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Artículo de método

Bioprospección de microorganismos extremófilos para hacer frente a la contaminación ambiental

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DOI:

10.3791/63453

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30 de diciembre de 2021

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1Department of Biology, University of Naples Federico II, 2Institute of Polymers, Composites and Biomaterials (IPCB), Consiglio Nazionale delle Ricerche CNR, 3Division of Biological Systems and Engineering, Lawrence Berkeley National Laboratory, 4BAT Center-Interuniversity Center for Studies on Bioinspired Agro-Environmental Technology, University of Napoli Federico II

En este artículo

Resumen

El aislamiento de microbios resistentes a metales pesados de las fuentes geotérmicas es un tema candente para el desarrollo de biosistemas de biorremediación y monitoreo ambiental. Este estudio proporciona un enfoque metodológico para aislar e identificar bacterias tolerantes a metales pesados de aguas termales.

Resumen

Los manantiales geotérmicos son ricos en varios iones metálicos debido a la interacción entre la roca y el agua que tiene lugar en el acuífero profundo. Además, debido a la variación estacional en el pH y la temperatura, la fluctuación en la composición de los elementos se observa periódicamente dentro de estos ambientes extremos, influyendo en las comunidades microbianas ambientales. Los microorganismos extremófilos que prosperan en los respiraderos térmicos volcánicos han desarrollado mecanismos de resistencia para manejar varios iones metálicos presentes en el medio ambiente, participando así en complejos ciclos biogeoquímicos metálicos. Además, los extremófilos y sus productos han encontrado un amplio punto de apoyo en el mercado, y esto es cierto especialmente para sus enzimas. En este contexto, su caracterización es funcional al desarrollo de biosistemas y bioprocesos para el monitoreo ambiental y la biorremediación. Hasta la fecha, el aislamiento y el cultivo en condiciones de laboratorio de microorganismos extremófilos siguen representando un cuello de botella para explotar plenamente su potencial biotecnológico. Este trabajo describe un protocolo simplificado para el aislamiento de microorganismos termófilos de aguas termales, así como su identificación genotípica y fenotípica a través de los siguientes pasos: (1) Muestreo de microorganismos de sitios geotérmicos ("Pisciarelli", un área volcánica de Campi Flegrei en Nápoles, Italia); (2) Aislamiento de microorganismos resistentes a metales pesados; (3) Identificación de aislados microbianos; (4) Caracterización fenotípica de los aislados. Las metodologías descritas en este trabajo podrían aplicarse generalmente también para el aislamiento de microorganismos de otros ambientes extremos.

Introducción

Los ambientes extremos de nuestro planeta son excelentes fuentes de microorganismos capaces de tolerar condiciones duras (es decir, temperatura, pH, salinidad, presión y metales pesados)1,2, siendo Islandia, Italia, ESTADOS UNIDOS, Nueva Zelanda, Japón, África Central e India, las áreas volcánicas más reconocidas y estudiadas 3,4,5,6,7,8,9 . Los termófilos han evolucionado en ambientes hostiles en un rango de temperaturas de 45 °C a 80 °C 10,11,12. Los microorganismos termófilos, ya sean pertenecientes a los reinos arqueal o bacteriano, son un reservorio para el estudio de la biodiversidad, la filogénesis y la producción de biomoléculas exclusivas para aplicaciones industriales 13,14,15,16. De hecho, en las últimas décadas, la continua demanda industrial en el mercado global ha fomentado la explotación de extremófilos y termozimas para sus aplicaciones diversificadas en varios campos biotecnológicos 17,18,19.

