsen påbegyndes, hvilket vil resultere i opfordringer til at inkludere yderligere specifikke eksperimentoplysninger såsom køn, kropsmasse, fødselsdato, testtidspunktet, behandlingsgruppen eller lignende variabler efter behov. Parametrene for opsætning af undersøgelsen kan gemmes og bruges på tværs af eksperimentet.
  4. Vælg den undersøgelse, der tidligere blev oprettet i begyndelsen af hver evaluering. Tilføj et nyt dyr, hvis dette er den første test for grisen, der skal testes, og følg prompten for variablerne input i undersøgelsen.
  5. Klik på Forbered eksperiment, når du er klar til at starte undersøgelsen, som vil være nødvendig for at optimere elektrodeplaceringen. Lever gentagne trækninger til nerven, mens du bestemmer optimal placering, når elektroderne er placeret (se trin 3.6.).
  6. Klik først på Konfigurer Instant Stim , og juster derefter pulsfrekvensen, pulsbredden, antallet af impulser, togfrekvensen og køretiden.
  7. Klik derefter på Instant Sim for at levere gentagne trækninger. Alternativt kan du trykke på knappen Manuel udløser på Stimulatorenheden for manuelt at give et ryk.
  8. Åbn Live Data Monitor under undersøgelsesprotokollen, når du er klar til at starte hele eksperimentet for at muliggøre undersøgelse / visualisering af sammentrækningerne i realtid. Klik på Kør eksperiment, når du er forberedt på at starte eksperimentet (se trin 2 efter tilberedning af dyr).

2. Anæstesi forberedelse og vedligeholdelse

  1. Hurtige mandlige eller kvindelige grise, 40-90 kg, natten over før anæstesi begivenhed, tillade vand ad libitum. Få og registrer svinens korrekte kropsvægt på dagen for proceduren.
  2. Inducere anæstesi med intramuskulære injektioner af tiletamin / zolzepam (Telazol, 4-6 mg / kg), xylazin (1-3 mg / kg) og propofol (2,6 mg / kg). I første omgang opretholdes med 5% isofluran via ansigtsmaske.
  3. Intuber grisen med et endotrachealt rør og læg det på en automatisk ventilator. Hold grisen ved toptryk ved 20 cmH20, et indledende tidevandsvolumen på 10 ml / kg og respirationshastigheder ved 8-12 vejrtrækninger / min.
  4. Juster ventilatorindstillingen for at opretholde en sluttide-PCO2 på 40 ± 5 mmHg. Oprethold anæstesi med 1% -3% isofluran i 30% -37%O2.
  5. Grisens kropstemperatur holdes på 37 °C i protokollens varighed. Indsæt ørevene og Foley katetre til væsketilførsel og urinopsamling efter behov.
    BEMÆRK: Brug af kirurgisk plan anæstesi forhindrer sekundære sammentrækninger under testen, især fra glutealmusklerne.
  6. Overvåg dybden af anæstesi via øjenrefleks og position, mangel på kæbetone, puls (område 80-150 bpm), systolisk blodtryk (område 120-70 mmHg) eller en kombination af alle disse tegn.
  7. Forbered både højre og venstre bagben, når grisen er fuldt bedømt og stabil ved først at rense lemmerne med sæbe og vand for at fjerne snavs og derefter barbere håret fra huden. Vær meget opmærksom på det laterale knæområde, som vil blive brugt til elektrodeplacering senere.
  8. Transporter grisen til et kirurgisk bord og placer det sikkert i liggende stilling. Placer grisen mod foden af bordet med glutealmusklerne ved eller lidt over enden af bordet.
    BEMÆRK: Dette gør det muligt for det kirurgiske bord og bord, der holder testapparatet, at støde op.
  9. Udstubater grisen efter testen og lad dem komme sig. Standard svinefoder og vand bør udskiftes, når grisen er fuldt genoprettet og kan ambulere frit i buret.
    BEMÆRK: Analgesi efter proceduren er unødvendig for in vivo-testning alene; Carprofen og/eller buprenorphin SR kan dog gives i henhold til veterinær anbefaling. Konsultation med en lokal dyrlæge tilskyndes. Anæstesi og medicin, der er anført her, er kun til vejledning og er i øjeblikket godkendt ved University of Minnesota. Vedligeholdelse af anæstesi med isofluran blev valgt ud fra dets hurtige indtræden og forskydning og dets minimale indvirkning på in vivo nervestimulering fremkaldt drejningsmoment29. Pas på at have konsistens i anæstesiparametre på tværs af undersøgelser. Under protokollen udføres anæstesivurdering og -optagelse med 15 minutters mellemrum; Registreringen foretages på baggrund af lokale Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) og United States Department of Agriculture (USDA) retningslinjer og krav.

3. Evaluering af in vivo isometrisk drejningsmoment

  1. Placer foden på fodpladen på krafttransduceren. Brug en fleksibel sammenhængende bandage til at fastgøre foden til fodpladen.
    BEMÆRK: En hel rolle pr. fod er nødvendig; ideelt set er 4-tommer x 5-yard-rollen tilstrækkelig.
  2. Hold foden på plads på fodpladen med anklen ved neutral (A), og fastgør foden til pladen ved at vikle den sammenhængende bandage rundt om foden og fodpladen i stil med en lukket kurvvævet ankeltape (B).
    BEMÆRK: De to forsøgspersoner skal samtidig udføre de enkelte (A) og (B) opgaver.
  3. Placer anklen i en ret vinkel, når foden er fastgjort til fodpladen, defineret som 0° eller neutral med henvisning til grader af plantar eller dorsiflexion.

Figure 1
Figur 1: Billeder fra forskellige udsigtspunkter viser grisens fastgørelse til fodpladen og anatomisk justering på rammen. Anatomiske landemærker for de forreste rummuskler, fibulært hoved, knæ, tibiale plateau og lårben er noteret. Bemærk placeringen af subdermale elektrodepar på den laterale side af benet .

