Artículo de método

Infarto de miocardio por despliegue de bobina de embolización percutánea en un modelo porcino

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DOI:

10.3791/63172

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4 de noviembre de 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III

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Resumen

Los modelos animales de infarto de miocardio (IM) que emulan el proceso natural de la enfermedad en humanos son cruciales para comprender los mecanismos fisiopatológicos y probar la seguridad y eficacia de las nuevas terapias emergentes. Aquí, describimos un modelo porcino MI creado mediante el despliegue de una bobina de embolización percutánea.

Resumen

El infarto de miocardio (IM) es la principal causa de mortalidad en todo el mundo. A pesar del uso de tratamientos basados en la evidencia, incluida la revascularización coronaria y los medicamentos cardiovasculares, una proporción significativa de pacientes desarrolla remodelación patológica del ventrículo izquierdo e insuficiencia cardíaca progresiva después del IM. Por ello, se han desarrollado nuevas opciones terapéuticas, como las terapias celulares y génicas, entre otras, para reparar y regenerar el miocardio lesionado. En este contexto, los modelos animales de IM son cruciales para explorar la seguridad y eficacia de estas terapias experimentales antes de la traducción clínica. Los modelos animales grandes como los cerdos son preferidos sobre los más pequeños debido a la alta similitud de los corazones porcinos y humanos en términos de anatomía de la arteria coronaria, cinética cardíaca y el proceso de curación post-IM. Aquí, nuestro objetivo fue describir un modelo de IM en cerdo mediante el despliegue permanente de bobinas. Brevemente, comprende una canulación percutánea selectiva de la arteria coronaria a través del acceso femoral retrógrado. Después de la angiografía coronaria, la bobina se despliega en la rama objetivo bajo guía fluoroscópica. Finalmente, la oclusión completa se confirma mediante angiografía coronaria repetida. Este enfoque es factible, altamente reproducible y emula la patogénesis del IM humano no revascularizado, evitando la cirugía tradicional de tórax abierto y la posterior inflamación postoperatoria. Dependiendo del momento del seguimiento, la técnica es adecuada para modelos de IM agudos, subagudos o crónicos.

Introducción

El infarto de miocardio (IM) es la causa más prevalente de mortalidad, morbilidad y discapacidad en todo el mundo1. A pesar de los avances terapéuticos actuales, una proporción significativa de pacientes desarrolla remodelación ventricular adversa e insuficiencia cardíaca progresiva después del IM, lo que resulta en un mal pronóstico debido a la disfunción ventricular y la muertesúbita 2,3,4. Por lo tanto, las nuevas opciones terapéuticas para reparar y / o regenerar el miocardio lesionado están bajo escrutinio, y los modelos animales de IM traslacionales son cruciales para probar su seguridad y eficacia. Aunque se han utilizado varios modelos para la investigación cardiovascular, incluidas las ratas 5,6, los ratones 7,8, los perros9 y las ovejas10, los cerdos son una de las mejores opciones para modelar estudios de isquemia cardíaca debido a su alta similitud con los humanos en términos de tamaño del corazón, anatomía de la arteria coronaria, cinética cardíaca, fisiología, metabolismo y el proceso de curación post-IM 11, 12,13,14,15.

En este contexto, se dispone de muchos enfoques quirúrgicos y percutáneos abiertos diferentes para desarrollar modelos porcinos IM. El abordaje de tórax abierto implica un procedimiento de toracotomía lateral izquierda y es útil en la realización de ligadura quirúrgica de la arteria coronaria 16,17, criolesión miocárdica, cauterización12 y colocación de la arteria coronaria de una oclusión hidráulica18 o un constrictor ameroide19, entre otros. La oclusión coronaria quirúrgica se ha utilizado ampliamente para probar nuevas opciones terapéuticas como la ingeniería de tejidos cardíacos y la terapia celular, ya que permite un amplio acceso y evaluación visual del corazón; sin embargo, a diferencia del IM humano, puede resultar en adherencias quirúrgicas, cicatrices adyacentes e inflamación postoperatoria17. La criolesión miocárdica y la cauterización son técnicas fácilmente reproducibles pero no reproducen la progresión fisiopatológica del IM observada en humanos12. Por otro lado, se han desarrollado varias técnicas percutáneas para producir bloqueo coronario temporal o permanente. Estos comprenden la ablación transcoronaria o intracoronariade etanol 20,21, la oclusión por angioplastia con balón22 o la administración de materiales trombogénicos como perlas de gel de agarosa23, mezclasde fibrinógeno 9 o embolización en bobina17,24. Si bien la angioplastia con balón es más adecuada para los estudios de isquemia/reperfusión, el despliegue de la bobina coronaria es una de las mejores opciones para modelar el IM no revascularizado. Este enfoque percutáneo es factible, consistentemente reproducible y evita la cirugía de tórax abierto. Permite un control preciso de la ubicación del infarto y da como resultado una fisiopatología similar a la de un IM humano no reperfundido. Además, la embolización en espiral es adecuada para modelar el IM agudo, subagudo o crónico; insuficiencia cardíaca congestiva crónica; o enfermedad valvular17.

