Summary
Dit manuscript biedt een innovatieve methode voor het ontwikkelen van een biologische perifere zenuwinterface genaamd de Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI). Deze chirurgische constructie kan de bijbehorende perifere zenuw efferente signalen versterken om nauwkeurige detectie van motorische intentie en de potentiële controle van exoskeletapparaten te vergemakkelijken.
Abstract
Robotische exoskeletten hebben onlangs bekendheid gekregen op het gebied van revalidatiegeneeskunde als een veelbelovende modaliteit voor functioneel herstel voor die personen met extremiteitszwakte. Het gebruik ervan blijft echter grotendeels beperkt tot onderzoeksinstellingen, die vaak fungeren als een middel ter ondersteuning van statische extremiteiten, omdat motorische detectiemethoden onbetrouwbaar blijven. Perifere zenuwinterfaces zijn ontstaan als een mogelijke oplossing voor deze tekortkoming; vanwege hun inherent kleine amplitudes kunnen deze signalen echter moeilijk te onderscheiden zijn van achtergrondgeluid, waardoor hun algehele motordetectienauwkeurigheid wordt verlaagd. Omdat de huidige interfaces afhankelijk zijn van abiotische materialen, kan inherente materiaalafbraak optreden naast de reactie van vreemd lichaamsweefsel in de loop van de tijd, wat hun nauwkeurigheid verder beïnvloedt. De Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) is ontworpen om deze geconstateerde complicaties te overwinnen. Bestaande uit een segment van vrij spiertransplantaat dat omtrekig is bevestigd aan een intacte perifere zenuw, regenereert het construct en wordt het na verloop van tijd opnieuw geïnnerveerd door de ingesloten zenuw. Bij ratten heeft dit construct het vermogen aangetoond om de motorische efferente actiepotentialen van een perifere zenuw tot 100 keer de normale waarde te versterken door het genereren van samengestelde spieractiepotentialen (CMAP's). Deze signaalversterking vergemakkelijkt een zeer nauwkeurige detectie van motorintentie, waardoor mogelijk betrouwbaar gebruik van exoskeletapparaten mogelijk wordt.
Introduction
Alleen al in de Verenigde Staten worden ongeveer 130 miljoen mensen getroffen door neuromusculaire en musculoskeletale aandoeningen, wat resulteert in meer dan $ 800 miljard aan jaarlijkse economische impact 1,2. Deze groep aandoeningen is meestal secundair aan pathologie in het zenuwstelsel, op de neuromusculaire overgang of in de spier zelf3. Ondanks de verscheidenheid aan pathologische oorsprongen, deelt de meerderheid een zekere mate van extremiteitszwakte 1,3. Helaas is deze zwakte vaak permanent gezien de beperkingen in neurale en spierweefselregeneratie, vooral in de setting van ernstig trauma 4,5,6.
Algoritmen voor de behandeling van extremiteitszwakte hebben zich klassiek gericht op revalidatieve en ondersteunende maatregelen, vaak afhankelijk van het benutten van de mogelijkheden van de resterende intacte ledematen (stokken, rolstoelen, enz.) 7. Deze strategie schiet echter tekort voor degenen wiens zwakte niet beperkt is tot een enkele extremiteit. Met recente innovaties in robottechnologieën zijn geavanceerde exoskeletapparaten ontwikkeld die de extremiteitsfunctionaliteit herstellen voor mensen die leven met extremiteitszwakte 8,9,10,11,12,13. Deze robotische exoskeletten zijn vaak aangedreven, draagbare apparaten die kunnen helpen bij het initiëren en beëindigen van beweging of onderhoud van de ledemaatpositie, waardoor een variërende hoeveelheid kracht wordt geboden die individueel kan worden aangepast voor de gebruiker 8,9,10,11,12,13 . Deze apparaten worden geclassificeerd als passief of actief, afhankelijk van hoe ze motorische ondersteuning bieden aan de gebruiker: actieve apparaten bevatten elektrische actuatoren die het vermogen van de gebruiker vergroten, terwijl passieve apparaten energie opslaan van de bewegingen van de gebruiker om deze terug te geven aan de gebruiker wanneer dat nodig is14. Omdat actieve apparaten de mogelijkheid hebben om de vermogensmogelijkheden van een gebruiker te vergroten, worden deze apparaten veel vaker gebruikt in de setting van extremiteitszwakte[14].
Om de motorische intentie in deze populatie te bepalen, vertrouwen moderne exoskeletten vaak op patroonherkenningsalgoritmen die worden gegenereerd uit elektromyografie (EMG) van distale ledemaatspieren 8,15,16,17 of oppervlakte-elektro-encefalografie (sEEG) van de hersenen 18,19,20 . Ondanks de belofte van deze detectiemodaliteiten, hebben beide opties aanzienlijke beperkingen die wijdverbreid gebruik van deze apparaten uitsluiten. Aangezien sEEG signalen op microvoltniveau transcraniaal 18,19,20 detecteert, richt de kritiek zich vaak op het onvermogen om deze signalen te onderscheiden van achtergrondruis21. Wanneer achtergrondruis vergelijkbaar is met het gewenste opnamesignaal, produceert dit lage signaal-ruisverhoudingen (SNR's), wat resulteert in onnauwkeurige motordetectie en classificatie22,23. Nauwkeurige signaaldetectie is bovendien afhankelijk van stabiel hoofdhuidcontact met lage impedantie21, dat aanzienlijk kan worden beïnvloed door de aanwezigheid van grof / dik haar, gebruikersactiviteit en zelfs zweten22,24. EMG-signalen daarentegen zijn enkele magnituden groter in amplitude, waardoor een grotere nauwkeurigheid van de motorsignaaldetectie mogelijk is 15,18,25. Dit brengt echter kosten met zich mee, omdat nabijgelegen spieren het signaal kunnen besmetten, waardoor de vrijheidsgraden die door het apparaat kunnen worden bestuurd 16,17,25 en een onvermogen om diepe spierbewegingen te detecteren 25,26,27,28 afnemen. Het belangrijkste is dat EMG niet kan worden gebruikt als een controlemethode wanneer er sprake is van aanzienlijk spiercompromis en volledige afwezigheid van weefsel29.
Om de ontwikkeling van robotachtige exoskeletten te bevorderen, is consistente en nauwkeurige detectie van de motorische intentie van de beoogde gebruiker vereist. Interfaces die het perifere zenuwstelsel gebruiken, zijn ontstaan als een veelbelovende interfacetechniek, gezien hun relatief eenvoudige toegang en functionele selectiviteit. Huidige interfacingmethoden voor perifere zenuwen kunnen invasief of niet-invasief zijn en vallen meestal binnen een van de drie categorieën: extraneurale elektroden 30,31,32,33, intrafasciculare elektroden 34,35,36 en penetrerende elektroden 37,38,39,40 . Aangezien perifere zenuwsignalen zich over het algemeen op het niveau van microvolts bevinden, kan het moeilijk zijn om deze signalen te onderscheiden van vergelijkbare amplitude-achtergrondruis 41,42, wat de algehele motordetectienauwkeurigheid van de interface vermindert. Deze lage signaal-ruisverhoudingen (SNR) verslechteren vaak in de loop van de tijd als gevolg van verslechterende elektrode-impedantie43 die wordt geproduceerd door afbraak van het apparaat39,43, of lokale reactie van vreemd lichaam die littekenweefsel rond het apparaat produceert en / of lokale axonale degeneratie37,44. Hoewel deze tekortkomingen over het algemeen kunnen worden opgelost met reoperatie en implantatie van een nieuwe perifere zenuwinterface, is dit geen levensvatbare langetermijnoplossing omdat met vreemd lichaam geassocieerde reacties zouden blijven optreden.