  1. Stabiliser knæet og anklen vinkelret.
  2. Placer først lemmens fastspændingsstænger tæt på de nødvendige placeringer. Når du er klar, startende på det mediale aspekt af lemmet, skal du justere lemmets fastspændingsstang omkring tibialplateauet.
  3. Juster derefter den laterale lemklemmestang ved lårbenets distale hoved.
    BEMÆRK: Mellem enden af hvert lem bruger spændestangen en foldet 4 x 4 gasbind til at beskytte huden ved siden af stangen.
  4. Stabiliser stængerne tæt ved hjælp af de låsende tommelskruer.
    BEMÆRK: Lemmens fastspændingsstænger vil ikke være i overensstemmelse med hinanden, men vil stemme overens med grisens anatomi.
  5. Rengør huden omkring det fibulære hoved ved at påføre 70% alkohol via rent gasbind i koncentriske cirkler, der starter i midten af den tilsigtede elektrodeplacering og bevæger sig udad. Placer de sterile perkutane nåle (50 mm, 26 G monopolar) og elektromyografi (EMG) -stil elektroder (se Tabel over materialer) over peronealnerven. Implantatelektroder subdermalt, ca. 5-10 mm.
  6. Optimer elektrodeplaceringen ved hjælp af stigende strømamplituder, som justeret på stimulatoren. Start ved 100 mA og øg efter behov.
    BEMÆRK: 300-500 mA kræves normalt for maksimalt trækmoment.
  7. Visualiser trækmomentstørrelsen på live datavisningen og over grisens forreste rum; hovene kan også spille og bevæge sig opad.
  8. Sørg for, at det bageste rum eller skinnebensnerven ikke aktiveres under stimulering. Visuelt inspicere og palpere bageste rumkontraktion og nedadgående bevægelse af hover under stimulering.
  9. Undersøg plateauområdet for tetanisk sammentrækning fra den levende momenttidssporing i de følgende trin for manglende rekruttering af antagonistmuskel (dvs. plantarflexion for denne protokol).
  10. Fremkald maksimalt isometrisk stentalmoment ved hjælp af følgende stimuleringsparametre: 100 Hz, 0,1 ms pulsbredde, over et 800 ms tog17, når elektrodeplaceringen og stimuleringsamplituderne er optimeret.
    BEMÆRK: Disse parametre kan bruges til forskellige kontraktile evalueringer.

4. Protokol til moment-ledvinkelanalyse

  1. Mål det maksimale isometriske tetaniske drejningsmoment på tværs af en række ankelpositioner, der spænder fra neutral til de nærmeste endeområder af plantarflexion eller 0-50 ° plantarflexion.
    BEMÆRK: Brug af 10 ° trin vil kræve seks sammentrækninger, og den trinvise ændring kan justeres til specifikke eksperimentelle spørgsmål.
  2. Begynd at løsne begge låseskruer på goniometertrinnet for at bevæge sig mellem ledvinkler. Sørg for, at begge låseskruer er strammet inden næste sammentrækning.
    BEMÆRK: Goniometeret er skrevet med gradsmarkeringer for at muliggøre præcis justering. Det er sandsynligvis 0 ° plantarbøjning, som opvejes af 180 ° på goniometeret. Vær forsigtig med at sikre den tilsigtede positionering.
  3. Bestem tiden mellem sammentrækningerne eksperimentelt; dog er 2 minutter tilstrækkeligt til at undgå træthed.
    BEMÆRK: Da ankelleddets vinkel ændres trinvist, kan nåleelektrerne skifte. Det kan være nødvendigt at bekræfte elektrodernes placering med træksammentrækninger som nævnt ovenfor (se trin 3.8).

5. Protokol til momentfrekvensanalyse

  1. Placer anklen i den ønskede ledvinkel. Pas på, eksperimentelt, at udføre test i samme ledvinkel hver gang.
    BEMÆRK: Typisk udføres momentfrekvensanalyser i en enkelt ledvinkel svarende til det maksimale isometriske drejningsmoment afledt af moment-ledvinkelanalysen. Peak drejningsmoment produceres ved ~ 30-35 ° plantarflexion.
  2. Mål maksimalt isometrisk drejningsmoment over en række stimuleringsfrekvenser, der inducerer usmeltede tog af trækninger op til og ud over dem, der inducerer fuldt smeltet tetani.
    BEMÆRK: Dette kan opnås ved at stimulere ved 10, 20, 40, 60 og 100 Hz (0,1 ms pulsbredde; 800 ms tog) med 2 minutter mellem hver sammentrækning for at undgå træthed. Afhængigt af præcise forsøgsspørgsmål og specifikke grisemodeller kan frekvenserne tilpasses. Det bioenergetiske substrat, der sandsynligvis anvendes under en 800 ms sammentrækning for at opretholde intracellulær ATP, er phosphocreatin30, og resyntesen af phosphocreatin er afhængig af phosphocreatin shuttle31. Fosfocreatin opsving kinetik indikerer en 90% eller mere bemærkelsesværdig genopretning mellem 90-120 s efter sammentrækning slutter30. Derfor er de anbefalede hvileintervaller mellem sammentrækninger 90-120 s. Selvom dette kan påvirkes af eksperimentelle designs, herunder muskelsygdom, skade og / eller aldring.

