Artículo de método

La interfaz nerviosa periférica regenerativa del manguito muscular para la amplificación de señales nerviosas periféricas intactas

DOI:

10.3791/63222

⸱

13 de enero de 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Section of Plastic Surgery, The University of Michigan Health System, 2Department of Biomedical Engineering, The University of Michigan, Ann Arbor

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este manuscrito proporciona un método innovador para desarrollar una interfaz nerviosa periférica biológica denominada Interfaz nerviosa periférica regenerativa del manguito muscular (MC-RPNI). Esta construcción quirúrgica puede amplificar las señales eferentes motoras de su nervio periférico asociado para facilitar la detección precisa de la intención motora y el control potencial de los dispositivos de exoesqueleto.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los exoesqueletos robóticos han ganado elogios recientes dentro del campo de la medicina de rehabilitación como una modalidad prometedora para la restauración funcional para aquellos individuos con debilidad en las extremidades. Sin embargo, su uso se limita en gran medida a las instituciones de investigación, que con frecuencia operan como un medio de soporte estático de las extremidades, ya que los métodos de detección motora siguen siendo poco fiables. Las interfaces nerviosas periféricas han surgido como una solución potencial a esta deficiencia; Sin embargo, debido a sus amplitudes inherentemente pequeñas, estas señales pueden ser difíciles de diferenciar del ruido de fondo, lo que reduce su precisión general de detección del motor. Como las interfaces actuales dependen de materiales abióticos, la descomposición inherente del material puede ocurrir junto con la reacción del tejido de cuerpo extraño con el tiempo, lo que afecta aún más su precisión. La interfaz nerviosa periférica regenerativa del manguito muscular (MC-RPNI) fue diseñada para superar estas complicaciones observadas. Consiste en un segmento de injerto de músculo libre asegurado circunferencialmente a un nervio periférico intacto, la construcción se regenera y se reenerva por el nervio contenido con el tiempo. En ratas, esta construcción ha demostrado la capacidad de amplificar los potenciales de acción eferentes motores de un nervio periférico hasta 100 veces el valor normal a través de la generación de potenciales de acción muscular compuestos (CMAP). Esta amplificación de señal facilita la detección de alta precisión de la intención del motor, lo que potencialmente permite la utilización confiable de dispositivos de exoesqueleto.

Introducción

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Solo en los Estados Unidos, aproximadamente 130 millones de personas se ven afectadas por trastornos neuromusculares y musculoesqueléticos, lo que resulta en más de $ 800 mil millones en impacto económico anual 1,2. Este grupo de trastornos es típicamente secundario a la patología dentro del sistema nervioso, en la unión neuromuscular o dentro del propio músculo3. A pesar de la variedad de orígenes patológicos, la mayoría comparte algún grado de debilidad de las extremidades 1,3. Desafortunadamente, esta debilidad es a menudo permanente dadas las limitaciones en la regeneración del tejido neural y muscular, especialmente en el contexto de un trauma severo 4,5,6.

Los algoritmos de tratamiento de la debilidad de las extremidades se han centrado clásicamente en medidas de rehabilitación y apoyo, a menudo confiando en aprovechar las capacidades de las extremidades intactas restantes (bastones, sillas de ruedas, etc.) 7. Sin embargo, esta estrategia se queda corta para aquellos cuya debilidad no se limita a una sola extremidad. Con las innovaciones recientes en tecnologías robóticas, se han desarrollado dispositivos avanzados de exoesqueleto que restauran la funcionalidad de las extremidades a las personas que viven con debilidad en las extremidades 8,9,10,11,12,13. Estos exoesqueletos robóticos a menudo son dispositivos portátiles alimentados que pueden ayudar con el inicio y la terminación del movimiento o el mantenimiento de la posición de las extremidades, proporcionando una cantidad variable de fuerza que se puede adaptar individualmente para el usuario 8,9,10,11,12,13 . Estos dispositivos se clasifican como pasivos o activos dependiendo de cómo proporcionan asistencia motora al usuario: los dispositivos activos contienen actuadores eléctricos que aumentan la potencia del usuario, mientras que los dispositivos pasivos almacenan energía de los movimientos del usuario para liberarla de nuevo al usuario cuando sea necesario14. Como los dispositivos activos tienen la capacidad de aumentar las capacidades de potencia de un usuario, estos dispositivos se utilizan con mucha más frecuencia en el contexto de debilidad de las extremidades[14].