Om deze lokale weefselreacties te voorkomen die worden gegenereerd door de interactie van perifere zenuwen met abiotische interfaces, is een interface met een biologische component noodzakelijk. Om deze tekortkoming aan te pakken, werd de Regenerative Peripheral Nerve Interface (RPNI) ontwikkeld om getranseceerde perifere zenuwen te integreren in de resterende ledematen van mensen met amputaties met prothetische apparaten 45,46,47,48. Fabricage van de RPNI omvat chirurgische implantatie van een getranseceerde perifere zenuw in een segment van autoloog vrij spiertransplantaat, waarbij revascularisatie, regeneratie en renervatie in de loop van de tijd plaatsvinden. Door het genereren van milli-volt niveau samengestelde spieractiepotentialen (CMAP's), is de RPNI in staat om het microvoltniveausignaal van zijn ingesloten zenuw met verschillende magnituden te versterken, waardoor nauwkeurige detectie van motorintentie 45,48,49 mogelijk wordt. Er is het afgelopen decennium een aanzienlijke ontwikkeling van de RPNI geweest, met opmerkelijk succes in het versterken en verzenden van efferente motorische zenuwsignalen in zowel dier50,51- alshumane 47-proeven, waardoor een zeer nauwkeurige prothetische apparaatbesturing met meerdere vrijheidsgraden mogelijk is.
Personen met extremiteitszwakte maar intacte perifere zenuwen zouden op dezelfde manier baat hebben bij een zeer nauwkeurige detectie van motorische intentie via perifere zenuwinterfaces om exoskeletapparaten te besturen. Omdat de RPNI werd ontwikkeld voor integratie met getranseceerde perifere zenuwen, zoals bij personen met amputaties, waren chirurgische aanpassingen noodzakelijk. Voortbouwend op de ervaring met de RPNI werd de Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) ontwikkeld. Bestaande uit een vergelijkbaar segment van vrije spiertransplantaat als in de RPNI, is het in plaats daarvan omtrek gebonden aan een intacte perifere zenuw (figuur 1). Na verloop van tijd regenereert het en wordt het opnieuw geïnnerveerd door collateral axonale kieming, versterkt en vertaalt deze efferente motorische zenuwsignalen naar EMG-signalen die enkele ordes van grootte groter zijn52. Omdat de MC-RPNI biologisch van oorsprong is, vermijdt het de onvermijdelijke reactie van het vreemde lichaam die optreedt bij perifere zenuwinterfaces die momenteel in gebruik zijn52. Bovendien verleent de MC-RPNI de mogelijkheid om meerdere vrijheidsgraden tegelijkertijd te controleren, omdat ze op distally ontlede zenuwen naar individuele spieren kunnen worden geplaatst zonder significante kruisbesprekingen, zoals eerder is aangetoond in RPNIs49. Ten slotte kan de MC-RPNI onafhankelijk van de distale spierfunctie werken omdat deze op de proximale zenuw wordt geplaatst. Gezien de voordelen ten opzichte van de huidige perifere zenuwinterfaces, houdt de MC-RPNI een aanzienlijke belofte in voor het leveren van een veilige, nauwkeurige en betrouwbare methode voor exoskeletcontrole.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dierprocedures en experimenten werden uitgevoerd met de goedkeuring van het Institutional Care and Use of Animals Committee (IACUC) van de Universiteit van Michigan. Mannelijke en vrouwelijke Fischer F344- en Lewis-ratten (~ 200-300 g) op de leeftijd van 3-6 maanden worden het vaakst gebruikt in experimenten, maar elke stam kan theoretisch worden gebruikt. Als donorratten worden gebruikt in plaats van autologe spiertransplantaten, moeten donorratten isogeen zijn voor de experimentele stam. Ratten krijgen zowel pre- als postoperatief vrije toegang tot voedsel en water. Na terminale eindpuntevaluaties wordt euthanasie uitgevoerd onder diepe anesthesie met intra-cardiale kaliumchloride-injectie gevolgd door een secundaire methode van bilaterale pneumothorax.
1. Experimentele voorbereiding van de rat
- Verdoof de experimentele rat met behulp van een oplossing van 5% isofluraan in zuurstof bij 0,8-1,0 l / min in een inductiekamer. Zodra adequate anesthesie is bereikt en bevestigd met de afwezigheid van corneareflex, plaatst u de rat op een rebreatherneuskegel met isofluraan verlaagd tot 1,75% -2,25% voor onderhoud van anesthesie.
- Injecteer een oplossing van 0,02-0,03 ml Carprofen (50 mg / ml) in 0,2 ml steriele zoutoplossing met een naald van 27 g in het onderhuidse vlak tussen de schouderbladen voor peri- en postoperatieve analgesie.
- Breng steriele oogzalf aan op beide ogen om hoornvlieszweren te voorkomen terwijl u verdoofd bent.
- Scheer met behulp van een elektrisch scheermes het laterale deel van de bilaterale onderste ledematen, dat zich uitstrekt van het heupgewricht, over de dij en naar het dorsale oppervlak van de poot.
- Steriliseer de chirurgische site door eerst af te vegen met een alcoholvoorbereidingspad, gevolgd door het aanbrengen van povidon-jodiumoplossing, eindigend met een laatste reiniging met een nieuw alcoholvoorbereidingspad om de resterende povidon-jodiumoplossing te verwijderen. Herhaal dit afwisselende reinigingsproces drie keer om de steriliteit te behouden.
OPMERKING: Dit kan een dermatologische irriterende stof zijn; zorg ervoor dat het grootste deel van de oplossing wordt verwijderd.
2. Voorbereiding van het spiertransplantaat
- Plaats de rat op een verwarmingskussen onder een chirurgische microscoop met een intraorale lichaamstemperatuursonde naar keuze voor het bewaken van de lichaamstemperatuur. Behoud isofluraan op 1,75% -2,25% en zuurstof op 0,8-1,0 l /min.
- Maak een longitudinale incisie langs het voorste aspect van de gewenste donorachterhoek die zich uitstrekt van net boven de enkel tot net onder de knie met een # 15 scalpel.
- Ontleed door het onderliggende onderhuidse weefsel met behulp van een scherpe irisschaar om de onderliggende spieren en distale pezen bloot te leggen, net proximaal aan het enkelgewricht. Tibialis anterior (TA) is de grootste en meest anterieure van de spieren; de extensor digitorum longus (EDL) spier is net diep en achter deze spier te vinden. Isoleer de EDL-spier en de distale pees van de omliggende spieren.
- Zorg voor isolatie van de juiste pees door beide tanden van een tang of irisschaar onder de distale pees net proximaal aan het enkelgewricht in te brengen. Oefen opwaartse druk uit op de pees door de tang of irisschaar te openen. Deze beweging moet een gelijktijdige verlenging van alle tenen tegelijkertijd produceren. Als geïsoleerde enkel dorsiflexie, enkeleversie of dorsiflexie met één teen optreedt, is de verkeerde pees geïsoleerd.
- Voer een distale tenotomie van de EDL-spier uit ter hoogte van de enkel met een scherpe irisschaar en ontleed de spier vrij van omliggende weefsels die proximaal naar zijn tendineuze oorsprong werken.
- Zodra de proximale pees is gevisualiseerd, voert u een proximale tenotomie uit met behulp van een scherpe irisschaar om het transplantaat te bevrijden.
- Knip beide tendineuze uiteinden van het spiertransplantaat en knip op de gewenste lengte met een scherpe irisschaar.
