Summary
El estándar de oro en cardiología para experimentos funcionales celulares y moleculares son los cardiomiocitos. Este artículo describe adaptaciones a la técnica no Langendorff para aislar cardiomiocitos de ratón.
Abstract
La necesidad de métodos reproducibles pero técnicamente simples que produzcan cardiomiocitos de alta calidad es esencial para la investigación en biología cardíaca. Los experimentos funcionales celulares y moleculares (por ejemplo, contracción, electrofisiología, ciclo de calcio, etc.) en cardiomiocitos son el estándar de oro para establecer los mecanismos de la enfermedad. El ratón es la especie de elección para experimentos funcionales y la técnica descrita es específicamente para el aislamiento de cardiomiocitos de ratón. Los métodos anteriores que requerían un aparato de Langendorff requieren altos niveles de entrenamiento y precisión para la canulación aórtica, lo que a menudo resulta en isquemia. El campo se está desplazando hacia métodos de aislamiento sin Langendorff que son simples, son reproducibles y producen miocitos viables para la adquisición de datos fisiológicos y el cultivo. Estos métodos disminuyen en gran medida el tiempo de isquemia en comparación con la canulación aórtica y dan como resultado cardiomiocitos obtenidos de manera confiable. Nuestra adaptación al método sin Langendorff incluye una perfusión inicial con solución de limpieza helada, el uso de una plataforma estabilizadora que garantiza una aguja estable durante la perfusión y pasos de digestión adicionales para garantizar la obtención confiable de cardiomiocitos para su uso en mediciones funcionales y cultivo. Este método es simple y rápido de realizar y requiere poca habilidad técnica.
Introduction
Durante décadas, una idea esencial en la literatura de biología cardíaca es el mecanismo de acción molecular. El mecanismo de acción debe establecerse para publicar estudios confiables. Una estrategia bien establecida para determinar el mecanismo molecular son los estudios aislados de cardiomiocitos, que requieren cardiomiocitos de alta calidad para obtener datos confiables. Los experimentos celulares y moleculares realizados en cardiomiocitos para determinar el mecanismo de acción son el estándar de oro para investigar la contracción1, electrofisiología2, calcio (Ca 2+) ciclo3, miofilamento Ca2+ sensibilidad4, citoesqueleto5, metabolismo6, efectos de las hormonas7, moléculas de señalización8, estudios farmacológicos9 etc. El ratón se ha convertido en la especie de elección para la mayoría de los experimentos de biología cardíaca debido a la facilidad de manipulación genética, su pequeño tamaño, su vida útil relativamente corta, bajo costo, etc.10. Sin embargo, el aislamiento confiable de cardiomiocitos de ratón de alta calidad no es trivial con las técnicas actuales.
Los laboratorios han estado aislando cardiomiocitos durante casi 70 años11. Prácticamente todas las técnicas para aislar cardiomiocitos se basan en la digestión del corazón a través de varias enzimas (colagenasa, proteasa, tripsina, etc.). En los primeros períodos (1950-1960), se empleó el método de trozos, que consistía en extraer el corazón, cortar en trozos mucho más pequeños e incubar en solución con colagenasa / proteasa / tripsina12. En la década de 1970, los laboratorios implementaron el método mejorado "Langendorff"13, que aisló cardiomiocitos utilizando una técnica de aislamiento basada en la perfusión de la arteria coronaria (perfusión retrógrada con enzima a través del aparato de Langendorff); Esta técnica sigue siendo el método dominante de aislamiento de miocitos en el campo hoy en día, ~ 50 años después14,15,16. El trabajo reciente se ha desplazado a la canulación del corazón in vivo para limitar el tiempo de hipoxia y el daño isquémico, lo que resulta en aislamientos de cardiomiocitos superiores (mejores rendimientos y mayor calidad)17. Recientemente, esto ha evolucionado para realizar perfusiones cardíacas in vivo sin Langendorff 18,19,20,21,22. Hemos evolucionado la técnica de aislamiento de cardiomiocitos sin Langendorff basada en la técnica de Ackers-Johnson et al.18 y hemos adaptado varios componentes de las muchas técnicas de aislamiento anteriores. Estas adaptaciones clave incluyen la inyección de un tampón de limpieza helada y la incorporación de una plataforma de soporte para estabilizar la aguja, lo que permite una menor manipulación del corazón. También se detalla en esta técnica el control de la temperatura de los tampones inyectados (37 °C), lo que disminuyó el tiempo entre la inyección in vivo y la digestión debido a una menor perfusión de EDTA como se publicó anteriormente18. Al disminuir la manipulación del corazón y, por lo tanto, minimizar el tamaño del sitio de punción, se obtiene una perfusión completa y constante de las arterias coronarias. También refinamos la técnica con un método secundario de digestión de trozos, la cantidad de EDTA en el tampón de limpieza inyectado y cambiamos el pH. Nuestra técnica descrita es más confiable, más eficiente y no requiere el entrenamiento / práctica extensiva en comparación con el uso del aparato de Langendorff (Tabla 1).