Para determinar la intención motora en esta población, los exoesqueletos modernos comúnmente se basan en algoritmos de reconocimiento de patrones generados a partir de electromiografía (EMG) de los músculos distales de las extremidades 8,15,16,17 o electroencefalografía de superficie (sEEG) del cerebro18,19,20 . A pesar de la promesa de estas modalidades de detección, ambas opciones tienen limitaciones significativas que impiden la utilización generalizada de estos dispositivos. Como sEEG detecta señales de nivel de microvoltios transcranealmente18,19,20, las críticas se centran con frecuencia en la incapacidad de diferenciar estas señales del ruido de fondo 21. Cuando el ruido de fondo es similar a la señal de grabación deseada, esto produce bajas relaciones señal-ruido (SNR), lo que resulta en una detección y clasificación del motor inexacta22,23. La detección precisa de la señal se basa además en el contacto estable y de baja impedancia del cuero cabelludo21, que puede verse afectado significativamente por la presencia de cabello grueso / grueso, la actividad del usuario e incluso la sudoración22,24. En contraste, las señales EMG son varias magnitudes mayores en amplitud, lo que facilita una mayor precisión de detección de la señal del motor15,18,25. Sin embargo, esto tiene un costo, ya que los músculos cercanos pueden contaminar la señal, disminuyendo los grados de libertad capaces de ser controlados por el dispositivo 16,17,25 y la incapacidad de detectar el movimiento muscular profundo25,26,27,28. Lo más importante es que la EMG no puede ser utilizada como método de control cuando hay compromiso muscular significativo y ausencia completa de tejido29.

Para avanzar en el desarrollo de exoesqueletos robóticos, se requiere una detección consistente y precisa de la intención del motor del usuario previsto. Las interfaces que utilizan el sistema nervioso periférico han surgido como una técnica de interfaz prometedora, dado su acceso relativamente simple y selectividad funcional. Los métodos actuales de interfaz de nervios periféricos pueden ser invasivos o no invasivos y, por lo general, se incluyen en una de tres categorías: electrodos extraneurales 30,31,32,33, electrodos intrafasciculares 34,35,36 y electrodos penetrantes37,38,39,40 . Como las señales nerviosas periféricas generalmente están en el nivel de microvoltios, puede ser difícil diferenciar estas señales del ruido de fondo de amplitud similar41,42, lo que reduce las capacidades generales de precisión de detección motora de la interfaz. Estas bajas relaciones señal-ruido (SNR) a menudo empeoran con el tiempo debido al empeoramiento de la impedancia del electrodo 43 producida por la degradación del dispositivo39,43, o la reacción local de cuerpo extraño que produce tejido cicatricial alrededor del dispositivo y / o degeneración axonal local37,44. Aunque estas deficiencias generalmente se pueden resolver con la reoperación y la implantación de una nueva interfaz nerviosa periférica, esta no es una solución viable a largo plazo, ya que las reacciones asociadas a cuerpos extraños continuarían ocurriendo.