6. Analyse af data

  1. Klik på Analysér resultater, hvis du stadig er i softwaren, for at åbne vinduet Analyse. Alternativt kan du åbne analyseprogrammet direkte.
  2. Uanset om du bruger en automatiseret dataplatform eller manuel analyse, skal du beregne de forskellige variabler ved analyse af individuelle isometriske bølgeformer.
    BEMÆRK: Disse variabler omfatter: maksimalt trækmoment, maksimalt stivkrampemoment og kontraktile egenskaber relateret til træk og tetani, f.eks. Time-to-peak og halv afslapning. Mange eksperimentelle variabler kan normalisere kraft, for eksempel kropsvægt, muskelvolumen bestemt ud fra MR (magnetisk resonansbilleddannelse) eller CT (computertomografi) eller terminal muskelvægt. Både absolut drejningsmoment (N·m) og drejningsmoment normaliseret til kropsmasse (N·m/kg) præsenteres. Hvilemomentet placeret på fodpladen vil variere på tværs af eksperimenter. Der bør anvendes en basiskorrektion for hvilemomentet for at sikre, at der registreres ægte maksimal trækning og tetaniske drejningsmomenter. Basismomentet ved hver ledvinkel registreres og kan indikere ændringer i passivt drejningsmoment.

Representative Results

Pålidelighed og optimering af in vivo-testparametrene for svinens forreste rum er tidligere blevet rapporteret26. Sammenligningsdata på tværs af gnavere og svin for momentfrekvens er også blevet rapporteret27.

Under in vivo-vurderingen er visualisering af momentbølgeformen nødvendig i realtid for at sikre passende aktivering af det forreste rum. Bølgeformerne bør kun afspejle dorsiflexion. Bølgeformerne skal have et glat, afrundet udseende og et tilsyneladende tetanisk plateau (figur 2A). Uoverensstemmelser eller forstyrrelser af bølgeformen indikerer forskellige eksperimentelle begrænsninger, såsom utilstrækkelig stimulering, forkert elektrodeplacering eller utilstrækkelig dybde af anæstesi (figur 2B).

Figur 3A er en trækningsmoment-tidssporing med en pil, der angiver 50% maks. Drejningsmoment. Time-to-peak sammentrækning skal starte ved initiering af stimulatoren og slutte, når maksimalt trækmoment opnås (repræsentative tidsbjælker er vist under sporingen). Halv afslapning for et ryk skal starte ved det maksimale trækmoment og ende ved 50% maksimalt trækmoment (repræsentative tidsbjælker er vist under sporingen). Figur 3B er en tetanisk momenttidssporing med en pil, der angiver 50% maks. Drejningsmoment. I modsætning til trækninger, der er ideelle med hensyn til et endeligt og rettidigt maksimalt drejningsmoment, har sttaniske sammentrækninger større variation i timingen af maksimalt drejningsmoment med hensyn til, hvornår stimulatoren starter og slutter, hvilket kræver en mere nuanceret tilgang til kontraktil egenskabsanalyse. Time-to-peak sammentrækning skal begynde med initiering af stimulatoren og stoppe et sted mellem 90% -100% af det maksimale drejningsmoment. Tidsbjælkerne i figur 3B viser en afskæring på 95% maksimalt drejningsmoment. Dette er nyttigt i tilfælde som de valgte repræsentative data, fordi det maksimale drejningsmoment først nås sent i plateaufasen. En komplementær analyse til time-to-peak er den gennemsnitlige sammentrækningshastighed. De stiplede stænger på den stigende del af momenttidssporingen repræsenterer et interval på 30% -70% maksimalt drejningsmoment. Den gennemsnitlige sammentrækningshastighed skal startes ved starten af stimuleringen og fange den gennemsnitlige hastighedsændring mellem 30% -70% maksimalt drejningsmoment. Disse er anbefalede intervaller, og individuelle forskningsgrupper kan bestemme det ideelle interval omkring 50% (f.eks. ±10%). Det vigtige er at være konsistent inden for og på tværs af studier. I modsætning til trækningen bør tetanisk sammentrækning halv afslapning starte i slutningen af stimuleringen i stedet for maksimalt drejningsmoment af samme grund som nævnt ovenfor med time-to-peak. Tidsbjælkerne i figur 3B repræsenterer tiden mellem stimuleringens afslutning og opnåelse af 50% afslapning. En komplementær analyse til halv afslapning er den gennemsnitlige afslapningshastighed. De stiplede stænger på den nedadgående del af momentsporingen repræsenterer det samme maksimale drejningsmomentområde på 30%-70% som det stigende lem. Den gennemsnitlige afslapningshastighed skal starte i slutningen af stimuleringen og fange den gennemsnitlige ændringshastighed mellem 30% -70% maksimalt drejningsmoment. Igen anbefales disse intervaller. En kritisk note: Forveksl ikke den gennemsnitlige grad af sammentrækning / afslapning med den maksimale grad af sammentrækning / afslapning. Den maksimale hastighed repræsenterer den mest bemærkelsesværdige hastighedsændring mellem to tilstødende datapunkter og kan være bredt variabel.

Flere træk og kontraktile egenskaber kan analyseres for at få indsigt i fibertype og excitation-sammentrækningskoblingsegenskaber for skeletmusklerne10,32. Overfortolkning af træk og kontraktile egenskaber advares; de repræsenterer forslag og begrundelse for yderligere forhør på celleniveau og er ikke nødvendigvis vejledende. Generelt kan kontraktilitetshastigheder afspejle sarkoplasmatiske retikulumcalciumfrigivelse og myosin tung kæde isoform enzymatisk hastighed. I modsætning hertil kan afslapningshastigheder afspejle sarco (endo) plasmisk retikulum calcium ATPase enzymhastighed og isoform. Disse egenskaber kan påvirkes af træthed, muskelskader, træningstræning og mange patologier (f.eks. Ubrug atrofi).

Figur 4 viser repræsentative værdier for moment-frekvens og moment-ledvinkelforhold for uskadte lemmer. Disse data er repræsentative for en bred vifte af svinestørrelser.