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Protocol
Todos los procedimientos realizados en este estudio fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Estatal de Ohio de acuerdo con las pautas de los NIH.
1. Preparación de la solución
NOTA: Consulte la Tabla 2 para conocer las concentraciones de tampón.
- Preaislamiento (hasta 2 semanas antes del aislamiento de miocitos)
- Base tampón de perfusión: Preparar 1 L de base tampón de perfusión (NaCl, KCl, NaH 2 PO 4, HEPES, glucosa y BDM) en 1 L de 18,2 MΩ·cm H2O. Ajustar a pH7,4 antes de la filtración estéril de 0,22 μm. Conservar a 4 °C hasta el día del aislamiento.
- Tampón de limpieza: Prepare 1 L de tampón de limpieza (NaCl, KCl, NaH 2PO 4, HEPES, glucosa, EDTA y BDM) en 1 L de ultrapuro 18.2 MΩ·cm H2O. Ajuste a pH7.4 antes de la filtración estéril de 0.22 μm. Conservar a 4 °C hasta el día del aislamiento.
- Solución madre de CaCl 2 de 100 mM: Pesar 1,11 g de CaCl 2 y disolver en 100 ml de 18,2 MΩ·cmH2O. ultrapuro hasta el día del aislamiento.
- Alícuotas de liberasa: Disuelva 5 mg de enzimas digestivas en 5 ml de agua estéril sin RNasa. Preparar 0,8 ml de alícuotas y almacenar a -20 °C hasta el día del aislamiento.
- Laminar los platos: Aplicar 100 μL de laminina de ratón de 40 μg/ml a placas de Petri estériles de 30 ml con fondo de vidrio. Dejar reposar durante 30 min y eliminar el exceso de laminina. Coloque la laminina en una placa de Petri con incubación UV a temperatura ambiente durante 30 min. Conservar a 4 °C hasta el día del aislamiento (las placas de Petri laminadas pueden utilizarse hasta 2 semanas).
- Medios DMEM: En un gabinete de bioseguridad, agregue 2.5 ml de FBS, 0.5 ml de penicilina-estreptomicina (50 U/mL-50 μg) y 1 ml de 500 mM BDM a 46 ml de DMEM. Conservar a 4 °C hasta el día del aislamiento (el medio puede utilizarse hasta 2 semanas).
- Medios M199: Prepare 1 L de medio M199 (NaHCO3, HEPES, L-glutatión, M199, BDM y BSA) en 1 L de 18.2 MΩ·cm H2O. Ajuste a pH 7.4 antes de la filtración estéril (filtro de 0.22 μm). Conservar a 4 °C hasta el día del aislamiento.
- 500 mM BDM stock: Añadir 0,5 g de BDM a 10 mL de ultrapuro 18,2 MΩ·cm H2O. Conservar a 4 °C hasta el día del aislamiento.
- Creación de plataforma estabilizadora: Moldee plastilina alrededor de la base de la aguja atornillada en la llave de paso Luer. Moldee la placa de Petri que contendrá el corazón y asegúrese de que la aguja esté a la altura adecuada para la inyección del ventrículo (~ 5 mm por encima del fondo del plato).
- El día del aislamiento
- Tampón de perfusión: El día del aislamiento, añadir 9,5 mg de MgCl2 a 100 ml de base tampón de perfusión. Deje mezclar completamente antes de retirar 30 ml de tampón de perfusión completo y colóquelo en una botella de vidrio limpia y de boca ancha de 100 ml con tapa de rosca (tampón de digestión).
NOTA: Estas adiciones se pueden hacer el día del aislamiento sin ajustes adicionales de pH, ya que su adición altera insignificantemente el pH.- Retire 12 ml de tampón de perfusión y colóquelo a un lado (tampón de parada). Vierta los 58 ml restantes de tampón de perfusión en otra botella de vidrio limpia y de boca ancha de 100 ml con tapa de rosca. Conservar el tampón de perfusión restante a 37 °C durante todo el aislamiento.