OPMERKING: Grafts van 8-13 mm zijn met succes gebruikt; de meest gebruikte lengte is echter 10 mm. - Maak aan de ene kant van het spiertransplantaat een longitudinale incisie over de gehele getrimde lengte om de plaatsing van de zenuw in het spiertransplantaat te vergemakkelijken en contact van de zenuw met endomysium te bieden.
- Plaats het voorbereide spiertransplantaat in een zoutoplossing bevochtigd gaasje om uitdroging van het weefsel te voorkomen.
- Sluit de huid boven de donorplaats met 4-0 chromische hechting op een lopende manier.
3. Gemeenschappelijke peroneuszenisolatie en -voorbereiding
- Markeer de chirurgische incisie, die zich uitstrekt van een lijn ~ 5 mm van de ischiasinkeping, die zich uitstrekt tot net inferieur aan het kniegewricht. Zorg ervoor dat deze markering inferieur is aan en schuin verwijderd is van het dijbeen dat eronder kan worden gepalpeerd.
- Insnijden door de huid en onderhuidse weefsels langs de gemarkeerde incisielijn met een # 15 mes. Snijd voorzichtig door de onderliggende biceps femoris fascia en zorg ervoor dat u zich niet door de hele diepte van de spier uitstrekt, omdat de heupzenuw er net onder ligt.
- Gebruik een stompe kleine schaar of een hemostat, ontleed zorgvuldig door de biceps femoris spier.
OPMERKING: De heupzenuw reist in deze ruimte onder de biceps, ongeveer in dezelfde richting gericht als de incisie op de huid. Er zijn drie opmerkelijke heupzenuwtakken: sural (meest achterste en kleinste van de zenuwen), tibial (meestal de meest anterieure, maar deze zenuw duikt altijd diep naar het kniegewricht) en common peroneal (meestal gelegen tussen tibiale en surale, reist altijd boven het kniegewricht). - Identificeer de gemeenschappelijke peroneale (CP) zenuw en isoleer deze zorgvuldig van de omliggende zenuwen met behulp van een paar microtangen en microscharen. Verwijder alle omliggende bindweefsels uit de middelste 2 cm van de zenuw. Zorg ervoor dat u de CP-zenuw niet verplettert met een tang in dit proces, omdat crush-letsel de eindpuntresultaten kan veranderen.
- Voer over het meest centrale deel van de bevrijde CP-zenuw een epineuriaal venster uit door 25% van het epineurium langs de lengte van de zenuw te verwijderen die overeenkomt met de gewenste lengte van het spiertransplantaat.
- Om dit uit te voeren, houdt u het proximale epineurium met microtang vast, snijdt u in het epineurium dat onmiddellijk ten grondslag ligt aan een microdissectieschaar en verwijdert u ~ 25% van het epineurium dat distaal langs de zenuw reist. Zorg ervoor dat u dit segment in één stuk verwijdert, omdat meerdere pogingen onregelmatige epineuriale verwijdering kunnen veroorzaken, waardoor het risico op zenuwletsel toeneemt.
OPMERKING: Het zenuwweefsel dat ten grondslag ligt aan het epineurium heeft een goo-achtige textuur; het opmerken van deze kwaliteit van de zenuw zorgt ervoor dat het juiste weefselvlak is verwijderd.
4. MC-RPNI construct fabricage
- Verwijder het spiertransplantaat uit het zoutoplossing bevochtigde gaas en plaats het onder het centrale deel van de CP-zenuw waar het epineuriale venster is ontstaan. Draai de zenuw 180° zodat het epineuriale venstergedeelte contact maakt met intacte spieren en niet ten grondslag ligt aan de uiteindelijke hechtlijn.
- Een 8-0 gebruiken nylon hechting, hecht het epineurium van de CP-zenuw zowel proximaal als distaal aan het spiertransplantaat in de groef die in stap 2.8 is gecreëerd met behulp van eenvoudige onderbroken hechtingen om epineurium aan endomysium te binden.
OPMERKING: Plaats deze hechtingen en zorg ervoor dat de spier op normale rustlengte is. Het te veel uitrekken of comprimeren van de spier kan later van invloed zijn op de regeneratie en signaleringsmogelijkheden. - Omtrek de randen van het spiertransplantaat rond de nu beveiligde zenuw en hechting op hun plaats met behulp van eenvoudige onderbroken 8-0 nylon steken (~ 4-6 afhankelijk van de lengte).
- Zodra hemostase is bereikt, sluit u de biceps femoris fascia over de constructie met 5-0 chromische hechting op lopende wijze.
- Sluit de bovenliggende huid op lopende wijze af met een 4-0 chromische hechting.
- Reinig het operatiegebied met een alcoholvoorbereidingspad en breng antibiotische zalf aan.
- Beëindig de inhalatie-verdoving en plaats de rat in een schone kooi geïsoleerd van kooigenoten en laat herstellen met voedsel en water ad lib.
- Zodra de rat voldoende is hersteld, plaatst u hem terug bij kooigenoten in een schone kooi.
OPMERKING: Deze constructies vereisen een rijping van minimaal drie maanden om adequate zenuwsignaalversterking te produceren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
MC-RPNI chirurgische fabricage wordt beschouwd als een peri-operatief falen als ratten de opkomst van chirurgische anesthesie niet overleven of een infectie ontwikkelen binnen een week na de operatie. Eerder onderzoek heeft aangetoond dat een rijpingsperiode van 3 maanden zal resulteren in betrouwbare signaalversterking van deze constructen 42,45,48,49. Op dat moment of daarna kan chirurgische blootstelling van de constructies en evaluatie plaatsvinden. Als de MC-RPNI-fabricage succesvol was, moet gerevasculariseerde spier gemakkelijk zichtbaar zijn op de oorspronkelijke MC-RPNI-implantatieplaats (figuur 2B). Succesvolle MC-RPNI's zullen bovendien samentrekken na proximale zenuwstimulatie (video 1). Soms kunnen significante littekens en atrofisch spiertransplantaat aanwezig zijn (figuur 2C), wat wijst op een falen van revascularisatie / regeneratie, meestal secundair aan een te groot transplantaat, onjuiste behandeling of peri-operatief weefselletsel. Deze atrofische grafts hebben vaak een zekere mate van contractie bij proximale zenuwstimulatie, maar produceren een lagere signaalversterking. Over het algemeen wordt het als een fabricagefout beschouwd als, bij blootstelling, de MC-RPNI losgeraakt van de zenuw wordt gevonden of geen contractie heeft bij proximale zenuwstimulatie.
Histologische analyse van deze constructen moet levensvatbaar zenuw- en spierweefsel aantonen zonder significante fibrose of littekens (figuur 3). Immunohistochemie kan ook worden uitgevoerd om de aanwezigheid van geïnnerveerde neuromusculaire juncties met neurofilament als algemene zenuwmarker in combinatie met alfa-bungarotoxine als marker voor postsynaptische acetylcholinereceptoren te bevestigen (figuur 4). Als de geïmplanteerde zenuw van het doelwit er niet in slaagt om de spiercomponent van de MC-RPNI te innerveren, zou immunostaining geen collaterale motorische zenuwspruiten vertonen die het construct doorkruisen, noch geïnnerveerde neuromusculaire juncties.