Para evitar estas reacciones tisulares locales generadas por la interacción de los nervios periféricos con las interfaces abióticas, es necesaria una interfaz que incorpore un componente biológico. Para abordar esta deficiencia, se desarrolló la Interfaz Nerviosa Periférica Regenerativa (RPNI) para integrar nervios periféricos transectados en los muñones de aquellos con amputaciones con dispositivos protésicos45,46,47,48. La fabricación del RPNI implica la implantación quirúrgica de un nervio periférico transeccionado en un segmento de injerto de músculo libre autólogo, con revascularización, regeneración y reinervación que ocurren con el tiempo. A través de la generación de potenciales de acción muscular compuestos a nivel de milivoltios (CMAP), el RPNI es capaz de amplificar la señal de nivel de microvoltios de su nervio contenido en varias magnitudes, facilitando la detección precisa de la intención motora45,48,49. Ha habido un desarrollo considerable de la RPNI en la última década, con un éxito notable en la amplificación y transmisión de señales nerviosas motoras eferentes tanto en ensayos con animales50,51 como en humanos47, facilitando el control de dispositivos protésicos de alta precisión con múltiples grados de libertad.

Los individuos con debilidad en las extremidades pero nervios periféricos intactos se beneficiarían de manera similar de la detección de alta precisión de la intención motora a través de interfaces nerviosas periféricas para controlar los dispositivos del exoesqueleto. Como el RPNI se desarrolló para la integración con nervios periféricos transeccionados, como en personas con amputaciones, fueron necesarias modificaciones quirúrgicas. A partir de la experiencia con el RPNI, se desarrolló la interfaz nerviosa periférica regenerativa del manguito muscular (MC-RPNI). Consiste en un segmento similar de injerto de músculo libre como en el RPNI, en su lugar se asegura circunferencialmente a un nervio periférico intacto (Figura 1). Con el tiempo, se regenera y se reinerva a través de la germinación axonal colateral, amplificando y traduciendo estas señales nerviosas motoras eferentes a señales EMG que son varios órdenes de magnitud más grandes52. Como el MC-RPNI es de origen biológico, evita la inevitable reacción de cuerpo extraño que ocurre con las interfaces nerviosas periféricas actualmente en uso52. Además, el MC-RPNI confiere la capacidad de controlar múltiples grados de libertad simultáneamente, ya que pueden colocarse en nervios distalmente diseccionados a músculos individuales sin una diafonía significativa, como se ha demostrado previamente en RPNIs49. Finalmente, el MC-RPNI puede operar independientemente de la función muscular distal, ya que se coloca en el nervio proximal. Dadas sus ventajas sobre las interfaces nerviosas periféricas actuales, el MC-RPNI es muy prometedor para proporcionar un método seguro, preciso y confiable de control del exoesqueleto.

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Protocolo

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Todos los procedimientos y experimentos con animales se llevaron a cabo con la aprobación del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Michigan. Las ratas Fischer F344 y Lewis macho y hembra (~ 200-300 g) a los 3-6 meses de edad se utilizan con mayor frecuencia en experimentos, pero teóricamente se puede utilizar cualquier cepa. Si se utilizan ratas donantes en lugar de injertos musculares autólogos, las ratas donantes deben ser isogénicas a la cepa experimental. A las ratas se les permite el libre acceso a alimentos y agua tanto antes como después de la operación. Después de las evaluaciones terminales de punto final, la eutanasia se realiza bajo anestesia profunda con inyección intracardíaca de cloruro de potasio seguida de un método secundario de neumotórax bilateral.

1. Preparación experimental de la rata

  1. Anestesiar a la rata experimental utilizando una solución de isoflurano al 5% en oxígeno a 0,8-1,0 L/min en una cámara de inducción. Una vez que se logra la anestesia adecuada y se confirma con la ausencia de reflejo corneal, coloque a la rata en un cono nasal de rebreather con isoflurano bajado a 1.75% -2.25% para el mantenimiento de la anestesia.
  2. Inyecte una solución de 0.02-0.03 ml de carprofeno (50 mg/ml) en 0.2 ml de solución salina estéril con aguja de 27 g en el plano subcutáneo entre los omóplatos para analgesia peri y postoperatoria.
  3. Aplique ungüento estéril para los ojos en ambos ojos para prevenir las úlceras corneales mientras está anestesiado.
  4. Con una maquinilla de afeitar eléctrica, afeite la porción lateral de las extremidades inferiores bilaterales, que se extiende desde la articulación de la cadera, sobre el muslo y hasta la superficie dorsal de la pata.
  5. Esterilice el sitio quirúrgico limpiando primero con una almohadilla de preparación de alcohol, seguido de la aplicación de solución de povidona yodada, terminando con una limpieza final con una nueva almohadilla de preparación de alcohol para eliminar la solución residual de povidona yodada. Repita este proceso de limpieza alterno tres veces para mantener la esterilidad.
    NOTA: Esto puede ser un irritante dermatológico; Asegúrese de que se elimine la mayor parte de la solución.