El presente protocolo tiene como objetivo describir cómo desarrollar un modelo porcino MI mediante el despliegue permanente de bobinas. Brevemente, comprende una canulación percutánea selectiva de la arteria coronaria a través del acceso femoral retrógrado. Después de la angiografía coronaria, se despliega una bobina en la arteria de la rama objetivo bajo guía fluoroscópica. Finalmente, la oclusión completa se confirma mediante angiografía coronaria repetida.

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Protocolo

Este estudio ha sido aprobado por el Comité Ético de la Unidad de Experimentación Animal del Instituto de Investigación Sanitaria Germans Trias i Pujol (IGTP) y autoridades gubernamentales (Generalitat de Catalunya; Código: 10558 y 11208), y cumple con todas las directrices relativas al uso de animales en la investigación y la enseñanza según lo definido por la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio25.

1. Preparación preprocedural de animales

  1. Use cerdos cruzados Landrace X Large White (30-35 kg) de ambos sexos.
  2. Mantenga a los animales en un estado de ayuno durante 12 h antes del procedimiento.

2. Sedación, anestesia y analgesia

  1. Sedar al animal con una inyección intramuscular (IM) de ketamina (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) y dexmedetomidina (0,03 mg/kg). Espere aproximadamente 10-15 min.
  2. Una vez que el cerdo esté sedado, ventilarlo con una mezcla de oxígeno (90-100%)-isoflurano (1-2%) y una mascarilla para asegurar una sedación óptima.
  3. Coloque un ungüento veterinario en los ojos del cerdo para evitar la sequedad.
    NOTA: Repetir cada 20 min.
  4. Coloque por vía intravenosa (IV) un catéter de 20 G en una vena lateral del oído. Administrar propofol (1-2 mg/kg) para inducir la anestesia.
  5. Una vez que el cerdo no tenga reflejo de deglución, intubar al animal con un tubo endotraqueal (tamaño 6.5-7.0 para 30-35 kg).
    NOTA: Ajuste el tamaño del tubo endotraqueal de acuerdo con el tamaño del cerdo. La intubación debe llevarse a cabo rápidamente para prevenir un plano anestésico más profundo y apnea prolongada.
  6. Administrar buprenorfina IV (0,01 mg/kg) para la analgesia intraquirúrgica. Use un parche transdérmico de fentanilo (100 μg/h) para la analgesia postoperatoria.
    NOTA: El parche de fentanilo se aplica a la piel inguinal, y está activo durante 72 h para limitar el dolor postoperatorio. Su efecto farmacológico no comienza inmediatamente después del parto, por lo tanto, aplíquelo antes de comenzar el procedimiento.
  7. Realizar la ventilación de la unidad de la bolsa de la máscara de las vías respiratorias (20 inflados/min) durante el transporte del cerdo a la sala de radiología intervencionista vascular (VIR).
  8. Conecte el tubo endotraqueal a la máquina de anestesia equipada con un sensor de las vías respiratorias y grabación de capnografía.
  9. Iniciar ventilación mecánica con presión positiva con FiO2 0,50, utilizando un volumen corriente de 10 mL/kg y una frecuencia de 16-20 respiraciones/min. Mantener la anestesia con isoflurano (1-3%).
    NOTA: Para confirmar el plano anestésico quirúrgico correcto, el animal no debe estar respirando espontáneamente ni tener reflejos de luz corneales o pupilares.

3. Monitorización hemodinámica y preparación del área quirúrgica

  1. Coloque al animal en la mesa de operaciones en posición supina y fije las extremidades a la mesa con cinta adhesiva o vendaje.
  2. Coloque sondas de electrocardiograma (ECG) por vía subcutánea en las extremidades del animal para registrar los cambios en el segmento ST, las ondas T y la frecuencia cardíaca durante el procedimiento experimental.
  3. Coloque un oxímetro de pulso en la lengua o en una esquina del labio del animal y el manguito de presión no invasivo en la extremidad anterior.
  4. Mida la temperatura rectal/esofágica con una sonda.
  5. Limpie el área femoral derecha con jabón quirúrgico seguido de una solución antiséptica de povidona-yodo alternada y alcohol 3 veces en condiciones estériles.
  6. Asegúrese de que el cirujano realice el lavado de manos quirúrgico y use una bata estéril y guantes estériles.
  7. Cubra al animal con una cortina quirúrgica estéril.
  8. Prepare y enjuague con solución salina heparinizada la aguja, una vaina vascular 6F, un alambre con punta J de 0.035 pulgadas, un catéter guía 6F JR4 de 90 cm, un alambre guía de 0.014 pulgadas y 200 cm, un microcatéter de diámetro interior de 150 cm de longitud / 0.017 pulgadas y el kit de colector de inyección de medio de contraste.