Elektrofysiologische tests kunnen op elk moment na rijping op deze constructen worden uitgevoerd, waarbij gepubliceerde resultaten stabiele signalen aantonen, specifiek in de MC-RPNI na 3 maanden52 en tot 3 jaar in RPNI's bij menselijke proefpersonen47. Elektrofysiologische testschema's kunnen variëren afhankelijk van het interessegebied en de beschikbare apparatuur (figuur 5), maar evaluaties worden meestal uitgevoerd met maximale stimulatie van de proximale zenuw met een haakelektrode gevolgd door een registratie van samengestelde spieractiepotentialen (CMAP's) gegenereerd bij de MC-RPNI (tabel 1) ). Opname-elektroden kunnen variëren afhankelijk van de voorkeur van de gebruiker, maar epimysiële patch / pad, epimysiële bipolaire sonde en penetrerende bipolaire elektroden zijn experimenteel met succes gebruikt. De gemiddelde samengestelde zenuwamplitude (CNAP) geregistreerd bij de CP-zenuw na meer proximale zenuwstimulatie was 119,47 μV ± 14,87 μV. De gemiddelde CMAP-amplitude geregistreerd bij de MC-RPNI na vergelijkbare proximale CP-zenuwstimulatie was 3,28 mV ± 0,49 mV, resulterend in versterking van het zenuwsignaal van 11-87x, met een totale gemiddelde amplificatiefactor van 31,8 ± 7,70. Deze gegenereerde CMAP-golfvormen lijken qua uiterlijk op inheemse spieren, wat verder ondersteunt dat ze opnieuw zijn geïnnerveerd door hun ingesloten zenuw (figuur 6B).
Om ervoor te zorgen dat MC-RPNI-fabricage geen negatieve functionele impact veroorzaakt, kunnen elektrofysiologische en spierkrachttests worden uitgevoerd op distaal-geïnnerveerde spieren. Het grootste deel van de tests is uitgevoerd op de ipsilaterale EDL-spier omdat deze gemakkelijk toegankelijk is voor testen en wordt geïnnerveerd door de gemeenschappelijke peroneuszenuw (de contralaterale EDL wordt geoogst voor MC-RPNI-fabricage en dus niet beoordeeld). CMAP's gegenereerd door fysiologische EDL-spieren na proximale CP-zenuwstimulatie variëren meestal van 20-30 mV52. Bij het uitvoeren van deze test op ratten met geïmplanteerde MC-RPNI's zijn EDL CMAP's niet significant verschillend, gemiddeld 24,27 mV ± 1,34 mV. Bovendien, bij het vergelijken van gegenereerde CMAP-golfvormen tussen deze twee groepen, zijn ze opmerkelijk vergelijkbaar (figuur 6C). Als aanvullende maat voor de distally-geïnnerveerde spierfunctie kan spierkrachttesten van de spier van belang worden uitgevoerd (tabel 2). Na proximale CP-zenuwstimulatie is de gemiddelde maximale tetanische kracht van EDL die wordt gegenereerd bij MC-RPNI-proefpersonen 2451 mN ± 115 mN, vergelijkbaar met de gemiddelde kracht van 2497 mN ± 122 mN verkregen uit EDL-spier bij controlepersonen52.
Het algemene doel van de MC-RPNI is om het signaal op microvoltniveau van de ingesloten zenuw met verschillende grootheden te versterken, waardoor de SNR-ratio wordt verhoogd en zo een nauwkeurige detectie van motorische intenties mogelijk wordt. Van deze versterking is aangetoond dat deze op een betrouwbare manier plaatsvindt in het bereik van 10-20 keer52, met meer recente experimenten die versterkingsfactoren van meer dan 50 keer bereiken; daarom, als een construct geen vergelijkbaar niveau van versterking biedt, wordt het als suboptimaal beschouwd. Suboptimale resultaten kunnen meestal worden toegeschreven aan problemen op het niveau van het spiertransplantaat in de MC-RPNI, omdat onvolledige regeneratie en dus renervatie kan resulteren in een lager dan standaard CMAP, waardoor de algehele versterkingscapaciteiten van het construct worden verlaagd. De gegenereerde golfvorm is meestal verzwakt, met een merkbaar abnormaal uiterlijk. Als het spiertransplantaat volledig faalt, kan het signaal gemeten aan de spiercomponent ofwel niet bestaan (secundair aan significant littekenweefsel) of de CNAP weerspiegelen die wordt gegenereerd bij de stroomopwaartse zenuw.
Figuur 1: Illustratief schema van de MC-RPNI. De perifere doelzenuw is geel te zien in het omliggende spiertransplantaat. De MC-RPNI is in staat om de motorische efferente actiepotentialen van zijn ingesloten zenuw te versterken op het niveau van microvolts door het genereren van samengestelde spieractiepotentialen (CMAP's) die enkele groottes groter zijn. Dit vergemakkelijkt de detectie van motorische intenties die gemakkelijk te onderscheiden zijn van achtergrondgeluid. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: MC-RPNI in vivo. De MC-RPNI is vervaardigd met behulp van een autoloog extensor digitorum longus (EDL) spiertransplantaat geoogst uit de contralaterale ledemaat. Het wordt vervolgens omcirkeld vastgemaakt aan de gemeenschappelijke peroneuszenuw, met een voorbeeld MC-RPNI geschetst in wit (A) op het moment van de eerste fabricage. Deze zelfde MC-RPNI wordt opnieuw afgebeeld in (B) op het moment van eindpuntevaluatie 3 maanden later. De MC-RPNI heeft een vergelijkbare kleuring als de omringende spier en heeft een groot deel van het volume behouden. Een voorbeeld van een atrofisch spiertransplantaat wordt getoond in (C). De MC-RPNI heeft een vergelijkbaar uiterlijk als omringend litteken en bindweefsel en heeft aanzienlijk volume verloren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: MC-RPNI histologie. (A) H&E van een MC-RPNI doorsnede waarbij M de spiercomponent aangeeft, en N, de zenuw. (B) Dwarsdoorsnede van de ipsilaterale dissilaterale geïnuiveerde EDL-spier bij een rat met een MC-RPNI. (C) Dwarsdoorsnede van de EDL-spier bij een controlerat zonder MC-RPNI. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Immunostaining van de MC-RPNI. De afbeelding linksboven toont een longitudinaal gedeelte van een MC-RPNI-specimen met kernen genoteerd in blauw (DAPI) en zenuwweefsel in groen (neurofilament). Een close-up van een andere MC-RPNI wordt rechtsonder getoond met meerdere neuromusculaire juncties aanwezig (alfa-bungarotoxine in rood voor acetylcholinereceptoren). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Eindpunt elektrofysiologische evaluatie-instelling. Elektrofysiologisch onderzoek vereist ten minste drie elektroden: (1) een aardingselektrode - niet afgebeeld; (2) een zenuwstimulerende bipolaire elektrode; en (3) een bipolaire opname-elektrode. In deze opstelling is een bipolaire stimulerende haakelektrode te zien in wit rechts van het beeld dat op de gemeenschappelijke peroneuszenuw is geplaatst. De opname bipolaire sondelektrode wordt op de distale MC-RPNI geplaatst. Signalen worden vervolgens geregistreerd van de MC-RPNI na proximale zenuwstimulatie aan de haakelektrode totdat maximale CMAP's zijn bereikt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 6: Standaard elektrofysiologische golfvormen. Deze grafieken tonen typische golfvormen die zijn vastgelegd tijdens elektrofysiologische analyse van een rat met een geïmplanteerde MC-RPNI na proximale CP-zenuwstimulatie. (A) In blauw wordt een CNAP (*) opgenomen van de CP-zenuw proximaal tot de MC-RPNI afgebeeld. Het systeemartefact wordt aangegeven met een (**). (B) De representatieve CMAP die is geregistreerd vanaf de MC-RPNI na de gegenereerde CNAP in (A). (C) De resulterende CMAP-golfvorm geregistreerd van de ipsilaterale dissilaterale geïnualiseerde EDL-spier. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