Las aguas termales, donde los organismos viven en consorcios, son ricas fuentes de biodiversidad, representando así un hábitat atractivo para estudiar la ecología microbiana20,21. Además, estas áreas volcánicas ricas en metales son comúnmente colonizadas por microorganismos que han desarrollado sistemas de tolerancia para sobrevivir y adaptarse a la presencia de metales pesados22,23 y, por lo tanto, participan activamente en sus ciclos biogeoquímicos. Hoy en día, los metales pesados se consideran contaminantes prioritarios para los seres humanos y el medio ambiente. Los microorganismos resistentes a metales pesados son capaces de solubilizar y precipitar metales transformándolos y remodelando sus ecosistemas24,25. La comprensión de los mecanismos moleculares de la resistencia a metales pesados es un tema candente para la urgencia de desarrollar nuevos enfoques verdes 26,27,28. En este contexto, el descubrimiento de nuevas bacterias tolerantes representa el punto de partida para desarrollar nuevas estrategias de biorremediación ambiental24,29. Para acompañar los esfuerzos para explorar ambientes hidrotermales a través de procedimientos microbiológicos y aumentar el conocimiento sobre el papel del gen (s) que sustenta la tolerancia a los metales pesados, se realizó un cribado microbiano en el área de aguas termales de Campi Flegrei en Italia. Este ambiente rico en metales pesados muestra una poderosa actividad hidrotermal, fumarola y piscinas hirviendo, variables en pH y temperatura en dependencia de la estacionalidad, las precipitaciones y los movimientos geológicos subterráneos30. En esta perspectiva, describimos una forma fácil de aplicar y eficaz de aislar bacterias resistentes a metales pesados, por ejemplo, Geobacillus stearothermophilus GF1631 (nombrado como aislado 1) y Alicyclobacillus mali FL1832 (nombrado como aislado 2) del área de Pisciarelli de Campi Flegrei.

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Protocolo

1. Muestreo de microorganismos de sitios geotérmicos

  1. Elija el sitio para el muestreo utilizando como criterio lugares con la temperatura y el pH deseados. Mida los parámetros físicos a través de una sonda de termopar digital, insertándola en las piscinas o lodos seleccionados.
  2. Recolecte 20 g de muestras de suelos (en este caso, de lodo en el sitio hidrotermal de Pisciarelli Solfatara), recogiéndolos con una cuchara esterilizada. Tome al menos dos muestras para cada sitio elegido.
  3. Coloque las muestras en tubos de polipropileno estéril de 50 ml y cierre inmediatamente.
  4. Mida el pH y la temperatura con una sonda de termopar digital insertándola directamente en el sitio de muestreo. Después de su uso, enjuague la sonda cuidadosamente con agua desionizada.

2. Aislamiento de microorganismos resistentes a metales pesados

NOTA: Realice los pasos 2.1-2.7 bajo una capucha biológica estéril.

  1. Inocular 2 g de cada muestra recogida en 50 ml de medio Luria-Bertani (LB) recién preparado, en el que el pH se ha ajustado a 4 o 7 mediante la adición de HCl o NaOH.
  2. Incubar las muestras a la misma temperatura del sitio de muestreo y a ±5 °C (55 °C y 60 °C para muestras de Pisciarelli) en un agitador orbital con temperatura controlada durante 24 h con una velocidad de agitación de 180 rpm.
  3. Placa 200 μL de las muestras cultivadas en agar LB (pH 4 o pH 7) e incubar en condiciones estáticas durante 48 h a 55 °C o 60 °C.
  4. Aísle las colonias individuales y repita los ciclos de recubrimiento de rayas (pasos 2.3 y 2.4) al menos tres veces.
  5. Para preparar reservas de células congeladas a -80 °C, cultive los cultivos durante la noche (ON) y agregue a las células cultivadas un 20% de glicerol (en un volumen final de 1 ml); use una mezcla de acetona y hielo seco para una congelación rápida.
  6. Para preparar un inóculo a partir de una cepa de glicerol, inocular 50 μL en 50 ml de LB (pH 4 o pH 6) e incubar a 55 °C o 60 °C en el agitador orbital a 180 rpm ON.
  7. Para obtener un perfil de crecimiento, diluya un precultivo (obtenido desde el paso 2.6) a 0.1 OD600 nm en 10 mL de LB (pH 4 o pH 6), haga crecer las células a 55 °C o 60 °C durante 16 h en el agitador orbital y mida el OD600 nm a intervalos de 30 min.
  8. Construya una curva de crecimiento a partir de los datos obtenidos en el paso 2.7 con tiempo (min) en el eje X y OD600 nm en el eje Y.
  9. Realice la misma curva de crecimiento descrita en los pasos 2.7 y 2.8, pero variando el pH (± 1 unidad) del medio de cultivo (por ejemplo, pH 3 y 5 para muestras cultivadas a pH 4) para determinar el pH óptimo para condiciones de laboratorio.