4. Acceso vascular

  1. Punción de la arteria femoral derecha mediante un abordaje percutáneo con punción guiada por ultrasonido. Localizar la bifurcación entre la arteria femoral superficial y la arteria femoral profunda.
  2. Coloque el transductor 2-3 cm proximal a la bifurcación, en la arteria femoral común, y alinee el centro del transductor con la arteria femoral común.
  3. Coloque la aguja en el centro del transductor y perfore la arteria a una angulación de aproximadamente 45°. Posteriormente, inserte una vaina vascular 6F utilizando la técnica de Seldinger modificada26.
    NOTA: En caso de espasmo o hematoma significativo, cruce a la arteria femoral contralateral.
  4. Enjuague los catéteres con solución salina heparinizada. (5000 UI de heparina no fraccionada/1000 ml de NaCL al 0,9%).
  5. Administrar heparina a través de la vaina (300 UI/kg).

5. Angiografía coronaria

  1. Inserte el alambre de punta J en el catéter guía JR4 y avance el cable a través de la vaina hacia la aorta ascendente, y luego coloque el catéter sobre la superficie valvular.
  2. Retire el cable y conecte el catéter al sistema del colector de inyección. Purgar todo el sistema.
  3. Bajo fluoroscopia, coloque el catéter en la arteria coronaria principal izquierda e inyecte 10 ml de medio de contraste yodado para visualizar el sistema coronario izquierdo (Figura 1A, C).
    NOTA: Es importante asegurarse de que la forma de onda de la presión arterial no se humedezca antes de la inyección para evitar el riesgo de disección coronaria.
  4. Realizar angiogramas en dos vistas ortogonales: proyección oblicua anterior izquierda de 40° y oblicua anterior derecha de 30°.
  5. Avance un cable guía de 0.014 pulgadas premontado en el microcatéter hacia la arteria coronaria media izquierda anterior descendente (LAD) o circunfleja izquierda distal (LCX) bajo guía fluoroscópica.

6. Implantación de bobinas

  1. Bajo guía fluoroscópica, avance el microcatéter a través del cable hasta la ubicación deseada donde se debe desplegar el implante de bobina. En el caso de la oclusión LAD, coloque la bobina distal a la primera rama diagonal, y para LCX, coloque la bobina distal a la primera rama marginal.
    NOTA: Los abordajes proximales (antes de la primera diagonal o primeras ramas marginales) tienen tasas de supervivencia muy bajas.
  2. Retire el cable y seleccione la bobina.
    NOTA: Es importante seleccionar el tamaño y la longitud óptimos de la bobina. Una bobina pequeña o corta puede no posicionarse bien en la luz del vaso y tiene un riesgo muy alto de migración distal debido a inyecciones de contraste o espontáneas, lo que resulta en un tamaño de infarto más pequeño. Una bobina grande o larga puede prolapsar proximal al vaso y producir un infarto más grande de lo deseado. La elección de la bobina correcta es especialmente importante si se utilizan bobinas no detectables, ya que no se pueden quitar. El tamaño óptimo es 1-2 mm más grande que la luz del recipiente a embolizar, y la longitud entre 20-60 mm suele ser adecuada para cerdos de 30-40 kg.
  3. Entregue la bobina a través de microcatéter e inyecte lentamente 5 ml de medio de contraste yodado bajo fluoroscopia para visualizar la posición correcta de la bobina.
  4. Retire el microcatéter dentro del catéter guía y coloque la guía en una rama lateral para realizar inyecciones de control y garantizar el acceso a la arteria en caso de que sea necesario implantar una segunda bobina.
  5. Espere a que la bobina trombose y ocluya la arteria.
    NOTA: Cuando la arteria está ocluida, se pueden observar cambios en el electrocardiograma. Otra forma de comprobar la oclusión arterial completa es realizar inyecciones lentas de contraste yodado cada 10 min (Figura 1B, D). Si la arteria no se ocluye dentro de los 20-30 minutos, se puede requerir otro implante de bobina.