| Rat-ID | Gewicht van de rat (g) | Zenuw CNAP Amplitude (μV) | MC-RPNI CMAP Amplitude (mv) | Zenuwsignaal versterkingsfactor | Latentie (ms) |
| 1 | 421 | 123.3 | 1.4 | 11.35 | 0.8 |
| 2 | 368 | 65.6 | 1.6 | 24.39 | 1.05 |
| 3 | 390 | 110.7 | 4.5 | 40.65 | 1.45 |
| 4 | 482 | 217.2 | 3.61 | 16.62 | 0.95 |
| 5 | 417 | 144.6 | 1.39 | 9.61 | 0.9 |
| 6 | 417 | 156.1 | 3.4 | 21.78 | 0.95 |
| 7 | 381 | 82 | 7.2 | 87.8 | 0.9 |
| 8 | 393 | 87.9 | 2.3 | 26.17 | 1.15 |
| 9 | 378 | 87.8 | 4.2 | 47.84 | 1 |
| 10 | 459 | n.v.t | 5.3 | n.v.t | 1.55 |
| 11 | 380 | n.v.t | 2.1 | n.v.t | 0.75 |
| 12 | 415 | n.v.t | 2.4 | n.v.t | 1 |
Tabel 1: Eindpunt elektrofysiologische analyse van MC-RPNI's. Een selectie van resultaten verkregen van ratten die eindpuntanalyse ondergaan op 3 (Ratten 1-9) en 6 (Ratten 10-12) maanden na de fabricage. Na proximale gemeenschappelijke peroneale (CP) zenuwstimulatie werden samengestelde zenuwactiepotentialen (CNAPs) geregistreerd bij de downstream CP-zenuw en werden samengestelde spieractiepotentialen (CMAP's) geregistreerd bij de downstream MC-RPNI. De versterkingsfactor voor elke test is te zien in de kolom aan de rechterkant. Opmerking: voor ratten 10-12 kon de CNAP proximaal van de MC-RPNI niet worden gemeten gezien anatomische beperkingen die het gevolg waren van het fabriceren van de MC-RPNI te dicht bij het opstijgen van de CP-zenuw van de heupzenuw. De gemiddelde geregistreerde CNAP-amplitude was 119,47 μV ± 14,87 μV, terwijl de gemiddelde CMAP-amplitude 3,28 mV ± 0,49 mV was, wat een gemiddelde versterkingsfactor van 31,8 ± 7,70 produceerde.
| Rat-ID | Maximale Twitch (mN) | V | Maximale tetanie (mN) | V | Hz | Lo (mm) |
| 1 | 927.13 | 3 | 2668.29 | 3 | 80 | 30.64 |
| 2 | 768.22 | 3.5 | 2677.85 | 3.5 | 80 | 31.15 |
| 3 | 646.99 | 3 | 2164.84 | 3 | 80 | 28.36 |
| 4 | 863.62 | 3.5 | 3109.67 | 3.5 | 150 | 31.07 |
| 5 | 774.48 | 1.5 | 2723.24 | 2 | 80 | 28.83 |
| 6 | 558.19 | 4 | 1930.22 | 4 | 120 | 29.46 |
| 7 | 753.97 | 1 | 2605.64 | 1 | 100 | 31.13 |
| 8 | 768.38 | 2 | 2897.08 | 2 | 100 | 31.86 |
| 9 | 559.9 | 1.5 | 1984.17 | 1.5 | 100 | 31.11 |
| 10 | 600.6 | 5.5 | 2416.09 | 5.5 | 80 | 32.51 |
| 11 | 770.27 | 5.5 | 2496.89 | 5.5 | 80 | 31.89 |
| 12 | 672.22 | 2.5 | 1740.04 | 2.5 | 50 | 31.34 |
Tabel 2: Spierkrachtanalyse van ratten met geïmplanteerde MC-RPNI's. Spierkrachttesten werden uitgevoerd op de ipsilaterale extensor digitorum longus (EDL) spier om te bepalen of de MC-RPNI enige invloed had op de distally-geïnnerveerde spierfunctie. Na proximale CP-zenuwstimulatie werden force tracings geregistreerd en werd actieve kracht berekend die relevant was voor de test van belang. Lo werd gedefinieerd als de optimale spierrustlengte die maximale kracht produceerde. De gemiddelde maximale twitchkracht geregistreerd van ratten met geïmplanteerde MC-RPNI's was 722,0 mN ± 32,11 mN en de gemiddelde maximale tetanische kracht was 2451 mN ± 115 mN, vergelijkbaar met waarden verkregen van controledieren (maximale twitch: 822,2 mN ± 41,11 mN; maximale tetanie: 2497 mN ± 122 mN).
Video 1: MC-RPNI-contractie na elektrische stimulatie van de proximale zenuw. Na proximale zenuw elektrische stimulatie door de haakelektrode aan de rechterkant, is zichtbare spiercontractie van de MC-RPNI in het midden te zien. Klik hier om deze video te downloaden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De MC-RPNI is een nieuw construct dat het mogelijk maakt om de efferente actiepotentialen van een intacte, perifere motorzenuw te versterken om een exoskeletapparaat nauwkeurig te besturen. In het bijzonder verleent de MC-RPNI een bijzonder voordeel aan personen met extremiteitszwakte veroorzaakt door significante spierziekte en / of afwezigheid van spieren waar EMG-signalen niet kunnen worden geregistreerd. Het verminderen van de reeds gecompromitteerde spierfunctie zou verwoestend zijn in deze populatie; de MC-RPNI heeft echter de mogelijkheid om deze zenuwsignaalversterking te bieden zonder afbreuk te doen aan distally-geïnnerveerde spier52 (tabel 1 en tabel 2). Bij die personen met spiergebaseerde of lagere motorneuronziekte worden perifere sensorische zenuwen meestal niet beïnvloed door het ziekteproces53. Naarmate het gevoel behouden blijft, is het noodzakelijk om de zenuw in continuïteit te houden en letsel te voorkomen, en de MC-RPNI lijkt elk nadeel voor distally-geïnnerveerde doelen als geheel te voorkomen op basis van histologie (figuur 3), immunohistochemie (figuur 4) en evaluatie van de spierfunctie (tabel 2).
De MC-RPNI vertrouwt op het concept van collaterale axonale ontkieming van de ingesloten perifere zenuw, een concept dat gemakkelijk wordt aangetoond in zowel eerder onderzoek52 als ook in de goed beschreven chirurgische techniek van end-to-side neurorrhaphy54,55. Om te zorgen voor een adequate hernervatie van het spiertransplantaat tijdens MC-RPNI-fabricage en negatieve impact op distally-geïnnerveerde doelen te voorkomen, is een zorgvuldige behandeling van de zenuw noodzakelijk. Tijdens de dissectie van de zenuw kan trauma worden vermeden door een beknopte behandeling van alleen het epineurium of bindweefsel. Het potentieel voor zenuwletsel bij MC-RPNI-fabricage is echter het hoogst tijdens de stap van het epineuriale venster. Om scherpe transsectie van zenuwvezels te voorkomen, wordt aanbevolen om deze stap alleen uit te voeren onder een krachtige chirurgische microscoop (ten minste 5x) na verschillende mogelijkheden voor oefening op niet-experimentele ratten. Deze stap kan verschillende pogingen vergen om onder de knie te krijgen, en het wordt niet aanbevolen om deze stap eerst uit te voeren op ratten die bedoeld zijn voor experimentele analyse. Theoretisch is neuroom-in-continuïteit een complicatie die kan optreden na MC-RPNI-fabricage, vooral in de aanwezigheid van een aanzienlijk zenuwtrauma. Deze complicatie is echter niet aangetroffen in de vele jaren in ontwikkeling.