- Tampón de digestión: Añadir 7,5 μL de 100 mM CaCl2 a 30 ml de tampón de perfusión para una concentración final de 25 μM. Inmediatamente antes del aislamiento, añadir 770 μL de Liberase al tampón de digestión para una concentración final de 26 μg/ml.
- Detener tampón: Disolver 240 mg de BSA en 12 ml de tampón de perfusión. Conservar a 37 °C durante todo el aislamiento.
- Tampón de limpieza: Prepare una jeringa de 3 ml de tampón de limpieza y limpie la aguja de burbujas. Almacenar en hielo hasta el aislamiento.
- Tampón de perfusión: El día del aislamiento, añadir 9,5 mg de MgCl2 a 100 ml de base tampón de perfusión. Deje mezclar completamente antes de retirar 30 ml de tampón de perfusión completo y colóquelo en una botella de vidrio limpia y de boca ancha de 100 ml con tapa de rosca (tampón de digestión).
2. Preparación del colector
- Limpie el colector de temperatura controlada con tampón de perfusión recién preparado, teniendo cuidado de asegurarse de que no queden burbujas. Con un conector de bloqueo Luer, atornille una aguja de 27 G y limpie las burbujas. Un colector despejado es esencial para un aislamiento exitoso.
3. Preparación animal
- Inyectar el ratón por vía intraperitoneal con 100 mg/kg de ketamina y 20 mg/kg de xilazina por peso corporal inmediatamente antes del aislamiento. Este procedimiento utilizó un ratón macho C57Bl/6 de 4 meses de edad.
- Si es necesario, coloque el ratón en una almohadilla quirúrgica calentada para estimular la sedación. Coloque los brazos del ratón y pegue las extremidades y la base de la cola a un pañal azul de laboratorio. Asegúrese de que el animal esté completamente anestesiado mediante la retirada del reflejo de pellizco del dedo del pie. Aplique una cortina estéril alrededor del área quirúrgica.
4. Procedimiento de aislamiento de cardiomiocitos
- Exponer el esternón del ratón y, lateralmente a la línea media, cortar proximalmente a través de las costillas y a la axila. Corte suavemente completamente a través del diafragma, asegurando cortes poco profundos para evitar el corazón. Sujete el esternón con un hemostático y doble las costillas hacia atrás para exponer la cavidad torácica.
- Retire suavemente el pericardio del corazón y corte completamente a través de la vena cava inferior, inmediatamente distal al corazón. Use una jeringa de 3 ml con una aguja de 27 g para inyectar rápidamente 3 ml de tampón de limpieza helada en el ventrículo derecho del corazón durante 1 minuto.
- Sostenga suavemente el corazón con pinzas y aléjese del cuerpo, exponiendo la mayor cantidad posible de aorta. Usando un hemostático, sujete la aorta ascendente, teniendo cuidado de no sujetar las aurículas, y extirpe el corazón del pecho.
- Transfiera rápidamente el corazón pinzado a la tapa de una placa de Petri de polipropileno con aproximadamente 10 ml de tampón de perfusión caliente. Coloque el corazón pinzado en la plataforma de soporte y use una aguja estabilizada de 27 G conectada al colector para inyectar 10 ml de tampón de perfusión de temperatura controlada a 37 °C en el ventrículo izquierdo durante 5 min.
- Transfiera el corazón pinzado y la plataforma de soporte a una placa de Petri con aproximadamente 5 ml de tampón de digestión. Intercambie las jeringas de entrada por una jeringa de 50 ml con 25 ml de tampón de digestión.
- Limpie el colector de cualquier burbuja y el tampón de perfusión restante antes de la inyección. Reemplace cuidadosamente la aguja en la misma posición de la aguja en el ápice ventricular izquierdo.
- Use una bomba de perfusión para inyectar tampón de digestión de temperatura controlada a 37 °C en el ventrículo izquierdo durante 15 minutos usando una jeringa de 50 ml. Controle la temperatura de la solución con una camisa de agua previamente calibrada para expulsar una solución a 37 °C en el extremo de la aguja.
- Retire los ventrículos de las aurículas y transfiéralos a un vaso de precipitados de 10 ml. Agregue 3 ml de tampón de digestión al vaso de precipitados y, con tijeras afiladas, corte los ventrículos en trozos grandes. Cubra el vaso de precipitados con papel de aluminio y colóquelo en un baño de agua agitante precalentado a 37 °C durante 5 min.