2. Preparación del injerto muscular

  1. Coloque a la rata en una almohadilla térmica debajo de un microscopio quirúrgico con una sonda de temperatura corporal intraoral de elección para el monitoreo de la temperatura corporal. Mantener el isoflurano al 1,75%-2,25% y el oxígeno a 0,8-1,0 L/min.
  2. Haga una incisión longitudinal a lo largo de la cara anterior de la extremidad posterior del donante deseado que se extiende desde justo por encima del tobillo hasta justo debajo de la rodilla con un bisturí # 15.
  3. Diseccionar a través del tejido subcutáneo subyacente usando tijeras de iris afiladas para exponer la musculatura subyacente y los tendones distales justo proximales a la articulación del tobillo. El tibial anterior (AT) es el más grande y anterior de los músculos; el músculo extensor largo de los dedos (EDL) se puede encontrar justo profundo y posterior a este músculo. Aísle el músculo EDL y su tendón distal de la musculatura circundante.
  4. Asegure el aislamiento del tendón correcto insertando ambos dientes de un fórceps o tijera de iris debajo del tendón distal justo proximal a la articulación del tobillo. Ejerza presión hacia arriba sobre el tendón abriendo los fórceps o las tijeras de iris. Este movimiento debe producir una extensión simultánea de todos los dedos de los pies simultáneamente. Si se produce dorsiflexión aislada del tobillo, eversión del tobillo o dorsiflexión de un solo dedo del pie, se ha aislado el tendón incorrecto.
  5. Realizar una tenotomía distal del músculo EDL a nivel del tobillo con tijeras de iris afiladas y diseccionar el músculo libre de tejidos circundantes trabajando proximalmente hacia su origen tendinoso.
  6. Una vez que se visualiza el tendón proximal, realice una tenotomía proximal utilizando tijeras de iris afiladas para liberar el injerto.
  7. Recorte ambos extremos tendinosos del injerto muscular y corte a la longitud deseada con tijeras de iris afiladas.
    NOTA: Los injertos que miden 8-13 mm se han utilizado con éxito; sin embargo, la longitud más común utilizada es de 10 mm.
  8. En un lado del injerto muscular, haga una incisión longitudinal a lo largo de toda la longitud recortada para facilitar la colocación del nervio dentro del injerto muscular y proporcionar contacto del nervio con el endomisio.
  9. Coloque el injerto muscular preparado en una gasa humedecida con solución salina para evitar la desecación del tejido.
  10. Cierre la piel que recubre el sitio donante con sutura crómica 4-0 de manera corriente.