De meeste experimenten die met de MC-RPNI zijn uitgevoerd, zijn uitgevoerd op de gemeenschappelijke peroneuszenuw gezien het relatieve gemak van toegang en de evaluatie van distally-geïnnerveerde doelen. Theoretisch zou elke perifere zenuw met een motorische component kunnen worden vervangen. Pure sensorische axonen kunnen worden gebruikt omdat spierweefsel sensorische componenten heeft (spindelvezels, Golgi-peesorganen, enz.), Maar deze experimenten zijn tot nu toe niet uitgevoerd en de resultaten zijn moeilijk te voorspellen. Voor de spiertransplantaatcomponent van de MC-RPNI variëren grafts van 20-150 mg, afhankelijk van de lengte van het transplantaat en de leeftijd van de rat, en elke spiertransplantaat van vergelijkbare grootte kan met succes worden gebruikt. Spierreplantaatregeneratie is gedeeltelijk afhankelijk van het vermogen om te revasculariseren, en grote / dikke grafts hebben meer kans op necrose en fibrose, wat het algehele signaleringsvermogen beïnvloedt56. Onderzoek specifiek uitgevoerd op RPNI's heeft succesvolle spierregeneratie en onderhoud van signaalversterking in grafts tot 300 mg56 aangetoond. Met betrekking tot het rattenras worden Lewis en Fischer aanbevolen, omdat van de meerderheid van de andere ratten die voor experimentele doeleinden worden gebruikt, bekend is dat ze zichzelf verminken secundair aan zenuwletsel57,58.
Over het algemeen hebben de huidige ervaringen met MC-RPNI-fabricage een faalpercentage van < 5% opgeleverd. De meest voorkomende constructfouten worden meestal toegeschreven aan het spiertransplantaatsegment, waarna bij de blootstelling wordt opgemerkt dat ze atrofisch zijn of losgeraakt van de zenuw. Losgeraakte MC-RPNI's zijn meestal het gevolg van onvoldoende hechten op het moment van fabricage, wat leidt tot "opening" van het omtrekwikkelde spiertransplantaat en uiteindelijk gedeeltelijke extrusie van de ingesloten zenuw. Deze MC-RPNI's behouden echter meestal een zekere mate (zij het verminderd) van signaalversterkingsmogelijkheden, omdat een deel van het transplantaat nog steeds aan de zenuw is bevestigd. Atrofische MC-RPNI's zijn duidelijk bij blootstelling omdat ze het typische uiterlijk van de skeletspieren missen, vaak niet te onderscheiden van littekenweefsel met lichtroze tot grijs / witte kleuring (figuur 2C). Atrofie van het spierweefsel kan het gevolg zijn van vele factoren, waaronder infectie, te groot / dik van een spiertransplantaat, acuut bloedverlies bloedarmoede, spier- en / of zenuwletsel tijdens fabricage, evenals het falen van de epineuriale hechtende hechtingen waardoor zuigervorming van het transplantaat op de zenuw ontstaat, waardoor revascularisatie wordt verminderd. Bij elektrofysiologische tests produceren atrofische MC-RPNI's doorgaans weinig tot geen signaalversterking; bij gebruik van zeer gevoelige elektroden kunnen opnames van de CNAP van de onderliggende zenuw worden opgenomen via de atrofische spier. Als significante atrofie wordt waargenomen bij meerdere experimentele proefpersonen, moet men terugkeren naar het protocol en bepalen welke stappen moeten worden aangepast. Natuurlijk, als er geen signalen worden geregistreerd bij het uitvoeren van evaluaties, is het belangrijk om problemen op te lossen en niet aan te nemen dat de constructie een mislukking is. Het oplossen van problemen met de apparaatopstelling is van het grootste belang, omdat gebrek aan signalen secundair kan zijn aan beschadigde elektroden (impedantie aanbevelen <16 Ω), onjuiste elektrodeconfiguratie of zelfs onvoldoende proximale zenuwstimulatie (sommige zenuwen vereisen 0,5-5 mA elektrische stimulatie om CMAP's te produceren bij de downstream MC-RPNI).
De huidige methoden van mens-machine-interfacing voor exoskeletgebruik bij mensen met extremiteitszwakte zijn meestal afhankelijk van opnames verkregen van perifere zenuwen of EMG van spierweefsel. Zoals eerder besproken, biedt de MC-RPNI een aanzienlijk voordeel met betrekking tot exoskeletcontrole voor personen met ernstig beschadigd of afwezig spierweefsel waar EMG-opnames niet mogelijk zijn29. De MC-RPNI biedt ook een voordeel ten opzichte van de huidige perifere zenuwinterfacing-opties, waaronder extraneurale elektroden 30,31,32,33, intrafascicular elektroden 34,35,36 en penetrerende elektroden 37,38,39,40 . Omdat inherente zenuwsignalen zich gewoonlijk op het niveau van microvolts bevinden, heeft de MC-RPNI de mogelijkheid om deze zenuwsignalen meer dan 30 keer te versterken, waardoor een nauwkeurige detectie van motorische intentie van achtergrondgeluid mogelijk wordt en zo een betrouwbare exoskeletcontrole mogelijk wordt. Bij chronisch gebruik worstelen de huidige op elektroden gebaseerde methoden uiteindelijk om complicaties te overwinnen die inherent zijn aan de materiële levensduur in vivo en de reactie van vreemd lichaam, complicaties die de MC-RPNI kan vermijden gezien zijn biologische oorsprong. Na verloop van tijd resulteren deze reacties van vreemde lichamen in weefselbeschadiging, littekenweefselvorming en uiteindelijk axonale demyelinisatie en degeneratie. Experimenten die tot zes maanden zijn uitgevoerd, hebben geen bewijs opgeleverd van neuronale verwonding, litteken of fibrose / degeneratie van distaal geïnnerveerd spierweefsel (figuur 3), en in combinatie met RPNI-stabiliteit waargenomen bij menselijke proefpersonen gedurende een observatieperiode van drie jaar47, is het redelijk om te concluderen dat MC-RPNI's met succes kunnen communiceren met perifere zenuwen op de schaal van jaren tot decennia.
De MC-RPNI is bedoeld om te worden gebruikt voor exoskeletcontrole in een verscheidenheid aan pathologieën, waaronder die op het niveau van het zenuwstelsel en de spier zelf. Op spieren gebaseerde pathologieën kunnen bijvoorbeeld aandoeningen omvatten variërend van trauma, spierdystrofie, inflammatoire myopathieën en myasthenia gravis. Ondanks de diepgaande spierschade en zwakte die kan resulteren in deze aandoeningen 1,2,3, heeft de meerderheid functionerende lagere motorneuronen die MC-RPNI-renervatie en detectie van motorische intentie zouden vergemakkelijken. Voor die aandoeningen die resulteren in wijdverspreide spierziekte (spierdystrofie, enz.), Is het zeker mogelijk dat de vrije spiertransplantaatcomponent kan worden aangetast, waardoor het versterkingspotentieel wordt beperkt. Aangezien detectie van zelfs een enkele motoreenheid (10-400 μV)59 echter kan zorgen voor versterking van perifere zenuwsignalen, is het redelijk om aan te nemen dat de MC-RPNI voldoende motoreenheden zou bevatten binnen zijn kleinere, gedefinieerde gebied om exoskeletcontrole in deze populatie te vergemakkelijken. Een significante beperking van het construct is echter in die pathologieën die resulteren in aanzienlijk verminderde bovenste en / of onderste motorneuronen, zoals bij beroerte, dwarslaesie, spinale spieratrofie (SMA) en amyotrofische laterale sclerose (ALS). Zonder een geschikte perifere zenuwvezelpopulatie om de MC-RPNI opnieuw te activeren, kan deze niet regenereren en signaalversterking bieden, wat leidt tot constructfalen. Er worden experimenten uitgevoerd om de minimale populatie van functionele perifere zenuwvezels te bepalen die nodig zijn voor een adequate MC-RPNI-functie.