3. Identificación de aislados microbianos

  1. Preparación de ADN genómico
    1. Inocular el aislado rayado de la cepa de glicerol en 50 mL de lb medio (pH 4 o pH 6) y crecer en un agitador orbital a 55 °C o 60 °C a 180 rpm ON.
    2. Cosechar el cultivo ON por centrifugación durante 10 min a 5000 x g. Deseche el sobrenadante.
    3. Preparar 10 mL de tampón de lisis bacteriana compuesto por: 20 mM Tris-HCl pH 8.0, 2 mM EDTA, 1.2% Triton X-100 y lisozima (20 mg/mL) inmediatamente antes de su uso.
    4. Resuspend el pellet en 180 μL de tampón de lisis de bacterias. Incubar durante 30 min a 37 °C.
    5. Siga las pautas indicadas por un kit de purificación de ADN genómico (Tabla de materiales) para extraer ADN genómico.
    6. Cuantificar el ADN genómico extraído y su pureza mediante medición UV-Vis. Para la pureza, determine las proporciones: OD 260/280 nm y OD 260/230 nm.
    7. Evaluar la integridad del ADN genómico cargando 200 ng de cada muestra en un gel de agarosa al 0,8% y comparando la distribución del tamaño con un marcador molecular de alto peso.
    8. Encarga a un servicio externo la preparación del fragmento de ARNr 16S, secuenciación y análisis comparativo de la secuencia obtenida (1000 pb) con las presentes en la base de datos de nucleótidos del Centro Nacional de Información Biotecnológica de Estados Unidos (NCBI)33.
  2. Para corroborar los datos de la secuenciación del ARNr 16S, también se realiza un ribotipado automatizado sobre el ADN cromosómico digerido (servicio externo, Tabla de Materiales).
  3. En el caso de que la identificación de la especie no pueda determinarse únicamente con datos de ribotipado, encargar un análisis MALDI-TOF MS para la identificación de ácidos grasos.
  4. Para realizar un análisis filogenético del género identificado, analizar la secuencia de ARNr 16S del aislado con BLASTn34. Las secuencias con identidades del 99% al 97% deben usarse para construir una alineación de secuencia múltiple utilizando CLUSTAL Omega35. Construya un árbol de unión al vecino utilizando la opción predeterminada de ClustalW2 (Filogenia simple).

4. Susceptibilidad a los metales pesados y los antibióticos

  1. Inocular el aislado de un stock de glicerol (ver paso 2.5) y cultivarlo en 200 mL de LB bajo las condiciones óptimas de pH y temperatura previamente determinadas.
  2. Diluir cada precultivo a 0,1 OD600 nm en 5 ml de lb medio (al pH apropiado) que contenga concentraciones crecientes de metales pesados. Las concentraciones varían de 0.01-120 mM para metales pesados [As(V), As(III), Cd(II), Co(III), Cr(VI), Cu(II), Hg(II), Ni(II), V(V)] o 0.5-1 mg/mL para los antibióticos [Ampicilina, Bacitracina, Cloranfenicol, Ciprofloxacina, Eritromicina, Kanamicina, Estreptomicina, Tetraciclina y Vancomicina].
  3. Realice tratamientos con metales pesados y antibióticos por separado. Utilice un tubo de polipropileno de 50 ml y haga crecer las células en un agitador orbital con temperatura controlada con una velocidad de agitación de 180 rpm a 55 °C o 60 °C durante 16 h para cada condición/tratamiento.
  4. Calcular la Concentración Inhibitoria Mínima (CMI) ya sea para antibióticos o metales pesados identificando los valores de concentración en los tubos donde no se produce crecimiento microbiano, es decir, determinando los valores que inhiben completamente el crecimiento celular después de 16 h.
  5. Comprobar que la concentración es inhibitoria y no letal para las células mediante el recubrimiento de 200 μL del cultivo cultivado al valor que se considera como MIC en placas lb-agar (al pH y temperatura adecuados) y verificando la presencia de colonias después de la incubación ON.
    NOTA: Dado que el cultivo en placa de agar LB es viable a 4 °C solo durante unas pocas semanas, para preservar los aislados durante más tiempo, se prepararon y almacenaron existencias de glicerol a -80 °C. Para la determinación de la CMI, se llevaron a cabo al menos tres réplicas independientes utilizando cultivos independientes. La desviación estándar se calculó entre experimentos triplicados.