- Deseche el sobrenadante, teniendo cuidado de evitar eliminar trozos de tejido. Resuspender los trozos de tejido en 3 ml de tampón de digestión y triturar durante aproximadamente 4 minutos o hasta que se logre una mezcla homogénea.
- Filtre las células a través de un filtro de células de nylon de 70 μm en un tubo de polipropileno de 50 ml.
- Devolver el filtrado a un tubo de polipropileno de fondo redondo de 14 ml y centrifugar durante 1 min a 100 rpm. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender el pellet en 3 ml de tope de parada.
- Añadir 54 μL de material de CaCl 2 de 100 mM a las células resuspendidas para obtener una concentración final de CaCl2 de 1,8 mM. Este paso también se puede realizar paso a paso para aumentar el rendimiento celular.
- Deje que las células vivas se asienten por gravedad durante 10 minutos antes de retirar el sobrenadante que contiene células muertas. Resuspender el pellet en solución de almacenamiento (solución de perfusión con 200 μM CaCl2). Estas células ahora se pueden usar para experimentos funcionales (es decir, imágenes / contracción de calcio, pinza de parche, etc.), cultivo, etc.
NOTA: Las células también pueden ser resuspendidas en soluciones dependientes de laboratorio o experimento.
5. Cultivo celular
- Cuente las células usando un hemocitómetro o por un conteo de vista de campo usando una cubierta cuadriculada. Como los miocitos son muy grandes, el conteo con un hemocitómetro no siempre es preciso. Esto se utiliza para tener una idea de aproximadamente cuántas células se obtuvieron del aislamiento.
- Diluya las células a ~ 25,000 células / ml con medios DMEM. Agregue 1 ml de solución celular a cada pocillo.
- Incubar a 37 °C, 95% O2, 5%CO2 durante 2 h.
- Aspire suavemente los medios DMEM de cada pocillo y agregue 2 ml de medios M199.
- Incubar a 37 °C, 95% O2, 5%CO2 durante un máximo de 24 h.
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Representative Results
Hay algunos elementos a examinar al determinar el éxito de un aislamiento. En primer lugar, los cardiomiocitos deben tener forma de bastón sin ampollas de membrana, como las células aisladas en la Figura 1. Un aislamiento típico producirá ~ 80% de los miocitos en forma de bastón. Si el aislamiento produce menos del 50% de células en forma de bastón, entonces se considera un aislamiento fallido y no se utilizan cardiomiocitos. Por último, los cardiomiocitos deben estar inactivos. Los miocitos de contracción espontánea demuestran intolerancia al Ca2+ y producirán datos poco fiables. De todos los aislamientos realizados utilizando la técnica anterior, casi todos los aislamientos se consideran exitosos. Los cardiomiocitos cultivados se consideran exitosos si tienen forma de bastoncillo sin ampollas de membrana o bordes redondeados con altas tasas de supervivencia (Figura 2).
Tabla 1. Una tabla de diferencias observadas entre nuestro método, los métodos de Langendorff, y los métodos libres de Langendorff publicados previamente para aislar cardiomiocitos de ratón. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Tabla 2: Concentraciones de medios amortiguadores. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Figura 1. (A) cardiomiocitos de ratón C57Bl/6 de 4 meses de edad obtenidos mediante microscopía de campo brillante. Rendimiento: ~80%; Aumento de 20x. (B) Imagen de campo brillante de un cardiomiocitos de ratón C57Bl/6 de 4 meses de edad. Los cardiomiocitos son quiescentes, exhibiendo forma de bastón sin ampollas de membrana. La barra de escala es de 100 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. (A) Los cardiomiocitos de ratón C57Bl/6 de 4 meses de edad cultivados durante 24 h en medios M199. Viabilidad: ~80%; Aumento de 20x. (B) Miocitos cultivados durante 24 h. A las 24 h, los cardiomiocitos exhiben forma de bastón sin ampollas de membrana. (C) % de curva de supervivencia para cardiomiocitos cultivados durante 24 h utilizando el método descrito. La barra de escala es de 100 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
La principal ventaja de nuestra técnica de aislamiento de cardiomiocitos sin Langendorff es que limita la hipoxia y el tiempo isquémico al no requerir canulación a un aparato de Langendorff. Alternativamente a las técnicas clásicas de Langendorff que tardan varios minutos en extraer, limpiar y colgar el corazón, lo que a menudo resulta en daño isquémico al miocito, nuestro método incluye una limpieza in vivo de la sangre a través de una solución de limpieza helada. El tampón de limpieza helada contiene ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), quela irreversiblemente cationes divalentes para eliminar eficientemente el calcio, convirtiéndolo en un excelente anticoagulante, y por lo tanto detiene la contracción23. El uso de soluciones heladas inhibe la contracción al disminuir el intercambio iónico y la tasa metabólica celular, previniendo el daño causado por la isquemia24. Al eliminar la necesidad de canulación aórtica, las técnicas libres de Langendorff producen miocitos robustos que resultan en una preparación más confiable para producir datos confiables, lo que no siempre es el caso de los métodos de aislamiento de Langendorff.