De voorganger van mc-RPNI's, de RPNI, heeft onmetelijk succes geboekt met nauwkeurige controle van aangedreven prothesen bij menselijke proefpersonen door de versterking en registratie van signalen gegenereerd door getranseceerde perifere zenuwen. Het meest opvallende is dat het in staat is om dit te doen op de schaal van maanden tot jaren zonder heroperatie of herkalibratie van het prothetische apparaat. Veel voorkomende klachten met de huidige methoden van mens-machine interfacing voor exoskelet controlecentrum op signaalbesmetting door cross-talk en de noodzaak van frequente herijking in EMG-afhankelijke methoden 26,27,28, en perifere zenuwinterface-instabiliteit in de loop van de tijd die secundaire operaties noodzakelijk maakt 37,39,44 . De MC-RPNI is echter in staat om deze complicaties te voorkomen, gezien de biologische samenstelling en strategische plaatsingsmogelijkheden. Het is absoluut noodzakelijk om een grondig begrip van deze constructie vast te stellen om de weg vrij te maken voor gebruik bij menselijke proefpersonen en het uiteindelijke wijdverspreide gebruik van nauwkeurige, betrouwbare exoskeletapparaten bij mensen die leven met extremiteitszwakte.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen onthullingen.
Acknowledgments
De auteurs bedanken Jana Moon voor haar deskundige laboratoriumbeheer en technische assistentie en Charles Hwang voor zijn beeldvormingsexpertise. Experimenten in dit artikel werden gedeeltelijk gefinancierd door subsidies van de Plastic Surgery Foundation aan SS (3135146.4) en het National Institute of Child Health and Human Development onder awardnummer 1F32HD100286-01 aan SS, en het National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases van de National Institutes of Health onder awardnummer P30 AR069620.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #15 Scalpel | Aspen Surgical, Inc | Ref 371115 | Rib-Back Carbon Steel Surgical Blades (#15) |
| 2-N-thin film load cell (S100) | Strain Measurement Devices, Inc | SMD100-0002 | Measures force generated by the attached muscle |
| 4-0 Chromic Suture | Ethicon | SKU# 1654G | P-3 Reverse Cutting Needle |
| 5-0 Chromic Suture | Ethicon | SKU# 687G | P-3 Reverse Cutting Needle |
| 8-0 Monofilament Suture | AROSurgical | T06A08N14-13 | Black polyamide monofilament suture on a threaded tapered needle |
| Experimental Rats | Envigo | F344-NH-sd | Rats are Fischer F344 Strain |
| Fine Forceps - mirror finish | Fine Science Tools | 11413-11 | Fine tipped forceps with mirror finish ideal for handling delicate structures like nerves |
| Fluriso (Isofluorane) | VetOne | 13985-528-40 | Inhalational Anesthetic |
| Force Measurement Jig | Red Rock | n/a | Custom designed force measurement jig that allows for immobilization of hindlimb to allow for accurate muscle force recording |
| MATLAB software | Mathworks, Inc | PR-MATLAB-MU-MW-707-NNU | Calculates active force for each recorded force trace from passive and total force measurements |
| Nicolet Viasys EMG EP System | Nicolet | MFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMG | Portable EMG and nerve signal recording system capable of simultaneous 2 channel recordings from nerve and/or muscle |
| Oxygen | Cryogenic Gases | UN1072 | Standard medical grade oxygen canisters |
| Potassium Chloride | APP Pharmaceuticals | 63323-965-20 | Injectable form, 2 mEq/mL |
| Povidone Iodine USP | MediChoice | 65517-0009-1 | 10% Topical Solution, can use one bottle for multiple surgical preps |
| Puralube Vet Opthalmic Ointment | Dechra | 17033-211-38 | Corneal protective ointment for use during procedure |
| Rimadyl (Caprofen) | Zoetis, Inc. | NADA# 141-199 | Injectable form, 50 mg/mL |
| Stereo Microscope | Leica | Model M60 | User can adjust magnification to their preference |
| Surgical Instruments | Fine Science Tools | Various | User can choose instruments according to personal preference or from what is currently available in their lab |
| Triple Antibiotic Ointment | MediChoice | 39892-0830-2 | Ointment comes in sterile, disposable packets |
| Vannas Spring Scissors - 2mm cutting edge | Fine Science Tools | 15000-04 | Curved micro-dissection scissors used to perform the epineurial window |
| VaporStick 3 | Surgivet | V7015 | Anesthesia tower with space for isofluorane and oxygen canister |
| Webcol Alcohol Prep | Coviden | Ref 6818 | Alcohol prep wipes; use a new wipe for each prep |
References
- Andersson, G. S. The burden of musculoskeletal diseases in the United States : prevalence, societal, and economic cost. American Academy of Orthopaedic Surgeons. , Rosemont, IL. (1942).
- Yelin, E. H., Weinstein, S., King, T. The burden of musculoskeletal diseases in the United States. Seminars in Arthritis and Rheumatism. 46 (3), 259-260 (2016).
- McDonald, C. M. Clinical Approach to the Diagnostic Evaluation of Hereditary and Acquired Neuromuscular Diseases. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 23 (3), 495-563 (2021).
- Sass, F. A., et al. Immunology Guides Skeletal Muscle Regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 19 (3), 835 (2018).
- Bruggeman, K. F., et al. Harnessing stem cells and biomaterials to promote neural repair. British Journal of Pharmacology. 176 (3), 355-368 (2019).
- Vijayavenkataraman, S. Nerve guide conduits for peripheral nerve injury repair: A review on design, materials and fabrication methods. Acta Biomaterialia. 106, 54-69 (2020).
- O'Dell, M. W., Lin, C. C., Harrison, V. Stroke rehabilitation: strategies to enhance motor recovery. Annual Review of Medicine. 60, 55-68 (2009).
- Ambrosini, E., et al. The combined action of a passive exoskeleton and an EMG-controlled neuroprosthesis for upper limb stroke rehabilitation: First results of the RETRAINER project. International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 56-61 (2017).
- Veerbeek, J. M., et al. Effects of robot-assisted therapy for the upper limb after stroke. Neurorehabilitation & Neural Repair. 31 (2), 107-121 (2017).
- Heo, P., et al. Current hand exoskeleton technologies for rehabilitation and assistive engineering. Journal of Precision Engineering and Manufacturing. 13 (5), 807-824 (2012).
- Kwakkel, G., Kollen, B. J., Krebs, H. I. Effects of robot-assisted therapy on upper limb recovery after stroke: A systematic review. Neurorehabilitation & Neural Repair. 22 (2), 111-121 (2007).
- Brewer, B. R., McDowell, S. K., Worthen-Chaudhari, L. C. Poststroke Upper Extremity Rehabilitation: A Review of Robotic Systems and Clinical Results. Topics in Stroke Rehabilitation. 14 (6), 22-44 (2007).