3. Aislamiento y preparación del nervio peroneo común

  1. Marque la incisión quirúrgica, que se extenderá desde una línea ~ 5 mm desde la muesca ciática, extendiéndose hasta justo inferior a la articulación de la rodilla. Asegúrese de que esta marca sea inferior y esté en ángulo lejos del fémur que se puede palpar debajo.
  2. Incide a través de la piel y los tejidos subcutáneos a lo largo de la línea de incisión marcada con una cuchilla #15. Incide cuidadosamente a través de la fascia subyacente del bíceps femoral, teniendo cuidado de no extenderse a través de toda la profundidad del músculo ya que el nervio ciático se encuentra justo debajo.
  3. Utilizando tijeras pequeñas de punta roma o un hemostático, disecciona cuidadosamente a través del músculo bíceps femoral.
    NOTA: El nervio ciático viaja en este espacio subyacente al bíceps, orientado aproximadamente en la misma dirección que la incisión marcada en la piel. Hay tres ramas notables del nervio ciático: sural (el más posterior y más pequeño de los nervios), tibial (típicamente más anterior, pero este nervio siempre se sumerge profundamente en la articulación de la rodilla) y peroneo común (típicamente ubicado entre tibial y sural, siempre viaja por encima de la articulación de la rodilla).
  4. Identifique el nervio peroneo común (PC) y aíslelo cuidadosamente de los nervios circundantes con un par de microfórceps y microtijeras. Retire cualquier tejido conectivo circundante de los 2 cm medios del nervio. Tenga cuidado de no aplastar el nervio CP con fórceps en este proceso, ya que la lesión por aplastamiento puede alterar los resultados del punto final.
  5. Sobre la porción más central del nervio CP liberado, realice una ventana epineurial eliminando el 25% del epineuro a lo largo de la longitud del nervio que coincida con la longitud deseada del injerto muscular.
  6. Para realizar esto, sostenga el epineuro proximal con microfórceps, corte el epineuro inmediatamente subyacente con tijeras de microdisección y elimine ~ 25% del epineuro que viaja distalmente a lo largo del nervio. Tenga cuidado de eliminar este segmento en una sola pieza, ya que múltiples intentos pueden causar una eliminación epineurial irregular, lo que aumenta el riesgo de lesión nerviosa.
    NOTA: El tejido nervioso subyacente al epineuro tendrá una textura pegajosa; Observar esta cualidad del nervio asegura que se haya eliminado el plano de tejido correcto.

4. Fabricación de construcción MC-RPNI

  1. Retire el injerto muscular de la gasa humedecida con solución salina y colóquelo debajo de la porción central del nervio PC donde se creó la ventana epineurial. Gire el nervio 180 ° para que la sección de la ventana epineurial entre en contacto con el músculo intacto y no subyaca a la línea de sutura eventual.
  2. Usando un 8-0 sutura de nylon, sutura el epineuro del nervio CP tanto proximal como distalmente al injerto muscular dentro del surco creado en el paso 2.8 utilizando suturas simples interrumpidas para asegurar el epineuro al endomisio.
    NOTA: Coloque estos puntos, asegurándose de que el músculo esté en la longitud normal de reposo. Estirar o comprimir demasiado el músculo puede afectar las capacidades de regeneración y señalización más adelante.
  3. Envuelva circunferencialmente los bordes del injerto muscular que rodea el nervio ahora asegurado y suture en su lugar utilizando un simple 8-0 interrumpido Puntadas de nylon (~4-6 dependiendo de la longitud).
  4. Una vez que se logra la hemostasia, cierre la fascia del bíceps femoral sobre la construcción con sutura crómica 5-0 en forma de carrera.
  5. Cierre la piel suprayacente de manera de correr con una sutura crómica 4-0.
  6. Limpie el área quirúrgica con una almohadilla de preparación de alcohol y aplique ungüento antibiótico.
  7. Terminar la anestesia inhalatoria y colocar a la rata en una jaula limpia aislada de los compañeros de jaula y permitir que se recupere con comida y agua ad lib.
  8. Una vez que la rata se haya recuperado adecuadamente, colóquela de nuevo con compañeros de jaula en una jaula limpia.
    NOTA: Estas construcciones requieren una maduración de tres meses como mínimo para producir una amplificación adecuada de la señal nerviosa.

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Resultados

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La fabricación quirúrgica MC-RPNI se considera una falla perioperatoria si las ratas no sobreviven a la emergencia de la anestesia quirúrgica o desarrollan una infección dentro de una semana de la operación. Investigaciones anteriores han indicado que un período de maduración de 3 meses dará como resultado una amplificación de señal confiable a partir de estas construcciones42,45,48,49. En ese ...