En repræsentativ, eksperimentel analyse af overflade-EMG blev udført under in vivo-muskelanalyse (figur 5) for at demonstrere eksperimentel kontrol af hastighedskodning og total muskelaktivitet. Selvklæbende EMG-elektroder blev anbragt i midten af maven af peroneus tertius. En jordelektrode blev placeret på knæet for at minimere stimuleringsartefakt, og stimuleringselektrodenåle blev placeret omkring peronealnerven proksimal til muskelplaceringen. Samtidige drejningsmoment- og EMG-optagelser blev foretaget ved stimuleringsfrekvenser på 20, 60 og 100 Hz. Antallet af stimulatorimpulser (røde søjler i figur 5) afspejler kvotienten for stimuleringens varighed og tid mellem impulser. For eksempel betyder en 20 Hz stimuleringsfrekvens en puls hver 50 ms; derfor er 400 ms stimuleringsvarighed divideret med 50 ms mellem impulser lig med otte leverede impulser (figur 5A). Stimulatorpulserne leveres til nerveaxonen via perkutan nåleelektrodeplacering og producerer et tilsvarende antal elektriske muskelimpulser (dvs. 20 Hz er lig med 8 EMG-optagelser), hvilket demonstrerer den eksperimentelle kontrol af aktionspotentialefrekvensen for muskelgruppen af interesse. De rå EMG-optagelser kan konverteres via root-mean-square analyse (EMG RMS) for at visualisere den samlede muskelaktivitet med stigende stimuleringsfrekvens. Området under kurveanalysen (AUC) er en måde at kvantificere EMG RMS på for at bestemme ændringer i hele muskelaktiviteten. Der er angivet repræsentative AAC'er for hver EMG RMS-stimuleringsfrekvens (figur 5A-C).

Figure 2
Figur 2: Repræsentative bølgeformer af høj og lav kvalitet. (A) Isometriske bølgeformer til stede i et firkantet bølgeudseende med et bemærkelsesværdigt væskeplateau. (B) Bølgeformer af lav kvalitet kan skyldes utilstrækkelig stimulering eller forkert elektrodeplacering. I disse tilfælde er det nødvendigt at flytte elektroderne. For både A og B er stimulatorimpulserne (røde søjler) angivet. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Twitch og tetanisk kontraktil egenskabsanalyse. (A) Repræsentative trækninger (1 Hz) og (B) stentaniske (100 Hz) moment-tidssporinger ændres for at detaljere kontraktile egenskaber. Den røde pil på hver graf viser 50% maksimalt drejningsmoment. Blå og sorte søjler under sporingerne viser henholdsvis tid-til-spids og halv afslapningstid. Stiplede stænger på de stigende og faldende lemmer af den tetoniske momenttidssporing repræsenterer et interval på 30% -70% maksimalt drejningsmoment, der kan bruges til at bestemme den gennemsnitlige sammentræknings- eller afslapningshastighed. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Eksempeldata for moment-ledvinkel og momentfrekvens. Data fra en række kvindelige Yorkshire Cross-grise på 2,9-6,3 måneder; 39,4-75,4 kg kropsmasse; alle betragtes som sund kontrol på evalueringstidspunktet. Under alle test blev kernekropstemperaturen opretholdt ved 37 ° C. (A) Drejningsmoment normaliseret til kropsmasse evalueres ved ankelled på 0-50 ° plantarflexion; bemærk, at det maksimale drejningsmoment er bestemt ved 30°. (B) Drejningsmoment normaliseret til kropsmasse vurderes ved forskellige stimuleringsfrekvenser fra 10-100 Hz; Bemærk, at disse evalueringer blev udført med ankelleddet ved 30 ° plantarflexion. (C) Individuelle momentsporinger for hver af stimuleringsfrekvenserne blev evalueret. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 5
Figur 5: Samtidige in vivo-isometriske moment- og EMG-målinger. Samtidige EMG- og momentoptagelser ved repræsentative stimuleringsfrekvenser på (A) 20, (B) 60 og (C) 100 Hz indsamlet fra en kvindelig Yorkshire-gris (~ 90 kg kropsmasse). Stimulatorimpulser (røde søjler) blev leveret i henhold til den indstillede stimuleringsfrekvens. Rå EMG-optagelser blev konverteret til root-mean-square (EMG RMS) for at visualisere total muskelaktivitet med stigende stimuleringsfrekvens. Repræsentative EMG RMS-kurver blev analyseret for området under kurven (AUC), og AUC'er er tilvejebragt for hver stimuleringsfrekvens. Klik her for at se en større version af denne figur.

Discussion

Kritiske trin, ændringer og fejlfinding
For at minimere datavariabilitet og maksimere tilgangens succes fremhæves følgende kritiske trin.

Optimal nervestimulering
Denne eksperimentelle tilgang starter med nerveaxondepolarisering og er afhængig af korrekt elektrodeplacering og optimeret elektrisk stimulering. En post mortem analyse af nerveanatomi relateret til boney landemærker kan hjælpe med at visualisere korrekt elektrode placering under test. Erhvervelse af maksimalt trækmoment hjælper med at bestemme passende strøm (i milliampere; mA), der leveres til nerveaxonen. Der er to værdier, man skal huske på, når man optimerer nervestimulering ved testens begyndelse: (1) træk-til-tetan-forholdet er ~1:5, f.eks. ~2 N·m trækmoment svarer til et 10 N·m tetanisk drejningsmoment (figur 3); og (2) det typiske drejningsmoment i henhold til kropsmasse er ~0,3 N·m pr. kg legemsmasse (figur 4). Hvis de maksimale trækmomenter ser lave ud, skal du fjerne elektroderne og forsøge en anden placering. Sørg for at kontrollere stimulatorindstillinger, BNC-forbindelser og elektrodeforbindelser. Elektrodeplacering kan være nødvendig mellem sammentrækninger, hvis der er for meget bevægelse under placeringen af lemmet mellem ledvinkler, som nævnt ovenfor (figur 2). Bemærk, at eksperimentelle og interventionelle tilgange kan påvirke disse værdier.