- Kalita, B., Narayan, J., Dwivedy, S. K. Development of active lower limb robotic-based orthosis and exoskeleton devices: A systematic review. International Journal of Social Robotics. 13, 775-793 (2021).
- Bosch, T., et al. The effects of a passive exoskeleton on muscle activity, discomfort and endurance time in forward bending work. Applied Ergonomics. 54, 212-217 (2016).
- Secciani, N., et al. A novel application of a surface ElectroMyoGraphy-based control strategy for a hand exoskeleton system: A single-case study. International Journal of Advanced Robotic Systems. 16 (1), 1729881419828197 (2019).
- Bützer, T., et al. PEXO - A pediatric whole hand exoskeleton for grasping assistance in task-oriented training. IEEE 16th International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 108-114 (2019).
- Meeker, C., et al. EMG pattern classification to control a hand orthosis for functional grasp assistance after stroke. IEEE International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 1203-1210 (2017).
- Witkowski, M., et al. Enhancing brain-machine interface (BMI) control of a hand exoskeleton using electrooculography (EOG). Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 11 (1), 165 (2014).
- Cantillo-Negrete, J., et al. Motor imagery-based brain-computer interface coupled to a robotic hand orthosis aimed for neurorehabilitation of stroke patients. Journal of Healthcare Engineering. 2018, 1624637 (2018).
- Bhagat, N. A., et al. Design and optimization of an EEG-based brain machine interface (BMI) to an upper-limb exoskeleton for stroke survivors. Frontiers in Neuroscience. 10, 122 (2016).
- Habibzadeh Tonekabony Shad, E., Molinas, M., Ytterdal, T. Impedance and noise of passive and active dry EEG electrodes: A review. IEEE Sensors Journal. 20 (24), 14565-14577 (2020).
- Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. EEG-based BCI control schemes for lower-limb assistive-robots. Frontiers in Human Neuroscience. 12, 312-312 (2018).
- Gwin, J. T., Ferris, D. High-density EEG and independent component analysis mixture models distinguish knee contractions from ankle contractions. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2011, 4195-4198 (2011).
- Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. Classification of left and right foot kinaesthetic motor imagery using common spatial pattern. Biomedical Physics & Engineering Express. 6 (1), 015008 (2019).
- Ryser, F., et al. Fully embedded myoelectric control for a wearable robotic hand orthosis. iInternational Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 615-621 (2017).
- Reeves, J., Starbuck, C., Nester, C. EMG gait data from indwelling electrodes is attenuated over time and changes independent of any experimental effect. Journal of Electromyography and Kinesiology. 54, 102461 (2020).
- Huang, J., et al. Control of upper-limb power-assist exoskeleton using a human-robot interface based on motion intention recognition. IEEE Transactions on Automation Science and Engineering. 12 (4), 1257-1270 (2015).
- Rodrigues, C., et al. Comparison of intramuscular and surface electromyography recordings towards the control of wearable robots for incomplete spinal cord injury rehabilitation. 2020 8th IEEE RAS/EMBS International Conference for Biomedical Robotics and Biomechatronics (BioRob). , 564-569 (2020).
- Rasool, G., et al. Spatial analysis of multichannel surface EMG in hemiplegic stroke. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering : A Publication of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 25 (10), 1802-1811 (2017).
- Stieglitz, T., et al. Non-invasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).
- Polasek, K. H., et al. Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).
- Kenney, L., et al. An implantable two channel drop foot stimulator: initial clinical results. Artificial Organs. 26 (3), 267-270 (2002).
- Ortiz-Catalan, M., et al. Patterned stimulation of peripheral nerves produces natural sensations with regards to location but not quality. IEEE Transactions on Medical Robotics and Bionics. 1 (3), 199-203 (2019).
- Boretius, T., et al. A transverse intrafascicular multichannel electrode (TIME) to interface with the peripheral nerve. Biosensors and Bioelectronics. 26 (1), 62-69 (2010).
- Petrini, F. M., et al. Six-month assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback. Annals of Neurology. 8 (1), 137-154 (2019).
- Jung, R., et al. Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers. Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2017).
- Christensen, M. B., et al. The foreign body response to the Utah Slant Electrode Array in the cat sciatic nerve. Acta Biomaterialia. 10 (11), 4650-4660 (2014).
- Zollo, L., et al. Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands. Science Robotics. 4 (27), (2019).
- George, J. A., et al. Long-term performance of Utah slanted electrode arrays and intramuscular electromyographic leads implanted chronically in human arm nerves and muscles. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056042 (2020).
- Wendelken, S., et al. Restoration of motor control and proprioceptive and cutaneous sensation in humans with prior upper-limb amputation via multiple Utah Slanted Electrode Arrays (USEAs) implanted in residual peripheral arm nerves. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 121 (2017).
- Yang, Z., et al. Noise characterization, modeling, and reduction for in vivo neural recording. Proceedings of the 23rd Annual Conference on Neural Information Processing Systems (NIPS 09). , 2160-2168 (2009).
- Ursu, D. C., et al. In vivo characterization of regenerative peripheral nerve interface function. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 026012 (2016).
- Lotti, F., et al. Invasive intraneural interfaces: Foreign body reaction issues. Frontiers in Neuroscience. 11, 497-497 (2017).
- Stiller, A. M., et al. A meta-analysis of intracortical device stiffness and its correlation with histological outcomes. Micromachines. 9 (9), 443 (2018).
- Kung, T. A., et al. Regenerative peripheral nerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).
- Kubiak, C. A., Kemp, S. W. P., Cederna, P. S. Regenerative peripheral nerve interface for management of postamputation neuroma. JAMA Surgery. 153 (7), 681-682 (2018).
- Vu, P. P., et al. A regenerative peripheral nerve interface allows real-time control of an artificial hand in upper limb amputees. Science Translational Medicine. 12 (533), (2020).
- Svientek, S. R., et al. Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), e60841 (2020).
- Ursu, D., et al. Adjacent regenerative peripheral nerve interfaces produce phase-antagonist signals during voluntary walking in rats. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 33 (2017).
- Vu, P. P., et al. Closed-loop continuous hand control via chronic recording of regenerative peripheral nerve interfaces. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 26 (2), 515-526 (2018).
- Urbanchek, M. G., et al. Development of a Regenerative Peripheral Nerve Interface for Control of a Neuroprosthetic Limb. BioMed Research International. 2016, 5726730 (2016).
- Kubiak, C. A., et al. Physiologic signaling and viability of the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) for intact peripheral nerves. Journal of Neural Engineering. 18 (4), (2021).
- Rocha, J. A., et al. Diagnostic investigation and multidisciplinary management in motor neuron disease. Journal of Neurology. 252 (12), 1435-1447 (2005).
- Haastert, K., et al. Nerve repair by end-to-side nerve coaptation: histologic and morphometric evaluation of axonal origin in a rat sciatic nerve model. Neurosurgery. 66 (3), 567-576 (2010).
- Hayashi, A., et al. Collateral sprouting occurs following end-to-side neurorrhaphy. Plastic and Reconstructive Surgery. 114 (1), 129-137 (2004).
- Hu, Y., et al. Regenerative peripheral nerve interface free muscle graft mass and function. Muscle & Nerve. 63 (3), 421-429 (2021).
- Carr, M. M., et al. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).
- Sporel-Özakat, R. E., et al. A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2), 263-265 (1991).
- Lemon, R. N., Mantel, G. W. H., Rea, P. A. Recording and identification of single motor units in the free-to-move primate hand. Experimental Brain Research. 81 (1), (1990).