7. Fin del procedimiento

  1. Una vez ocluida la arteria, administrar una infusión intravenosa continua de lidocaína (50-100 μg/kg/min) durante al menos 1 h para prevenir episodios arrítmicos.
  2. Realice una angiografía para asegurarse de que no haya flujo distal a la oclusión.
  3. Retire el alambre, el microcatéter y el catéter guía.
  4. Retire la funda y realice la compresión manual durante 20 min.

8. Procedimiento postoperatorio y recuperación animal

  1. Monitoree al animal hasta que esté completamente recuperado, utilizando ECG, temperatura rectal, oximetría de pulso y capnografía.
    NOTA: En caso de arritmias ventriculares, administrar un bolo de lidocaína (1,5-3,5 mg/kg).
  2. Administrar una inyección IM de tulatromicina (2,5 mg/kg) como tratamiento antibiótico postoperatorio profiláctico. Para la analgesia postquirúrgica, se administra un parche transdérmico de fentanilo antes del procedimiento quirúrgico (paso 2.6).
  3. Apague el isoflurano y mantenga la ventilación mecánica hasta que el animal comience a respirar espontáneamente.
  4. Cuando el cerdo recupere el reflejo de deglución, retire el tubo endotraqueal. NOTA: Compruebe si el animal tiene una buena SpO2 (más del 95%) antes y después de la extubación.
  5. Transportar al animal a una jaula individual. Coloque al animal sobre una manta de agua caliente y cúbralo con una cortina térmica para evitar la hipotermia postquirúrgica.
    NOTA: No devuelva el cerdo a la compañía de otros animales hasta que se haya recuperado por completo.
  6. Monitoree al animal hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la reclinación esternal.

9. Evaluación y monitoreo del dolor postoperatorio

  1. Durante el seguimiento postquirúrgico, controlar el estado general de los animales, incluyendo la frecuencia respiratoria, la ingesta de alimentos y agua, la actividad e interacción con los otros individuos, la apariencia y coloración de la piel, y la evolución de la herida quirúrgica.
  2. Aplicar un protocolo de supervisión diaria según los siguientes criterios de puntuación: - Peso:
    0: Normal
    1: <10% de pérdida de peso
    2: 10-20% de pérdida de peso
    3:> 20% de pérdida de peso

    - Condición corporal:
    0: Bueno: vértebras no prominentes, huesos pélvicos o espinales
    2: Regular: evidencia de segmentación espinal, huesos pélvicos palpables
    3: Emaciación: esqueleto extremadamente marcado, poca o ninguna carne para cubrir

    - Comportamiento:
    0: Normal: Activo e interactivo en su entorno
    1: Ligera disminución de la actividad y menos interactivo
    2: Anormal: disminución pronunciada de la actividad, aislada
    3: Anormal: Inmóvil o hiperactividad, posible autolesión

    - Aspecto físico:
    0: Normal: piel / cabello brillante y ojos brillantes
    1: Desaparece el embalsamamiento, piel/cabello sin brillo
    2: Piel pobre/secreciones nasales
    3: Piel pobre, postura anormal o encorvada

    - Trastornos de conducta:
    0: Ninguno
    1: Incapacidad para moverse normalmente
    2: Incapaz de alcanzar la comida / bebida, aislado de otros animales
    3: Intención de esconderse/arrinconarse, no responde a estímulos (morir)

    - Signos clínicos:
    0: Ninguno
    1: Hipotermia, fiebre, insuficiencia respiratoria leve
    2: Infección de la herida quirúrgica, insuficiencia respiratoria moderada con secreciones muco-sanguinolentas
    3: Insuficiencia cardíaca, insuficiencia respiratoria grave (cianosis, boca abierta)

    Puntuación:
    - 1-5: Supervisar a los animales una vez al día.
    - 6-12: Proporcionar terapia de apoyo si es necesario.
    - Cualquier animal con una puntuación de 3 en cualquiera de los parámetros anteriores o con una puntuación total >12 será sacrificado.

    NOTA: Los animales deben ser monitoreados diariamente por el personal de cuidado de animales y dos veces por semana por el equipo de investigación y veterinario.
  3. Aunque no se espera dolor ni angustia del procedimiento, si algún animal muestra signos de dolor, administre terapia analgésica (tramadol, oral, 2-4 mg / kg, diariamente). Si algún animal no responde a la medicación analgésica y muestra signos de dolor crónico (probabilidad muy baja), eutanasia al animal con una sobredosis anestésica (tiopental de sodio, IV, 200 mg / kg).
  4. Si la herida quirúrgica muestra signos de infección (baja probabilidad) a pesar de la terapia antibiótica administrada, trate la herida diariamente e inicie un nuevo régimen antibiótico (sulfato de cefquinoma, IM, 2 mg / kg, diariamente).