Korrekt biomekanisk justering
Startmuskellængde påvirker muskelkontraktil kraft (længdespændingsforholdet), og muskellængden kan ændre sig baseret på hofte-, knæ- og ankelledjustering. Ledvinklerne skal standardiseres mellem lemmer og blandt svin. En 90° ankelledsvinkel anbefales kraftigt til hofte og knæ. En let plantarflexet ankelposition (~ 30 ° fra den neutrale 0 ° ankelledvinkel) er optimal til maksimal styrke. Det afspejler den naturlige anatomiske position af ankelleddet hos både svin og hunde, mens de står. Alle samlinger skal også være parallelle med fodpedalen og momenttransducerne for at undgå tab af målbart drejningsmoment på grund af bidraget fra en vinkelret momentvektor. Inspektion af hofte-knæ-ankel-ledvinklerne og fod-pedal-led-justering anbefales kraftigt efter fastgørelse af foden til fodpedalen og fastgørelse af knæleddet med lemmens fastspændingsstænger (figur 1). Hvis der er forkert justering, skal du låse stængerne op og fjerne dem og flytte grisen på operationsbordet. Mens standardisering af fælles vinkler på tværs af undersøgelser er afgørende for at minimere datavarians, er der begrænsninger for biomekanisk justering, der er bemærkelsesværdige, diskuteret nedenfor.

Betydning med hensyn til eksisterende eller alternative metoder
Alterative eksempler på klinisk relevante og ikke-invasive vurderinger af muskelfunktion, der kan bruges til svinemodeller, omfatter løbebånds gåafstand, EMG og aktiv muskelforskydningsbølgeelektrografi. Som 6 minutters gangtest hos mennesker kan en løbebåndstest evaluere sygdomsprogression og interventionssucces hos store dyr 33,34,35. Efter en akklimatiseringsperiode går dyrene typisk indtil slutningen af overholdelsen ved forskellige løbebåndshastigheder og / eller hældningsniveauer. Madbelønninger er ofte nødvendige for at opnå maksimal motivation. Løbebåndsvandringsresultater tilbyder imidlertid kun indirekte fortolkninger af muskelkontraktil funktion på grund af begrænsninger som emnemotivation, ikke-maksimal rekruttering af motoriske enheder og iboende medafhængighed af andre kropssystemer såsom kardiovaskulære, skelet- og åndedrætssystemer.

På den anden side tilbyder EMG en lidt bedre direkte vurdering af skeletmuskelsystemet, da EMG-elektroder placeres direkte på muskelgruppen af interesse 36,37,38. EMG-elektroder måler derefter den kollektive muskelaktivitet (depolariserede muskelfibre). Denne muskelaktivitet er baseret på rekruttering af motoriske enheder og hastighedskodning (hyppigheden af aktionspotentialer sendt til rekrutterede motoriske enheder). Det er imidlertid umuligt at adskille de relative bidrag fra rekruttering af motorenheder i forhold til hastighedskodning med overflade-EMG. Endvidere er EMG afhængig af subjektets vilje til at generere maksimale sammentrækninger, og dette niveau af samarbejde er usandsynligt i stordyrsmodeller. Selvom det kan være informativt at vurdere ændringer i EMG under gangcyklussen, repræsenterer disse data ikke en maksimal funktionel evne hos skeletmuskelgruppen af interesse. Ultralydbaseret billeddannelse ved hjælp af B-tilstand og forskydningsbølgeelastografi er en anden ikke-invasiv modalitet, der bruges til at evaluere muskelfunktionen. Der er en god sammenhæng mellem Youngs modul målt ved elastografi og stigende muskelbelastning39,40. Shear-wave elastografi er blevet valideret og anvendt som et kvantitativt mål for passiv vævsstivhed 41,42,43,44,45, herunder i en svinevolumen muskeltabsskademodel23. Det kan også anvendes som en indirekte måling af aktiv muskelkraftproduktion39. Begrænsninger, der ligner EMG for fagvillighed og samarbejde om at udføre sammentrækninger, er dog stadig til stede.

In vivo-protokollen , der er beskrevet her, i modsætning til løbebånds gåafstand og EMG, giver en pålidelig, reproducerbar og maksimal vurdering af muskelfunktionen. Denne protokol fremkalder muskelkontraktioner på en kontrolleret, kvantificerbar måde, der er uafhængig af motivation. Specifikt bruges perkutane elektroder til at stimulere nerver axoner omgå centralnervesystemet. Depolarisering af nerveaxonerne engagerer alle motoriske enheder, hvilket eliminerer variabilitet forbundet med rekruttering af motoriske enheder. Derudover kontrollerer investigator hastighedskodning (stimuleringsfrekvens). Den resulterende neuromuskulære fysiologi, der gælder for denne tilgang, starter med spændingsgated natriumkanalaktivering ved Ranviers knuder. Al efterfølgende (eller nedstrøms) fysiologi er involveret, herunder excitation-sammentrækningskobling og cross-bridge cykling. En væsentlig fordel ved in vivo ikke-invasiv muskelanalyse er, at kontraktil muskelfunktion kan måles gentagne gange, for eksempel ugentligt, for at overvåge muskelstyrken efter skade, intervention eller over en sygdomsprogression.

Begrænsninger af metoden
Det in vivo-udstyr , der er beskrevet i denne protokol, tillader passivt og aktivt isometrisk drejningsmoment som funktion af ledvinkel og stimuleringsfrekvens. Det anvendte prøvningsapparat understøtter ikke måling af dynamiske sammentrækninger (f.eks. isokinetiske excentriske eller koncentriske sammentrækninger). Apparatet tillader et bevægelsesområde på 105° at karakterisere forholdet mellem drejningsmoment og ledvinkel og bruger en vejecelle med et maksimalt drejningsmomentområde på ~50 N·m. Specifikke eksperimentelle spørgsmål kan kræve ydeevneegenskaber uden for disse specifikationer. Navnlig kan vejecellen på dette beskrevne apparat udskiftes med større momentområder, hvis det er nødvendigt.