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Resultados

Sitio de muestreo
Este protocolo ilustra un método para el aislamiento de bacterias resistentes a metales pesados de una fuente termal. En este estudio, el área de Pisciarelli, un ambiente geotérmico ácido-sulfídico, se utilizó como sitio de muestreo (Figura 1). Este ecosistema se caracteriza por el flujo de fluidos sulfurosos agresivos derivados de actividades volcánicas. Se ha demostrado que las comunidades microbianas en los sistemas geotérmicos ácido-...

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Discusión

Las aguas termales contienen una diversidad sin explotar de microbiomas con capacidades metabólicas igualmente diversas12. El desarrollo de estrategias para el aislamiento de microorganismos que puedan convertir eficientemente metales pesados en compuestos menos tóxicos10 representa un área de investigación de creciente interés a nivel mundial. Este documento tiene como objetivo describir un enfoque simplificado para la detección y el aislamiento de microbios con la capacid...

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Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen conflictos de intereses.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por ERA-NET Cofund MarTERA: "FLAshMoB: Functional Amyloid Chimera for Marine Biosensing", PRIN 2017-PANACEA CUP:E69E19000530001 y por GoodbyWaste: ObtainGOOD products-exploit BY-products-reduce WASTE, MIUR 2017-JTNK78.006, Italia. Monica Piochi y la Dra. Angela Mormone (Istituto Nazionale di Geofisica e Vulcanologia, Sezione di Napoli Osservatorio Vesuviano, Italia) por la identificación y caracterización del sitio geotérmico.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
AmpicilinaSigma AldrichA9393
Aura Mini bioair s.c.r.l.Campana biológica
BacitracinaSigma AldrichB0125
Cloruro de cadmioSigma Aldrich202908
CloranfenicolSigma AldrichC0378
CiprofloxacinaSigma Aldrich17850
Cloruro de cobaltoSigma AldrichC8661
Cloruro decobreSigma Aldrich224332
EritromicinaSigma AldrichE5389
Servicio ExternoDSMZInstituto Leibniz DSMZ-Colección Alemana de Microorganismos y Cultivos Celulares GmbH Kit de
purificación de ADN genómicoThermo Scientific#K0721
Sulfato de kanamicinaSigma Aldrich60615
MaxQTM 4000 Agitador orbital de sobremesaThermo ScientificSHKE4000
Cloruro de mercurioSigma Aldrich215465
NanoDrop 1000 EspectrofotómetroThermo Scientific
Cloruro de níquelSigma Aldrich654507
Orion Star A221 Medidor de pH portátilThermo ScientificSTARA2218
Sodio (meta) arsenitoSigma AldrichS7400
Arseniato de sodio dibásico heptahidratadoSigma AldrichA6756
Cloruro de sodioSigma AldrichS5886
EstreptomicinaSigma AldrichS6501
TetraciclinaSigma Aldrich87128
Triptona BioChemicaApplichem PanreacA1553
VancomicinaSigma AldrichPHR1732
Extracto de levadura para biología molecularApplichem Panreac  A3732