Esta es una variación de una técnica de aislamiento libre de Langendorff publicada anteriormente18 con adaptaciones como se destaca en la Tabla 1. Lo más importante es que esta técnica introduce una plataforma estabilizadora que limita el número de veces que se debe extraer y reemplazar la aguja del corazón. Cualquier movimiento innecesario introducido en la aguja mientras se inserta en el ventrículo ensancha el sitio de punción. Un sitio de punción más amplio da como resultado un reflujo fuera del ventrículo desde el sitio de punción, disminución de la presión en el corazón y disminución del flujo a las coronarias. Este problema se soluciona mediante el uso de la plataforma estabilizadora. Al limitar el movimiento de la aguja y el número de veces que se retira y reemplaza la aguja (una en comparación con tres veces como se describió anteriormente18), mantenemos un flujo constante a las coronarias y logramos la digestión de manera consistente. Otra adaptación clave fue la adición de una chaqueta de temperatura controlada para mantener las soluciones enzimáticas a 37 ° C al ingresar al corazón (el baño de temperatura se calibró para expulsar a 37 ° C de la aguja). La enzima de digestión utilizada tiene una actividad de reacción óptima a 37 °C, y la adición de control de temperatura aumenta la actividad enzimática, disminuyendo así el tiempo de digestión. La liberasa también tiene una variabilidad mínima de lote a lote y tiene una mayor reproducibilidad en comparación con otras enzimas. Otra adaptación de las técnicas anteriores es una disminución de la cantidad de solución de limpieza inyectada. La disminución de la cantidad de tampón de limpieza para entrar en el corazón y permitir que se elimine más sangre mediante el tampón de perfusión disminuye la inactivación de la enzima de digestión por EDTA. Otra razón por la que nuestro método logra consistentemente aislamientos de miocitos exitosos es mediante el uso de BDM. BDM es un inhibidor de la miosina que previene el mecanismo de golpe de potencia del sarcómero, inhibiendo así la contracción y limitando la lesión por reoxigenación durante la digestión. Al limitar la contracción, evitamos el ciclo del calcio y la producción inherente de especies reactivas de oxígeno en la contracción de miocitos en cultivo. Dado que el medio de cultivo contiene calcio, es posible que los miocitos puedan contraerse y disminuir el rendimiento posterior después del cultivo. Elegimos cultivar los miocitos en BDM para prevenir la contracción y aumentar el rendimiento25,26. BDM siempre se puede lavar de los miocitos para mediciones funcionales después del cultivo con gran éxito. Alternativamente, todos los pasos de este procedimiento se pueden realizar sin la adición de BDM, pero los aislamientos pueden no considerarse como "exitosos" en miocitos aislados libres de BDM.
Además del tiempo isquémico, hay muchos otros factores que determinarán si un aislamiento producirá miocitos robustos. Dado que existen diferentes condiciones en los laboratorios individuales, las personas que realizan el aislamiento pueden necesitar modificar la cantidad de enzima y / o calcio, el tiempo de perfusión y / o la velocidad de la bomba, y la velocidad y / o el tiempo del baño de agua oscilante. Estos parámetros dependerán del modelo de ratón utilizado, como sano o enfermo, envejecimiento, etc.
Si bien esta técnica no requiere la habilidad quirúrgica necesaria para las técnicas basadas en Langendorff, todavía hay pasos críticos para que la técnica tenga éxito. El problema más común que produce miocitos pobres con esta técnica se debe a las burbujas que ingresan al sistema de perfusión y bloquean el acceso del tejido miocárdico al tampón de perfusión. La solución a este problema es una práctica cuidadosa para evitar burbujas (a través de la técnica adecuada de eliminación de jeringas, la técnica adecuada de eliminación de agujas, eructos del colector de burbujas al cambiar jeringas, etc.), así como múltiples puntos de salida del sistema de perfusión en caso de que una burbuja se aloje en el colector. Sin burbujas, en nuestra experiencia, obtenemos aislamientos de miocitos casi 100% exitosos (definidos como miocitos en forma de bastón por encima del 50%; el promedio es ~ 80%).