Protokollen beskrevet heri for at måle maksimal neuromuskulær styrke in vivo har bemærkelsesværdige begrænsninger. For det første kræver denne metode anæstesi, som kan udføres forskelligt pr. Dyrefacilitetsprotokoller og ressourcer. Bedøvelsesmidler er kendt for at have varierende virkninger på neuromuskulær funktion og har vist sig at ændre mus in vivo dorsiflexor drejningsmomentproduktion på en bedøvelsestype og -dosisafhængig måde29. De differentielle virkninger af anæstetika på det store dyr in vivo drejningsmoment er uklare; Derfor skal kontrol- og eksperimentelle grupper have de samme anæstesimidler (f.eks. Alle grupper administreret ketamin) for at kontrollere denne variabilitet. For det andet begrænser afhængighed af in vivo-diffusionsmønstre udforskningen af cellulære mekanismer for kontraktil dysfunktion og akutte lægemiddeltoksiciteter. For eksempel kan koffein anvendes under in vitro-organbadstest af en isoleret muskel for at stimulere sarkoplasmatisk retikulumcalciumfrigivelse, omgå excitation-kontraktionskobling46 direkte. Mængden af koffein til at fremkalde denne effekt (mM) er dødelig i en in vivo-indstilling . Lægemiddelpåvirkninger på hele kroppen (f.eks. nyre-/leverstress) og efterfølgende faktorer, der udskilles i omløb, skal overvejes, hvis denne fremgangsmåde anvendes til lægemiddelscreening på akut muskelstyrke23. For det tredje afviger brugen af maksimal elektrisk nervestimulering fra frivillige rekrutteringsstrategier, som diskuteret ovenfor, og afspejler derfor ikke ændringer i styrke, der kan skyldes neuromuskulære rekrutteringstilpasninger.

In vivo-momentmålinger kan også begrænses med hensyn til etablering af en specifik mekanisme til eksperimentelle observationer. For eksempel afhænger drejningsmomentet omkring ankelleddet ikke kun af muskelkraftproduktion, men også af senen og leddet og bindevævets egenskaber. Desuden genereres kraft af grupper af muskler, specifikt plantar flexors (gastrocnemius, soleus og plantaris muskler) og dorsiflexors (peroneus tertius, tibialis og digitorum muskler) hos svin. Derfor kræver fortolkninger af maksimale in vivo-momentdata overvejelse af potentielle muskulotendinøse og anatomiske ændringer og er begrænset til muskelgrupper, ikke individuelle muskler. Relateret består muskelgrupper ofte af en blanding af overvejende hurtige og langsomme muskelfibre, såsom henholdsvis gastrocnemius og soleus muskel af plantar flexors. Kontraktile egenskaber såsom sammentrækningshastighed og afslapning (eller tid-til-spids sammentrækning og halv afslapningstid) er ikke pålidelige indikatorer for fibertypefysiologi ved hjælp af in vivo versus isolerede muskelpræparater, såsom in vitro- eller in situ-testprotokoller 47. Isolerede muskelpræparater er også overlegne i forståelsen af biomekaniske parametres indflydelse på muskelfunktionen, fordi egenskaber som muskellængde kan kontrolleres præcist; det er vigtigt at understrege, at forholdet mellem ledvinkel og drejningsmoment ikke svarer direkte til forholdet mellem muskellængde og kraft, da sener (f.eks. Slap), muskler (f.eks. Pennationsvinkel, sarkomeroverlapning) og ledegenskaber (f.eks. Momentarm), der bidrager til momentproduktion, er afhængige af ledvinklen. Med henblik herpå kan funktionel testning af store dyr in situ 48 være et værdifuldt supplement til in vivo-testning, idet der tages hensyn til, at in situ-test er et terminalt forsøg. Andre fremskridt til den nuværende protokol, der kan udforskes i fremtiden for at forbedre den mekanistiske indsigt i eksperimentelle fund, omfatter anvendelse af ultralyd B-mode billeddannelse til måling af muskel- og senearkitektoniske egenskaber og implantation af en senekrafttransducer til måling af muskelkraft under frivillige og elektrisk stimulerede sammentrækninger49.

Betydningen og potentielle anvendelser af metoden
Denne protokol evaluerer in vivo momentproducerende kapacitet i svine dorsiflexor muskelgruppen, hvilket demonstrerer en ikke-invasiv metode til at vurdere gevinst eller tab af muskelfunktion i en fysiologisk indstilling. Fordi metoden er ikke-terminal for grisen, kan den også bruges til at evaluere muskelfunktionen hos de samme forsøgspersoner i længderetningen under udviklingen af en sygdom eller før, under og efter en behandlingsstrategi. Som sådan kan et forsøgsdesign med gentagne foranstaltninger give mulighed for solide statistiske sammenligninger med større kraft og færre dyr sammenlignet med uafhængige foranstaltninger. Derudover er skeletmuskeldysfunktion en fremtrædende komponent i forskellige sygdomsprocesser og tilstande, såsom kronisk sygdomsrelateret muskelsvind (f.eks. Hjertesvigt, nyresvigt, AIDS, kræft osv.), Muskeldystrofi, neurodegenerative sygdomme (f.eks. SMA eller amyotrofisk lateral sklerose; ALS), aldring (dvs. sarkopeni) og lægemiddeltoksiciteter. Skeletmuskulaturens funktionelle kapacitet er et kritisk primært resultatmål for interventioner som motion, ernæring og lægemiddel- og regenerative medicinterapier. Den protokol, der er beskrevet heri for pålideligt at evaluere svinemomentets produktionskapacitet in vivo, kan således anvendes på tværs af adskillige undersøgelsesapplikationer. Det kan være medvirkende til at erhverve omfattende dyredata til oversættelse af udviklende terapier.