Referencias

  1. Arora, N. K., Panosyan, H. Extremophiles: applications and roles in environmental sustainability. Environmental Sustainability. 2, 217-218 (2019).
  2. Gallo, G., Puopolo, R., Carbonaro, M., Maresca, E., Fiorentino, G. Extremophiles, a nifty tool to face environmental pollution: From exploitation of metabolism to genome engineering. International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (10), 5228(2021).
  3. Saxena, R., et al. Metagenomic analysis of hot springs in Central India reveals hydrocarbon degrading thermophiles and pathways essential for survival in extreme environments. Frontiers in Microbiology. 7, 2123(2017).
  4. Papke, R. T., Ramsing, N. B., Bateson, M. M., Ward, D. M. Geographical isolation in hot spring cyanobacteria. Environmental Microbiology. 5 (8), 650-659 (2003).
  5. Zitelle, L., Lan Pe, N. I. al The role of photosynthesis and CO2 evasion in travertine formation: a quantitative investigation at an important travertine-depositing hot spring. Journal of the Geological Society. 164, 843-853 (2007).
  6. Kubo, K., Knittel, K., Amann, R., Fukui, M., Matsuura, K. Sulfur-metabolizing bacterial populations in microbial mats of the Nakabusa hot spring. Japan. Systematic and Applied Microbiology. 34 (4), 293-302 (2011).
  7. Siljeström, S., Li, X., Brinckerhoff, W., van Amerom, F., Cady, S. L. ExoMars mars organic molecule analyzer (MOMA) laser desorption/ionization mass spectrometry (LDI-MS) analysis of phototrophic communities from a silica-depositing hot spring in Yellowstone national park, USA. Astrobiology. , (2021).
  8. Aulitto, M., Tom, L. M., Ceja-Navarro, J. A., Simmons, B. A., Singer, S. W. Whole-genome sequence of Brevibacillus borstelensis SDM, isolated from a sorghum-adapted microbial community. Microbiology Resource Announcements. 9 (48), 8-9 (2020).
  9. Antranikian, G., et al. Diversity of bacteria and archaea from two shallow marine hydrothermal vents from Vulcano Island. Extremophiles. 21 (4), 733-742 (2017).
  10. Gallo, G., Puopolo, R., Limauro, D., Bartolucci, S., Fiorentino, G. Metal-tolerant thermophiles: from the analysis of resistance mechanisms to their biotechnological exploitation. The Open Biochemistry Journal. 12 (1), 149-160 (2018).
  11. Aulitto, M., et al. Draft genome sequence of Bacillus coagulans MA-13, a thermophilic lactic acid producer from lignocellulose. Microbiology Resource Announcements. 8 (23), 341-360 (2019).
  12. Mehta, D., Satyanarayana, T. Diversity of hot environments and thermophilic microbes. Thermophilic Microbes in Environmental and Industrial Biotechnology: Biotechnology of Thermophiles. , Springer. Dordrecht. (2013).
  13. Fusco, S., et al. The interaction between the F55 virus-encoded transcription regulator and the RadA host recombinase reveals a common strategy in Archaea and Bacteria to sense the UV-induced damage to the host DNA. Biochimica et Biophysica Acta - Gene Regulatory Mechanisms. 1863 (5), (2020).
  14. Puopolo, R., et al. Self-assembling thermostable chimeras as new platform for arsenic biosensing. Scientific Reports. 11 (1), (2021).
  15. Fiorentino, G., Contursi, P., Gallo, G., Bartolucci, S., Limauro, D. A peroxiredoxin of Thermus thermophilus HB27: Biochemical characterization of a new player in the antioxidant defence. International Journal of Biological Macromolecules. 153, 608-615 (2020).
  16. Fiorentino, G., Del Giudice, I., Bartolucci, S., Durante, L., Martino, L., Del Vecchio, P. Identification and physicochemical characterization of BldR2 from Sulfolobus solfataricus, a novel archaeal member of the MarR transcription factor family. Biochemistry. 50 (31), 6607-6621 (2011).
  17. Bhattacharya, A., Gupta, A. G. Microbial Extremozymes. Current trends in applicability of thermophiles and thermozymes in bioremediation of environmental pollutants. , Elsevier, Academic Press. 161-176 (2022).
  18. Aulitto, M., et al. Prebiotic properties of Bacillus coagulans MA-13: Production of galactoside hydrolyzing enzymes and characterization of the transglycosylation properties of a GH42 β-galactosidase. Microbial Cell Factories. 20 (1), 1-18 (2021).
  19. Ing, N., et al. A multiplexed nanostructure-initiator mass spectrometry (NIMS) assay for simultaneously detecting glycosyl hydrolase and lignin modifying enzyme activities. Scientific Reports. 11 (1), 11803(2021).
  20. Saw, J. H. W. Characterizing the uncultivated microbial minority: towards understanding the roles of the rare biosphere in microbial communities. mSystems. 6 (4), 0077321(2021).
  21. He, Q., et al. Temperature and microbial interactions drive the deterministic assembly processes in sediments of hot springs. Science of the Total Environment. 772, 145465(2021).