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Discusión

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El MC-RPNI es una construcción novedosa que permite la amplificación de los potenciales de acción eferentes de un nervio motor periférico intacto para controlar con precisión un dispositivo de exoesqueleto. Específicamente, el MC-RPNI confiere un beneficio particular a aquellos individuos con debilidad en las extremidades causada por una enfermedad muscular significativa y / o ausencia de músculo donde las señales de EMG no se pueden registrar. Reducir la función muscular ya comprometida sería devastador en esta població...

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Divulgaciones

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Los autores no tienen revelaciones.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores agradecen a Jana Moon por su gestión experta de laboratorio y asistencia técnica y a Charles Hwang por su experiencia en imágenes. Los experimentos en este documento fueron financiados en parte a través de subvenciones de la Fundación de Cirugía Plástica a SS (3135146.4), así como al Instituto Nacional de Salud Infantil y Desarrollo Humano bajo el número de adjudicación 1F32HD100286-01 a SS, y el Instituto Nacional de Artritis y Enfermedades Musculoesqueléticas y de la Piel de los Institutos Nacionales de Salud bajo el número de adjudicación P30 AR069620.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
#15 BisturíAspen Surgical, IncRef 371115Cuchillas quirúrgicas de acero al carbono con respaldo acanalado (#15)
Célula de carga de película delgada 2-N (S100)Dispositivos demedición de deformación, IncSMD100-0002Mide la fuerza generada por el músculo adherido
4-0 Sutura crómicaEthicon SKU# 1654GP-3 Aguja de corte inverso
5-0 Sutura crómicaEthicon SKU# 687GP-3 Aguja de corte inverso
8-0 Sutura monofilamentoAROSurgialT06A08N14-13Sutura monofilamento de poliamida negra en aguja cónica roscada
Ratas experimentalesEnvigoF344-NH-sdLas ratas son Pinzas finas Fischer F344 Strain
- acabado espejoFine Science Tools11413-11Pinzas de punta fina con acabado espejo ideales para manipular estructuras delicadas como los nervios
Fluriso (isofluorano)VetOne13985-528-40anestésica inhalatoria
Red Rockn/aPlantilla de medición de fuerza diseñada a medida que permite la inmovilización de la extremidad posterior para permitir un registro preciso de la fuerza muscular
de MATLABMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUCalcula la fuerza activa para cada traza de fuerza registrada a partir de la fuerza pasiva y total mediciones
Nicolet Viasys Sistema EMG EPNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGSistema portátil de registro de señales nerviosas y EMG capaz de realizar grabaciones simultáneas de 2 canales desde el nervio y/o el músculo
OxígenoGases criogénicosUN1072Bombonas de oxígeno estándar de grado médico
Cloruro de potasioAPP Pharmaceuticals63323-965-20Forma inyectable, 2 mEq/mL
Povidona Yodada USPMediChoice65517-0009-1Solución tópica al 10%, puede usar una botella para múltiples preparaciones quirúrgicas
Puralube Vet Opthalmic OintmentDechra17033-211-38Pomada protectora corneal para usar durante el procedimiento
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Forma inyectable, 50 mg/mL
Microscopio estereoscópicoLeicamodelo M60El usuario puede ajustar el aumento a su preferencia
Instrumentos quirúrgicosHerramientas de ciencia finaVariosEl usuario puede elegir instrumentos de acuerdo con sus preferencias personales o de lo que está disponible actualmente en su laboratorio
Pomada antibiótica tripleMediChoice39892-0830-2El ungüento viene en paquetes estériles y desechables
Tijeras de resorte Vannas - filo de 2 mmFine Science Tools15000-04Tijeras de microdisección curvas utilizadas para realizar la ventana epineurial
VaporStick 3SurgivetV7015Torre de anestesia con espacio para bidones de isofluorano y oxígeno
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Toallitas de preparación con alcohol; use una toallita nueva para cada preparación
Plantilla de medición de la fuerza Software

Referencias

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