Disclosures

De meninger eller påstande, der er indeholdt her, er forfatternes private synspunkter. De skal ikke fortolkes som officielle eller som en afspejling af synspunkterne fra hærens, forsvarsministeriets eller USA's regerings synspunkter.

Produktionen af videoartiklen og Open Access tilgængeligheden blev sponsoreret af Aurora Scientific, Inc. Matthew Borkowski er ansat af Aurora Scientific Inc. Dette firma kan potentielt drage fordel af forskningsresultaterne.

Acknowledgments

Arbejde og data, der blev præsenteret, blev bredt støttet af US Army Medical Research and Material Command til BTC og SMG (#MR140099; #C_003_2015_USAISR; #C_001_2018_USAISR); og Department of Veterans Affairs, Veterans Health Administration, Office of Research and Development (I21 RX003188) til JAC og Dr. Luke Brewster. Forfatterne anerkender taknemmeligt USAISR Veterinary Service and Comparative Pathology Branches og UMN Advanced Preclinical Imaging Center for teknisk bistand til at gennemføre disse undersøgelser.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
615A Dynamic Muscle Control LabBook and Analysis Software Suite Aurora Scientific Inc. 615A Compatible Win Vista/7/10
892A Swine Isometric Footplate Test Apparatus Aurora Scientific Inc. 892A Includes Isometric Load Cell, Pig Footplate, Goniometer stage and positioners
Calibration Weights Ohaus or similar 80850116
Computer Aurora Scientific or any vendor 601A Computer must include data acquisition card and interface for software
Gauze pad Various vendors 4 by 4 squares or similar
Monopolar Needle Electrodes Chalgren, Electrode Store,  or similar vendor 242-550-24TP, or DTM-2.00SAF
Non-adhesive Flexiable Tape 3M, Coflex, or similar 4 inch by 5 yard role
Stimulator Aurora Scientific or comparable 701C Must include constant current stimulation mode