  22. Shakhatreh, M. A. K., et al. Microbiological analysis, antimicrobial activity, and heavy-metals content of Jordanian Ma'in hot-springs water. Journal of Infection and Public Health. 10 (6), 789-793 (2017).
  23. Antonucci, I., et al. An ArsR/SmtB family member regulates arsenic resistance genes unusually arranged in Thermus thermophilus HB27. Microbial Biotechnology. 10 (6), 1690-1701 (2017).
  24. Ozdemir, S., Kılınç, E., Poli, A., Nicolaus, B. Biosorption of Heavy Metals (Cd 2+, Cu 2+ , Co 2+ , and Mn 2+ ) by Thermophilic Bacteria, Geobacillus thermantarcticus and Anoxybacillus amylolyticus Equilibrium and Kinetic Studies. Bioremediation Journal. 17 (2), 86-96 (2013).
  25. Hlihor, R. -M., Apostol, L. -C., Gavrilescu, M. Environmental bioremediation by biosorption and bioaccumulation: Principles and applications. Enhancing Cleanup of Environmental Pollutants: Volume 1: Biological Approaches. , Springer. Cham. 289-315 (2017).
  26. Del Giudice, I., Limauro, D., Pedone, E., Bartolucci, S., Fiorentino, G. A novel arsenate reductase from the bacterium Thermus thermophilus HB27: its role in arsenic detoxification. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Proteins and Proteomics. 1834 (10), 2071-2079 (2013).
  27. Politi, J., Spadavecchia, J., Fiorentino, G., Antonucci, I., Casale, S., De Stefano, L. Interaction of Thermus thermophilus ArsC enzyme and gold nanoparticles naked-eye assays speciation between As(III) and As(V). Nanotechnology. 26 (43), 435703(2015).
  28. Antonucci, I., et al. Characterization of a promiscuous cadmium and arsenic resistance mechanism in Thermus thermophilus HB27 and potential application of a novel bioreporter system. Microbial Cell Factories. 17 (1), (2018).
  29. Ilyas, S., Lee, J. C., Kim, B. S. Bioremoval of heavy metals from recycling industry electronic waste by a consortium of moderate thermophiles: Process development and optimization. Journal of Cleaner Production. 70, 194-202 (2014).
  30. Piochi, M., Mormone, A., Strauss, H., Balassone, G. The acid-sulfate zone and the mineral alteration styles of the Roman Puteolis (Neapolitan area, Italy): clues on fluid fracturing progression at the Campi Flegrei volcano. Solid Earth. 10 (6), 1809-1831 (2019).
  31. Puopolo, R., et al. Identification of a new heavy-metal-resistant strain of Geobacillus stearothermophilus isolated from a hydrothermally active volcanic area in southern Italy. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17 (8), 2678(2020).
  32. Aulitto, M., et al. Genomic insight of Alicyclobacillus mali FL18 isolated from an Arsenic-rich hot spring. Frontiers in Microbiology. 12, 639697(2021).
  33. Agarwala, R., et al. Database resources of the National Center for Biotechnology Information. Nucleic Acids Research. 46, 8-13 (2018).
  34. Altschul, S. F., et al. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Research. 25 (17), 3389-3402 (1997).
  35. Sievers, F., Higgins, D. G. Clustal Omega. Current Protocols in Bioinformatics. 2014, 1-16 (2014).
  36. Kliem, M., Sauer, S. The essence on mass spectrometry based microbial diagnostics. Current Opinion in Microbiology. 15 (3), 397-402 (2012).
  37. Madeira, F., et al. The EMBL-EBI search and sequence analysis tools APIs in 2019. Nucleic Acids Research. 47, 636-641 (2019).
  38. Piochi, M., Mormone, A., Balassone, G., Strauss, H., Troise, C., De Natale, G. Native sulfur, sulfates and sulfides from the active Campi Flegrei volcano (southern Italy): Genetic environments and degassing dynamics revealed by. Journal of Volcanology and Geothermal Research. 301, 180-193 (2015).
  39. Hsu, H. -C., et al. Assessment of temporal effects of a mud volcanic eruption on the bacterial community and their predicted metabolic functions in the mud volcanic sites of Niaosong, Southern Taiwan. Nicroorganisms. 9 (11), 2315(2021).
  40. Ye, J., Rensing, C., Su, J., Zhu, Y. G. From chemical mixtures to antibiotic resistance. Journal of Environmental Sciences (China). 62, 138-144 (2017).
  41. Farias, P., et al. Natural hot spots for gain of multiple resistances: arsenic and antibiotic resistances in heterotrophic, aerobic bacteria from marine hydrothermal vent fields. Applied and Environmental Microbiology. 81 (7), 2534-2543 (2015).
  42. Aulitto, M., Fusco, S., Nickel, D. B., Bartolucci, S., Contursi, P., Franzén, C. J. Seed culture pre-adaptation of Bacillus coagulans MA-13 improves lactic acid production in simultaneous saccharification and fermentation. Biotechnology for Biofuels. 12 (1), 45(2019).

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