Si bien el método se ha simplificado mediante la eliminación de la habilidad quirúrgica requerida para el método Langendorff, este método adaptado solo se ha probado en ratones. Otra ventaja del método libre de Langendorff es que puede ser utilizado para muchos modelos murinos (es decir, desde neonatos hasta senescencias), como se describió anteriormente19. Desafortunadamente, los mamíferos más grandes (por ejemplo, perros, cerdos, etc.) no serán adecuados para esta técnica debido al tamaño de sus corazones. Sería imposible perfundir el corazón con suficiente solución para adquirir miocitos confiables.
Nuestra adaptación del método libre de Langendorff es un método confiable para el aislamiento exitoso de cardiomiocitos de ratón. En comparación con el método de Langendorff, este enfoque alternativo requiere poca habilidad técnica para obtener cardiomiocitos de manera consistente.
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Disclosures
No hay conflictos de intereses que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por las subvenciones R01 HL114940 (Biesiadecki), R01 AG060542 (Ziolo) y T32 HL134616 (Sturgill y Salyer) de los Institutos Nacionales de Salud.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 cc Bd Luer-Lok Syringe | Fisher Sci | 14-827-52 | |
| 10 mL Pyrex Low-Form Beaker | Cole-Palmer | UX-34502-01 | |
| 100 mL polypropylene cap glass media storage bottle | DWK Life Sciences | UX-34523-00 | |
| 14 mL Round-Bottom Polypropylene Test Tubes With Cap | Fisher Sci | 14-959-11B | |
| 2,3-Butanedione Monoxime | Sigma | B0753 | >98% |
| 3 cc BD Luer-Lok Syringe | Fisher Sci | 14-823-435 | |
| 35 mm glass bottom dishes | MatTek Corporation | P35G-1.0-20-C | |
| 50 mL BD Syringe without Needle | Fisher Sci | 13-689-8 | |
| 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Cole-Palmer | EW-22999-84 | |
| 95% O2 5% CO2 | |||
| AIMS Space Gel Heating Pad | Fisher Sci | 14-370-223 | |
| BD PrecisionGlide 27 G X 1/2" Hypodermic Needles | Becton Dickinson | 305109 | |
| Bovine Serum Albumin | Sigma | A3803 | Heat shock fraction, lyophilized powder, essentially fatty acid free, >98% |
| Calcium Chloride dihydrate | Sigma | C7902 | >99% |
| D-(+)-Glucose | Sigma | G7021 | Suitable for cell culture, >99.5% |
| DMEM | Fisher Sci | 11965092 | |
| EDTA | Fisher Sci | AAA1071336 | |
| Falcon 100 mm TC-treated Cell Culture Dish | Corning | 353003 | |
| FBS | R&D Systems (Bio-techne) | S11195 | |
| Fisherbrand Isotemp Heated Immersion Circulators | Fisher Sci | 13-874-432 | |
| Hartman Mosquito Hemostatic Forceps | World Precision Instruments | 15921 | |
| Hausser Scientific Hy-Lite Counting Chamber Set | Fisher Sci | 02-671-11 | |
| HEPES | Sigma | H4034 | >99.5% |
| Labeling Tape | Fisher Sci | 15-901-10R | |
| Legato 100 Syringe Pump | kdScientific | 788100 | |
| L-glutathione | Fisher Sci | ICN19467980 | |
| Liberase TH Research Grade | Sigma | 5401135001 | High thermolysin concentration |
| M199 | Fisher Sci | MT10060CV | |
| Magnesium Chloride | Invitrogen | AM9530G | |
| Mouse Laminin | Corning | 354232 | |
| Pen/Strep | Fisher Sci | ||
| Potassium Chloride | Sigma | P5405 | >99% |
| Precision Digital Reciprocating Water Bath | ThermoFisher Scientific | TSCIR19 | |
| Sodium Bicarbonate | Sigma | S5761 | Suitable for cell culture |
| Sodium Chloride | Sigma | S5886 | >99% |
| Sodium phosphate monobasic | Sigma | S5011 | >99% |
| Sterile Cell Strainer 70 µm | Fisher Sci | 22-363-548 | |
| Student Fine Scissors | Fine Science Tools | 91460-11 | |
| VWR Absorbent Underpads | Fisher Sci | NC9481815 |
References
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