10. Método de eutanasia

  1. Bajo sedación y anestesia previas, como se describió anteriormente, administrar una sobredosis de tiopental sódico iv (200 mg/kg).
  2. Confirmar paro cardiorrespiratorio y muerte mediante la monitorización de las constantes vitales (electrocardiograma, presión arterial, capnografía).

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Resultados

Tasas de supervivencia y ubicación del IM
Cincuenta y siete cerdos se sometieron a implantación de bobina coronaria en la rama marginal LCX (n = 25; 12 hembras y 13 machos) o en el LAD entre la primera y la segunda ramas diagonales (n = 32; 16 hembras y 16 machos) de la arteria coronaria y fueron seguidos durante 30 días. La tasa de supervivencia de los animales sometidos a un IM en la rama marginal LCX fue del 80% (n = 20). Tres cerdos murieron como resultado de complicaciones fatales relacionadas co...

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Discusión

Una bobina desplegada en una arteria coronaria proporciona un modelo de IM preclínico no reperfundido reproducible y consistente en cerdos que se puede utilizar para desarrollar y probar nuevas estrategias terapéuticas cardiovasculares.

En nuestras manos, la mortalidad en el seguimiento fue del 19% relacionada con complicaciones del IM, principalmente dentro de las primeras 24 h del procedimiento. Todas estas muertes están relacionadas con la historia natural del IM no reperfundido y fueron lo...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar

Agradecimientos

Expresamos nuestro agradecimiento al Centro de Medicina Comparada y Bioimagen de Cataluña (CMCiB) y al personal por su contribución a la ejecución del modelo animal. Este trabajo ha contado con el apoyo del Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), la Sociedad Española de Cardiología y la Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Este trabajo también ha sido financiado por los proyectos Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] y CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], en el marco del Plan Nacional de I+D+I, y cofinanciado por el ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). El Dr. Fadeuilhe recibió el apoyo de una beca de la Sociedad Española de Cardiología (Madrid, España).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Catéter guía 6-F JR4 0-71"MedtronicLA6JR406F JR4 90 cm Catéter guía
Adrenaline 1 mg/mLCódigo Nacional B.Braun(NC). 602486Adrenalina
Atropina 1 mg/mLB.BraunNC. 635649Atropina
BetadineMylanNC. 694109-1Povidona solución de yodo
Bupaq 0,3 mg/mLRichter Pharma AGNC. 578816.6Buprenorfina
Dexdomitor 0,5 mg/mLOrion PharmaNC. 576303.3Dexmedetomidina
DraxxinZoetisNC. 576313.2Tulathromycin
EMERALD GuidewireCordis502-585Alambre en J de 0,035 pulgadas
Desfibrilador
externo DigiCare CS81XVET ManualFendivia 100 y micro; g/hTakedaNC. 658524.5Fentanilo parche transdérmico
Guía Aguja Introductora 18 G x 7 cmArgónGWI1802Aguja introductora
Heparina 1%ROVINC. 641647.1Heparina
Hi-Torque VersaTurn FAbbott1013317J0.014 pulgadas 200 cm Guía
IsoFloZoetis50019100Isoflurano
KetamidorRichter Pharma AG,NC. 580393.7Ketamina
Lidocaína 50 mg/mLB.BraunNC. 645572.2Lidocaína
MD8000vetMeditech EquipmentMD8000vetMonitor multiparamétrico
MidazolamLaboratorios NormonNC. 624437.1Midazolam
Preludio.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7"). Doble Extremo.Acero Inoxidable.6F.16MéritoPSI-6F-11-0356F Vaina vascular
Propovet Multidosis 10 mg/mLZoetisNC. 579742.7Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/RECTO/1ROBoston ScientificM001181370150 cm de longitud con diámetro interior de 0.017 pulgadas Microcatéter
RuschelitTeleflex112482Tubo endotraqueal con balón (#6.5)
SPUR IIAmbu325 012 000Bolsa de mascarilla para vías respiratorias unidad-ventilación (AMBU)
Vasofix 20 GB.Braun426909820 G Cánula
Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mLGeneral Electrics1177612Medio de contraste yodado
VortX-18 Diamond 3 mm/3,3 mmBoston ScientificM0013822030
Bobina WATO EX-35MindrayWATO Máquina deanestesia
EX-35Vet

Referencias

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  28. Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).

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Erratum


Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 5/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

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