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Verlaan, S., et al. Nutritional status, body composition, and quality of life in community-dwelling sarcopenic and non-sarcopenic older adults: A case-control study. Clinical Nutrition. 36 (1), 267-274 (2017).
  2. Wang, D. X. M., Yao, J., Zirek, Y., Reijnierse, E. M., Maier, A. B. Muscle mass, strength, and physical performance predicting activities of daily living: a meta-analysis. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 11 (1), 3-25 (2020).
  3. Ishikawa, Y., et al. Duchenne muscular dystrophy: survival by cardio-respiratory interventions. Neuromuscular Disorders. 21 (1), 47-51 (2011).
  4. Khirani, S., et al. Respiratory muscle decline in Duchenne muscular dystrophy. Pediatric Pulmonology. 49 (5), 473-481 (2014).
  5. Ziter, F. A., Allsop, K. G., Tyler, F. H. Assessment of muscle strength in Duchenne muscular dystrophy. Neurology. 27 (10), 981-984 (1977).
  6. Garg, K., et al. Volumetric muscle loss: persistent functional deficits beyond frank loss of tissue. Journal of Orthopaedic Research. 33 (1), 40-46 (2015).
  7. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (51), e2782 (2011).
  8. Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54487 (2016).
  9. Call, J. A., Warren, G. L., Verma, M., Lowe, D. A. Acute failure of action potential conduction in mdx muscle reveals new mechanism of contraction-induced force loss. The Journal of Physiology. 591, Pt 15 3765-3776 (2013).
  10. Call, J. A., Eckhoff, M. D., Baltgalvis, K. A., Warren, G. L., Lowe, D. A. Adaptive strength gains in dystrophic muscle exposed to repeated bouts of eccentric contraction. The Journal of Physiology. 111 (6), 1768-1777 (2011).
  11. Ingalls, C. P., Wenke, J. C., Nofal, T., Armstrong, R. B. Adaptation to lengthening contraction-induced injury in mouse muscle. The Journal of Physiology. 97 (3), 1067-1076 (2004).
  12. Hyman, S. A., et al. In vivo supraspinatus muscle contractility and architecture in rabbit. The Journal of Physiology. 129 (6), 1405-1412 (2020).
  13. Childers, M. K., Grange, R. W., Kornegay, J. N. In vivo canine muscle function assay. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (50), e2623 (2011).
  14. Grange, R. W., et al. Muscle function in a canine model of X-linked myotubular myopathy. Muscle & Nerve. 46 (4), 588-591 (2012).
  15. Novakova, S. S., et al. Repairing volumetric muscle loss in the ovine peroneus tertius following a 3-month recovery. Tissue Engineering Part A. , (2020).
  16. Maeng, G., et al. Humanized skeletal muscle in MYF5/MYOD/MYF6-null pig embryos. Nature Biomedical Engineering. , (2021).
  17. Ward, C. L., et al. Autologous minced muscle grafts improve muscle strength in a porcine model of volumetric muscle loss injury. Journal of Orthopaedic Trauma. 30 (12), 396-402 (2016).
  18. Prather, R. S., Lorson, M., Ross, J. W., Whyte, J. J., Walters, E. Genetically engineered pig models for human diseases. Annual Review of Animal Biosciences. 1, 203-219 (2013).
  19. Lowe, D. A., Warren, G. L., Ingalls, C. P., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Muscle function and protein metabolism after initiation of eccentric contraction-induced injury. Journal of Applied Physiology. 79 (4), 1260-1270 (1995).
  20. Ashton-Miller, J. A., He, Y., Kadhiresan, V. A., McCubbrey, D. A., Faulkner, J. A. An apparatus to measure in vivo biomechanical behavior of dorsi- and plantarflexors of mouse ankle. Journal of Applied Physiology. 72 (3), 1205-1211 (1992).
  21. Chao, T., Burmeister, D. M., Corona, B. T., Greising, S. M. Oxidative pathophysiology following volumetric muscle loss injury in a porcine model. Journal of Applied Physiology. 126 (6), 1541-1549 (2019).
  22. Corona, B. T., Greising, S. M. Challenges to acellular biological scaffold mediated skeletal muscle tissue regeneration. Biomaterials. 104, 238-246 (2016).
  23. Corona, B. T., Rivera, J. C., Dalske, K. A., Wenke, J. C., Greising, S. M. Pharmacological Mitigation of Fibrosis in a Porcine Model of Volumetric Muscle Loss Injury. Tissue Engineering Part A. , (2020).
  24. Corona, B. T., Rivera, J. C., Greising, S. M. Inflammatory and physiological consequences of debridement of fibrous tissue after volumetric muscle loss injury. Clinical and Translational Science. 11 (2), 208-217 (2018).
  25. Corona, B. T., Rivera, J. C., Wenke, J. C., Greising, S. M. Tacrolimus as an adjunct to autologus minced muscle grafts for the repair of a volumetric muscle loss injury. Journal of Experimental Orthopaedics. 4 (1), 36 (2017).
  26. Greising, S. M., et al. Unwavering pathobiology of volumetric muscle loss injury. Scientific Reports. 7 (1), 13179 (2017).
  27. Pollot, B. E., Corona, B. T. Volumetric muscle loss. Methods in Molecular Biology. 1460, 19-31 (2016).
  28. Kheirabadi, B. S., et al. Long-term effects of Combat Ready Clamp application to control junctional hemorrhage in swine. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 77 (3), Suppl 2 101-108 (2014).
  29. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Lowe, D. A., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Differential effects of anesthetics on in vivo skeletal muscle contractile function in the mouse. Journal of Applied Physiology. 80 (1), 332-340 (1996).
  30. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 296 (1), 161-170 (2009).
  31. Meyer, R. A., Sweeney, H. L., Kushmerick, M. J. A simple analysis of the "phosphocreatine shuttle.". American Journal of Physiology. 246 (5), Pt 1 365-377 (1984).
  32. McKeehen, J. N., et al. Adaptations of mouse skeletal muscle to low-intensity vibration training. Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (6), 1051-1059 (2013).
  33. Boakye, M., et al. Treadmill-based gait kinematics in the yucatan mini pig. Journal of Neurotrauma. 37 (21), 2277-2291 (2020).
  34. Woodman, C. R., Muller, J. M., Laughlin, M. H., Price, E. M. Induction of nitric oxide synthase mRNA in coronary resistance arteries isolated from exercise-trained pigs. American Journal of Physiology. 273 (6), 2575-2579 (1997).
  35. Boddy, K. N., Roche, B. M., Schwartz, D. S., Nakayama, T., Hamlin, R. L. Evaluation of the six-minute walk test in dogs. American Journal of Veterinary Research. 65 (3), 311-313 (2004).
  36. Valentin, S., Zsoldos, R. R. Surface electromyography in animal biomechanics: A systematic review. Journal of Electromyography & Kinesiology. 28, 167-183 (2016).
  37. Stegeman, D. F., Blok, J. H., Hermens, H. J., Roeleveld, K. Surface EMG models: properties and applications. Journal of Electromyography & Kinesiology. 10 (5), 313-326 (2000).
  38. Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
  39. Liu, J., et al. Non-invasive quantitative assessment of muscle force based on ultrasonic shear wave elastography. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (2), 440-451 (2019).
  40. Wang, A. B., Perreault, E. J., Royston, T. J., Lee, S. S. M. Changes in shear wave propagation within skeletal muscle during active and passive force generation. Journal of Applied Biomechanics. 94, 115-122 (2019).
  41. Brandenburg, J. E., et al. Quantifying passive muscle stiffness in children with and without cerebral palsy using ultrasound shear wave elastography. Developmental Medicine & Child Neurology. 58 (12), 1288-1294 (2016).
  42. Brandenburg, J. E., et al. Ultrasound elastography: the new frontier in direct measurement of muscle stiffness. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 95 (11), 2207-2219 (2014).
  43. Brandenburg, J. E., et al. Feasibility and reliability of quantifying passive muscle stiffness in young children by using shear wave ultrasound elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34 (4), 663-670 (2015).
  44. Eby, S. F., et al. Shear wave elastography of passive skeletal muscle stiffness: influences of sex and age throughout adulthood. Clinical Biomechanics. 30 (1), Bristol, Avon. 22-27 (2015).
  45. Eby, S. F., et al. Validation of shear wave elastography in skeletal muscle. Journal of Biomechanics. 46 (14), 2381-2387 (2013).
  46. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Williams, J. H., Ward, C. W., Armstrong, R. B. E-C coupling failure in mouse EDL muscle after in vivo eccentric contractions. Journal of Applied Physiology. 85 (1), 58-67 (1998).
  47. Warren, G. L., Lowe, D. A., Armstrong, R. B. Measurement tools used in the study of eccentric contraction-induced injury. Sports Medicine. 27 (1), 43-59 (1999).
  48. Dobson, J. L., Gladden, L. B. Effect of rhythmic tetanic skeletal muscle contractions on peak muscle perfusion. Journal of Applied Physiology. 94 (1), 11-19 (2003).
  49. Fleming, B. C., Beynnon, B. D. In vivo measurement of ligament/tendon strains and forces: a review. Annals of Biomedical Engineering. 32 (3), 318-328 (2004).

Tags

Biologi udgave 175 skeletmuskelkontraktion muskelfunktion muskelfysiologi nervestimulering
<em>In vivo</em> Måling af Hindlimb Dorsiflexor isometrisk drejningsmoment fra gris
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Corona, B. T., Call, J. A.,… More

Corona, B. T., Call, J. A., Borkowski, M., Greising, S. M. In Vivo Measurement of Hindlimb Dorsiflexor Isometric Torque from Pig. J. Vis. Exp. (175), e62905, doi:10.3791/62905 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter