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Artículo de método

Precipitación de proteínas a base de disolventes orgánicos para una purificación robusta del proteoma antes de la espectrometría de masas

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DOI:

10.3791/63503

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7 de febrero de 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry, Dalhousie University, 2Proteoform Scientific Inc.

En este artículo

Resumen

El presente protocolo describe la precipitación de proteínas a base de disolventes en condiciones controladas para una recuperación y purificación robustas y rápidas de muestras de proteoma antes de la espectrometría de masas.

Resumen

Si bien los múltiples avances en los instrumentos de espectrometría de masas (EM) han mejorado el análisis cualitativo y cuantitativo del proteoma, los enfoques frontales más confiables para aislar, enriquecer y procesar proteínas antes de la EM son críticos para una caracterización exitosa del proteoma. La recuperación de proteínas baja e inconsistente y las impurezas residuales como los surfactantes son perjudiciales para el análisis de la EM. La precipitación de proteínas a menudo se considera poco confiable, requiere mucho tiempo y técnicamente es difícil de realizar en comparación con otras estrategias de preparación de muestras. Estas preocupaciones se superan mediante el empleo de protocolos óptimos de precipitación de proteínas. Para la precipitación de acetona, la combinación de sales específicas, el control de la temperatura, la composición del disolvente y el tiempo de precipitación es crítica, mientras que la eficiencia de la precipitación de cloroformo / metanol / agua depende del pipeteo adecuado y la manipulación del vial. Alternativamente, estos protocolos de precipitación están optimizados y semiautomatizados dentro de un cartucho de centrifugado desechable. Los resultados esperados de la precipitación de proteínas a base de solvente en el formato convencional y el uso de un cartucho desechable de filtración y extracción de dos etapas se ilustran en este trabajo. Esto incluye la caracterización detallada de mezclas proteómicas mediante análisis LC-MS/MS de abajo hacia arriba. El rendimiento superior de los flujos de trabajo basados en SDS también se demuestra en relación con las proteínas no contaminadas.

Introducción

El análisis del proteoma por espectrometría de masas se ha vuelto cada vez más riguroso, debido a la mayor sensibilidad, resolución, velocidad de escaneo y versatilidad de los instrumentos modernos de MS. Los avances de la EM contribuyen a una mayor eficiencia de identificación de proteínas y a una cuantificación más precisa 1,2,3,4,5. Con una instrumentación mejorada de em, los investigadores exigen una estrategia de preparación de muestras front-end correspondientemente consistente capaz de recuperar cuantitativamente proteínas de alta pureza en un tiempo mínimo en todas las etapas del flujo de trabajo 6,7,8,9,10,11 . Para reflejar con precisión el estado del proteoma de un sistema biológico, las proteínas deben aislarse de la matriz de muestra nativa de manera eficiente e imparcial. Con este fin, la inclusión de un surfactante desnaturalizante, como el dodecil sulfato de sodio (SDS), garantiza una extracción y solubilización eficientes de proteínas12. Sin embargo, SDS interfiere fuertemente con la ionización por electropulverización, causando una severa supresión de la señal de EM si no se elimina adecuadamente13.

Existen varias estrategias de agotamiento de SDS para el posterior análisis del proteoma, como la retención de proteínas por encima de un filtro de corte de peso molecular contenido en cartuchos de espín desechables 14,15,16. El método de preparación de muestras asistido por filtro (FASP) se ve favorecido ya que agota efectivamente el SDS por debajo de 10 ppm, lo que facilita una EM óptima. Sin embargo, la recuperación de proteínas con FASP es variable, lo que impulsó la exploración de otras técnicas. Los enfoques cromatográficos que capturan selectivamente proteínas (o surfactantes) han evolucionado en varios cartuchos convenientes o formatos basados en cuentas 17,18,19,20,21. Dadas estas estrategias simples y (idealmente) consistentes para la purificación de proteínas, el enfoque clásico de la precipitación de proteínas con solventes orgánicos a menudo se pasa por alto como un enfoque prometedor para el aislamiento de proteínas. Si bien se ha demostrado que la precipitación con disolvente agota la SDS por debajo de los niveles críticos con éxito, la recuperación de proteínas ha sido una preocupación de larga data de este enfoque. Múltiples grupos han observado un sesgo de recuperación de proteínas, con rendimientos de precipitación inaceptablemente bajos en función de la concentración de proteínas, el peso molecular y la hidrofobicidad22,23. Debido a la diversidad de protocolos de precipitación reportados en la literatura, se desarrollaron condiciones de precipitación estandarizadas. En 2013, Crowell et al. informaron por primera vez la dependencia de la fuerza iónica en la eficiencia de precipitación de las proteínas en el 80% de acetona24. Para todas las proteínas examinadas, se demostró que la adición de cloruro de sodio de hasta 30 mM era esencial para maximizar los rendimientos (hasta un 100% de recuperación). Más recientemente, Nickerson et al. demostraron que la combinación de una fuerza iónica aún mayor (hasta 100 mM) con una temperatura elevada (20 ° C) durante la precipitación de acetona dio una recuperación casi cuantitativa en 2-5 min25. Se observó una ligera caída en la recuperación de proteínas de bajo peso molecular (LMW). Por lo tanto, un informe posterior de Baghalabadi et al. demostró la recuperación exitosa de proteínas y péptidos LMW (≤5 kDa) mediante la combinación de sales específicas, particularmente sulfato de zinc, con un mayor nivel de disolvente orgánico (97% acetona)26.

Si bien refinar el protocolo de precipitación brinda una estrategia de purificación de proteínas más confiable para la proteómica basada en la EM, el éxito de la precipitación convencional depende en gran medida de la técnica del usuario. Un objetivo principal de este trabajo es presentar una estrategia de precipitación robusta que facilite el aislamiento del pellet de proteína del sobrenadante contaminante. Se desarrolló un cartucho de filtración desechable para eliminar el pipeteo aislando la proteína agregada sobre un filtro de membrana de PTFE poroso27. Los componentes que interfieren con la EM en el sobrenadante se eliminan eficazmente en un paso de centrifugación corto y de baja velocidad. El cartucho de filtro desechable también ofrece un cartucho SPE intercambiable, que facilita la limpieza posterior de la muestra después de la resolubilización y la digestión opcional de proteínas, antes de la espectrometría de masas.

Aquí se presentan una serie de flujos de trabajo de precipitación de proteoma recomendados, incluidos los protocolos modificados de acetona y cloroformo / metanol / agua28 , en un formato convencional (basado en viales) y semiautomatizado en un cartucho desechable de filtración y extracción de dos estados. Se destacan las recuperaciones de proteínas resultantes y las eficiencias de agotamiento de SDS, junto con la cobertura de proteoma LC-MS/MS de abajo hacia arriba, para demostrar el resultado esperado de cada protocolo. Se discuten los beneficios prácticos y los inconvenientes asociados con cada enfoque.

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Protocolo

1. Consideraciones materiales y preparación previa de la muestra

  1. Use solo solventes de alta pureza (acetona, cloroformo, metanol) (>99.5%) y productos químicos, libres de exceso de humedad.
  2. Preparar soluciones de cloruro de sodio y sulfato de zinc (1 M) en agua.
    NOTA: Las soluciones salinas se pueden almacenar indefinidamente a temperatura ambiente, siempre y cuando estén libres de contaminantes o crecimiento microbiano.
  3. Utilice el vial de microcentrífuga de polipropileno (PP) más pequeño suficiente para retener el volumen requerido de muestra y disolventes para inducir la precipitación.
  4. Asegúrese de que la concentración de SDS en la muestra a precipitar no sea superior al 2% (p/v). Si el SDS es mayor, diluya la muestra con agua.
  5. Asegurar una concentración de proteína entre 0,01 y 10 g/L para una eficiencia óptima de la precipitación.
    NOTA: La masa óptima para la precipitación oscila entre 1-100 μg de proteína.
  6. Asegúrese de que todos los disolventes y soluciones estén libres de partículas antes de su uso. Realice una filtración (<0,5 μm) o una etapa de centrifugación (10.000 x g durante 1 min a temperatura ambiente) para eliminar las partículas no disueltas.
  7. Si se requiere la reducción y alquilación de enlaces de disulfuro, realice estos pasos antes de la precipitación de proteínas. El exceso de reactivos reductores y alquilantes se eliminará a través del proceso de precipitación.
  8. Precipitar las proteínas seleccionando y realizando uno de los protocolos (pasos 2, 3, 4 o 5).

2. Precipitación rápida de proteínas (a base de viales) con acetona

  1. Pipetear 90 μL de proteína (libre de partículas) o solución de proteoma en un tubo de microcentrífuga PP. Luego, agregue 10 μL de NaCl acuoso de 1 M.
    NOTA: Si la resistencia iónica del extracto de proteoma ya supera los 100 mM, no se necesita sal adicional.
  2. Pipeta 400 μL de acetona en la muestra. Tapa el vial y golpea suavemente el vial para combinar los disolventes. No se requiere una mezcla vigorosa.
    NOTA: El volumen de proteína, sal y acetona se puede aumentar siempre que se mantenga la proporción relativa de cada uno.
  3. Deje que el vial se incube a temperatura ambiente, sin perturbaciones, durante un mínimo de 2 minutos.
    NOTA: Las incubaciones más largas, incluidas las que se realizan a temperatura reducida (por ejemplo, la precipitación convencional de acetona emplea precipitación durante la noche en el congelador), pueden dar lugar a la formación de partículas de proteína agregadas más grandes (visibles) (Figura 1A), que generalmente no mejoran la recuperación total de proteínas.
  4. Después de la incubación, coloque las muestras en una centrífuga, anotando la orientación del vial. Girar durante un mínimo de 2 min, a 10.000 x g o más a temperatura ambiente.
  5. Desmonte el vial y decante suavemente el sobrenadante invirtiendo lentamente el vial a un contenedor de residuos. Toque el vial invertido en una toalla de papel para extraer el disolvente residual del vial.
    PRECAUCIÓN: Los disolventes de desecho deben conservarse y desecharse según los protocolos apropiados.
  6. Para muestras que contengan SDS, dispense 400 μL de acetona fresca, teniendo cuidado de no molestar el pellet.
    NOTA: El paso 2.6 es opcional.
    1. Centrifugar inmediatamente la muestra (10.000 x g o más durante 1 min a temperatura ambiente), colocando el vial en el rotor en la misma orientación que el giro inicial. Decantar el disolvente de lavado como se describe en el paso 2.5.
  7. Deje que la muestra se seque completamente con la tapa abierta (~ 1 min). Recapitule el vial y proceda con la solubilización de pellets (paso 6).

3. Precipitación de péptidos de bajo peso molecular (LMW) (ZnSO4 + acetona)

  1. Dispensar 54 μL de extracto de proteoma a un vial de PP de 2 ml y, a continuación, añadir 6 μL de 1 M de ZnSO4.
    NOTA: La recuperación óptima de los péptidos LMW (≤5 kDa) se obtiene mediante la adición de acetona a un 97% final en volumen. Suponiendo un vial de PP de 2 ml, el volumen máximo de muestra inicial es de 54 μL.
  2. Añadir 1940 μL de acetona a un 97% final en volumen. Agite suavemente para mezclar y deje reposar sin molestias en la mesa de trabajo durante un mínimo de 2 minutos.
  3. Centrifugar (10.000 x g durante 1 min a temperatura ambiente) y retirar el sobrenadante invirtiendo el vial, y luego tocando el vial en una toalla de papel.
  4. Para muestras que contengan SDS, dispense 400 μL de acetona fresca, teniendo cuidado de no molestar el pellet.
    NOTA: El paso 3.4 es opcional.
    1. Centrifuque inmediatamente la muestra según el paso 3.3, colocando el vial en el rotor en la misma orientación que el giro inicial. Decantar el disolvente de lavado como se describe en el paso 3.3.
  5. Resolubilizar el pellet seco resultante en un disolvente acuoso con un breve vórtice o sonicación (~5 min).

4. Precipitación de proteínas por cloroformo/metanol/agua (CMW)

  1. Dispensar 100 μL de la proteína o solución de proteoma en un vial de PP. Añadir 400 μL de metanol, seguido de 100 μL de cloroformo. Tapa el vial y el vórtice brevemente para mezclar.
    NOTA: Para la precipitación de CMW, se prefieren viales de 1,5 ml con fondos estrechos (Figura 2A).
    PRECAUCIÓN: El disolvente de cloroformo debe manipularse en una campana de ventilación adecuada. Todos los disolventes que entran en contacto con el cloroformo deben tratarse como residuos halogenados cuando se eliminan.
  2. Dispense rápidamente 300 μL de agua directamente en el centro del vial. Tapa el vial. Deje que la muestra se asiente en la mesa de trabajo sin ser molestada durante 1 minuto.
    NOTA: La solución aparecerá inmediatamente de color blanco turbio. Evite mezclar el vial después de la adición de agua.
  3. Coloque el vial de PP en una centrífuga y gire durante un mínimo de 5 minutos (10.000 x g o más a temperatura ambiente).
    NOTA: Una vez centrifugado, se formarán dos capas de disolvente visibles (capa superior = metanol/agua; inferior = cloroformo). Se forma un pellet de proteína sólida en la interfaz del disolvente (Figura 2A).
  4. Usando una punta de micropipeta grande (1 ml) y manteniendo el vial a ~ 45 °, retire ~ 700 μL del solvente de la capa superior a una velocidad uniforme.
  5. Use una punta de micropipeta más pequeña (200 μL) para continuar retirando la capa superior de disolvente del vial inclinado de ~45°. Pipetear en un movimiento continuo hasta que la capa superior de disolvente forme una perla en el vial.
  6. Añadir 400 μL de metanol fresco al vial de muestra, sin perturbar el pellet, dispensando el disolvente por el lateral del vial.
  7. Tapa el vial. Combine las capas de disolvente balanceando suavemente el vial para hacer girar los disolventes juntos.
    NOTA: Es esencial evitar la interrupción del pellet. No vórtice el vial.
  8. Teniendo en cuenta la orientación del vial en el rotor, centrífuga durante un mínimo de 10 min (10.000 x g a temperatura ambiente). El pellet de proteína se adhiere a la parte inferior del vial (Figura 2B).
  9. Incline el vial a 45°, con el pellet hacia abajo. Coloque la punta de la pipeta a lo largo del borde superior del vial y retire el sobrenadante con una punta de micropipeta de 1 ml a una velocidad lenta pero continua. Retener ~20 μL de disolvente en el vial.
  10. Lave el pellet de proteína para muestras que contengan SDS dispensando lentamente 400 μL de metanol fresco. No vórtice el vial.
    1. Proceda directamente con la centrifugación (10.000 x g durante 2 min a temperatura), colocando el vial en el rotor con la misma orientación que el giro inicial.
  11. Retire el disolvente, según el paso 4.9. Deje que la muestra se seque al aire en un vapor hasta que el disolvente residual se evapore.
  12. Consulte los procedimientos de resolubilización recomendados en el paso 6.

5. Precipitación de proteínas con un cartucho de filtración desechable

NOTA: Cada protocolo de precipitación a base de disolvente descrito en los pasos 2-5 se puede realizar en un cartucho de filtración y extracción de dos etapas (consulte la Tabla de materiales).

  1. Con el tapón conectado al cartucho de filtración superior (Figura 3A), dispense el volumen deseado del proteoma, la sal y el disolvente extraídos como se describe en una de las tres opciones a continuación.
    1. (Opción 1) Para la precipitación de proteínas con acetona, combine 90 μL de proteína o solución de proteoma, 10 μL de NaCl acuoso de 1 M y 400 μL de acetona. Incubar durante un mínimo de 2 min en la mesa de trabajo.
      NOTA: Se desarrollará un precipitado visible para muestras de proteínas concentradas (1 g/L) (Figura 3B).
    2. (Opción 2) Para la precipitación peptídica LMW, combine 15 μL de la muestra, 1,5 μL de 1 M ZnSO4 y 485 μL de acetona. Incubar durante un mínimo de 2 min en la mesa de trabajo.
      NOTA: Una concentración de sal de 90 mM en la muestra acuosa no afectará la recuperación en relación con los 100 mM recomendados en el paso 3.
    3. (Opción 3) Para la precipitación de CMW, agregue 50 μL de extracto de proteoma, 200 μL de metanol y 50 μL de cloroformo. Tapa el vial y brevemente el vórtice para combinar.
      1. Dispense rápidamente 150 μL de agua directamente en el centro del vial. Incubar durante 1 min en la mesa de trabajo.
  2. Centrífuga durante 2 min a 2.500 x g a temperatura ambiente con el tapón aún conectado al cartucho de filtración.
  3. Invierta el cartucho y, a continuación, desenrosque y retire el enchufe de la base del cartucho.
  4. Coloque el cartucho de filtración en un vial limpio y vuelva a la centrífuga. Girar durante 3 min a 500 x g a temperatura ambiente. Deseche el disolvente de flujo continuo del vial inferior.
    NOTA: Si queda algún disolvente en el cartucho de filtración superior, vuelva a la centrífuga y realice un giro adicional.
  5. Lave el pellet de proteína agregando 400 μL de acetona al cartucho de filtración (para la precipitación de CMW, paso 5.1.3, agregue 400 μL de metanol).
  6. Centrifugar durante 3 min a 500 x g a temperatura ambiente o hasta que no quede disolvente en el cartucho superior.
  7. Re-solubilizar el pellet de precipitación como se describe en el paso 6.

6. Resolubilización del pellet de proteína

  1. Humedezca la membrana en la base del cartucho de filtración dispensando 2-5 μL de isopropanol directamente a la membrana inmediatamente antes de los protocolos de resolubilización que se describen a continuación.
  2. Siga uno de los siguientes métodos de resolubilización.
    1. (Opción 1) Añadir un mínimo de 20 μL de tampón acuoso que contenga ≥2% SDS al cartucho de filtración. Tapa y vórtice vigorosamente (~1 min). Alternativamente, sonicate (>10 min) para dispersar el pellet de proteína.
      1. Calentar la muestra a 95 °C durante 5 min). Repita el paso de mezcla después del calentamiento.
        NOTA: El tampón de carga de gel Laemmli puede re-solubilizar el pellet de proteína. Sin embargo, las muestras que contienen SDS son incompatibles con la digestión de tripsina y la LC y LA EM de fase inversa.
    2. (Opción 2) Prepare una solución de ácido fórmico al 80% (v /v) en agua. Precargar la solución ácida (-20 °C), así como el cartucho de filtración que contiene proteína precipitada.
      1. Dispensar 50 μL de ácido fórmico frío en el cartucho; gorra y vórtice durante 30 s. Volver al congelador (-20 °C) durante 10 min.
      2. Vuelva a vórtice el cartucho durante 30 s. Luego, repita el ciclo de enfriamiento y mezcla una vez más (10 min, -20 °C, vórtice de 30 s).
      3. Agregue agua a un final de 500 μL, diluyendo el ácido fórmico al 8%.
        NOTA: El protocolo de ácido fórmico frío es incompatible con la digestión posterior de tripsina, pero es compatible con LC-MS.
    3. (Opción 3) Añadir 50 μL de urea 8 M recién preparadas en agua al cartucho de filtración. Sonicar durante 30 min.
      1. Deje que el cartucho se incube en la mesa de trabajo durante 1 h (hasta durante la noche).
      2. Diluya los 8 M de urea un mínimo de 5 veces con agua o tampón apropiado.
        NOTA: Una vez diluido, el protocolo de solubilización de urea es compatible con la digestión posterior de tripsina, así como con LC-MS.

7. Digestión de proteínas

  1. Para el análisis de EM de abajo hacia arriba, someta las proteínas resolubilizadas a digestión enzimática utilizando uno de los dos métodos mencionados a continuación.
    1. (Opción 1) Para la resolubilización del ácido fórmico, reduzca el volumen inicial del 80% de ácido fórmico en el paso 6.2.2.1 a 25 μL. En el paso 6.2.2.3, use 375 μL de agua para diluir el ácido fórmico al 5% (v/v).
    2. Dispense pepsina en el cartucho en una proporción aproximada de proteína a enzima de 50:1. Con un tapón conectado al cartucho de filtración, incube la muestra durante la noche a temperatura ambiente.
  2. (Opción 2) Para la resolubilización en urea, asegurar un pH entre 8 y 8.3 con la inclusión de 100 mM de Tris o bicarbonato de amonio en el paso 6.2.3.2.
    1. Agregue tripsina a una relación aproximada de proteína a masa enzimática de 50: 1. Con un tapón conectado al cartucho, incube la muestra durante la noche en un baño de agua tibia a 37 °C.
    2. Terminar la digestión acidificando la solución con 10% de TFA a un 1% final.
  3. Recupere la proteína digerida por pepsina o tripsina retirando el tapón de la base del filtro y centrifugando el cartucho contenido en un vial limpio (2 min, 5000 x g, temperatura ambiente).

8. Limpieza de SPE

NOTA: Para la desalinización adicional de la muestra después de la digestión o el intercambio de disolventes, la muestra puede estar sujeta a una limpieza de fase inversa como se describe.

  1. Cebar un cartucho SPE (ver Tabla de Materiales) pasando 300 μL de metanol (2 min, 400 x g) seguido de 300 μL de 5% de acetonitrilo/0,1% de TFA (2 min, 400 x g).
  2. Conecte el cartucho SPE cebado a la base del cartucho de filtración que contiene proteína resolubilizada o digerida.
  3. Haga girar la proteína a través del cartucho SPE (5 min, 800 x g a temperatura ambiente). Si el disolvente permanece en el cartucho superior, devuelva el cartucho a la centrífuga y repita el giro.
    NOTA: Pasar la muestra a través del cartucho SPE por segunda vez puede mejorar la recuperación.
  4. Añadir al cartucho 300 μL de acetonitrilo al 5%/0,1% de AGT en agua. Para lavar, fluya a través del cartucho SPE (2 min, 2000 x g). Descarta el flujo.
  5. Para proteínas LMW o péptidos digeridos, eluya la muestra fluyendo 300 μL de acetonitrilo al 50%/0,1% TFA (5 min, 2500 x g).
  6. Para las proteínas intactas, siga el paso 8.5 con un paso de elución adicional utilizando 300 μL de 75% de acetonitrilo/0.1% de TFA. Combine los dos extractos resultantes.
    NOTA: El paso 8.6 es opcional.

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Resultados

La Figura 4 resume el agotamiento esperado de SDS después de la precipitación de proteínas a base de vial o facilitada por cartucho en un cartucho de filtro desechable utilizando acetona. La incubación nocturna convencional (-20 °C) en acetona se compara con el protocolo de precipitación rápida de acetona a temperatura ambiente (paso 2), así como con la precipitación CMW (paso 4). La SDS residual se cuantificó mediante el ensayo de sustancias activas de azul de metileno (MBAS)

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Discusión

La caracterización óptima de la EM se logra cuando la SDS residual se agota por debajo de 10 ppm. Mientras que los enfoques alternativos, como el FASP y la digestión en perlas, ofrecen un agotamiento cuantitativo de SDS con recuperación variable 31,32,33, el objetivo principal de la precipitación es maximizar la pureza y el rendimiento simultáneamente. Esto depende de aislar efectivamente el sobrenadante (que contiene el SDS) si...

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Divulgaciones

El laboratorio Doucette concibió y patentó el ProTrap XG empleado en este estudio. AAD también es socio fundador de Proteoform Scientific, que comercializó el cartucho de preparación de muestras.

Agradecimientos

Este trabajo fue financiado por el Consejo de Investigación de Ciencias Naturales e Ingeniería de Canadá. Los autores agradecen a Bioinformatics Solutions Inc. (Waterloo, Canadá) y SPARC BioCentre (Análisis Molecular) en el Hospital para Niños Enfermos (Toronto, Canadá) por sus contribuciones a la adquisición de datos de EM.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
AcetonaFisher ScientificAC177170010≤ 0,002 % aldehído
AcetonitriloFisher ScientificA998-4Grado HPLC
Bicarbonato de amonioMillipore SigmaA6141-1KGsólido
Beta mercaptoetanolMillipore SigmaM3148-25MLGrado en biología molecular
Azul de bromofenolMillipore SigmaB8026-5GBromofenol sal azula de sodio
CloroformoFisher ScientificC298-400Cloroformo
Ácido fórmicoHoneywell56302Aditivo eluent para LC-MS
Espectrómetro de Masas Lumos de FusiónThermoFisher Scientificpara el análisis de mezclas estándar de proteínas
GlicerolMillipore Sigma356352-1L-MEn biología molecular, > 99%
IsopropanolFisher ScientificA4641Grado HPLC
MetanolFisher ScientificA452SK-4Grado HPLC
MicrocentrífugaFisher Scientific75-400-102Hasta 21.000 XG
Tubo microcentrífuga (1,5 mL)Fisher Scientific05-408-130Fondo cónico
Tubo de microcentrífugas y nbsp;               (2 mL)Fisher Scientific02-681-321Fondo redondeado
Puntas de micropipetas                 (0.1-10 μ L)Fisher Scientific21-197-28Punta universal de pipéta, no estéril
Puntas de micropipetas                 (1-200 μ L)Fisher Scientific07-200-302Punta universal de pipéta, no estéril
Puntas de micropipetas               (200-1000 y mu; L)Fisher Scientific07-200-303Punta universal de pipéta, no estéril
MicropipetasFisher Scientific13-710-903Pack de tríos de micropipetas
PepsinMillipore SigmaP0525000Polvo liofilizado,                     >3200 unidades/mg
ProTrap XGProteoform ScientificPXG-000250 unidades completas por caja
Cloruro de sodioMillipore SigmaS9888-1KGReactivo ACS, >99 %
Dodecilo sulfato de sodioThermoFisher Scientific28312Sólido en polvo
Espectrómetro de Masas TimsTOF ProBrukerpara el análisis del extracto de proteoma hepático
Ácido trifluoroacéticoThermoFisher ScientificL06374. AP99%
TrisFisher ScientificBP152-500Grado en biología molecular
TripsinaMillipore Sigma9002-07-7Procedente del páncreas bovino, tratado con TPCK
UreaBio-Rad1610731sólido
Agua (desionizada)Sistema de Purificación de Agua Mini Sartorius Arium76307-662Ultrapura tipo 1 (18,2 MΩ cm)
Sulfato de zincMillipore Sigma307491-100Gsólido

Referencias

  1. Kilpatrick, L. E., Kilpatrick, E. L. Optimizing high-resolution mass spectrometry for the identification of low-abundance post-translational modifications of intact proteins. Journal of Proteome Research. 16 (9), 3255-3265 (2017).
  2. Scheffler, K., Viner, R., Damoc, E. High resolution top-down experimental strategies on the Orbitrap platform. Journal of Proteomics. 175, 42-55 (2018).
  3. Quaranta, A., et al. N -Glycosylation profiling of intact target proteins by high-resolution mass spectrometry (MS) and glycan analysis using ion mobility-MS/MS. Analyst. 145 (5), 1737-1748 (2020).
  4. Van Der Burgt, Y. E. M., et al. Structural analysis of monoclonal antibodies by ultrahigh resolution MALDI in-source decay FT-ICR mass spectrometry. Analytical Chemistry. 91 (3), 2079-2085 (2019).
  5. Anderson, L. C., et al. Identification and characterization of human proteoforms by top-down LC-21 Tesla FT-ICR mass spectrometry. Journal of Proteome Research. 16 (2), 1087-1096 (2017).
  6. Nickerson, J. L., et al. Recent advances in top-down proteome sample processing ahead of MS analysis. Mass Spectrometry Reviews. , (2021).
  7. Kelly, R. T. Single-cell Proteomics: Progress and Prospects. Molecular and Cellular Proteomics. 19 (11), 1739-1748 (2020).
  8. Alexovič, M., Sabo, J., Longuespée, R. Microproteomic sample preparation. Proteomics. 21 (9), 2000318(2021).
  9. Shishkova, E., Coon, J. J. Rapid preparation of human blood plasma for bottom-up proteomics analysis. STAR Protocols. 2 (4), 100856(2021).
  10. Duong, V. A., Park, J. M., Lee, H. Review of three-dimensional liquid chromatography platforms for bottom-up proteomics. International Journal of Molecular Sciences. 21 (4), 1524(2020).
  11. Gan, G., et al. SCASP: A simple and robust SDS-aided sample preparation method for proteomic research. Molecular and Cellular Proteomics. 20, 100051(2021).
  12. Kachuk, C., Doucette, A. A. The benefits (and misfortunes) of SDS in top-down proteomics. Journal of Proteomics. 175, 75-86 (2018).
  13. Rundlett, K. L., Armstrong, D. W. Mechanism of signal suppression by anionic surfactants in capillary electrophoresis-electrospray ionization mass spectrometry. Analytical Chemistry. 68 (19), 3493-3497 (1996).
  14. Wis, J. R., Zougman, A., Nagaraj, N., Mann, M. Universal sample preparation method for proteome analysis. Nature Methods. 6 (5), 359-362 (2009).
  15. Ni, M., et al. Modified filter-aided sample preparation (FASP) method increases peptide and protein identifications for shotgun proteomics. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 31 (2), 171-178 (2017).
  16. Zhao, Q., et al. imFASP: An integrated approach combining in-situ filter-aided sample pretreatment with microwave-assisted protein digestion for fast and efficient proteome sample preparation. Analytica Chimica Acta. 912, 58-64 (2016).
  17. Kanshin, E., et al. Ultrasensitive proteome analysis using paramagnetic bead technology. Molecular Systems Biology. 10 (10), 757(2014).
  18. Hughes, C. S., et al. Single-pot, solid-phase-enhanced sample preparation for proteomics experiments. Nature Protocols. 14 (1), 68-85 (2019).
  19. Dagley, L. F., Infusini, G., Larsen, R. H., Sandow, J. J., Webb, A. I. Universal solid-phase protein preparation (USP3) for bottom-up and top-down proteomics. Journal of Proteome Research. 18 (7), 2915-2924 (2019).
  20. Hengel, S. M., et al. Evaluation of SDS depletion using an affinity spin column and IMS-MS detection. Proteomics. 12 (21), 3138-3142 (2012).
  21. Zougman, A., Selby, P. J., Banks, R. E. Suspension trapping (STrap) sample preparation method for bottom-up proteomics analysis. PROTEOMICS. 14 (9), 1006-1010 (2014).
  22. Thongboonkerd, V., McLeish, K. R., Arthur, J. M., Klein, J. B. Proteomic analysis of normal human urinary proteins isolated by acetone precipitation or ultracentrifugation. Kidney International. 62 (4), 1461-1469 (2002).
  23. Klont, F., et al. Assessment of sample preparation bias in mass spectrometry-based proteomics. Analytical Chemistry. 90 (8), 5405-5413 (2018).
  24. Crowell, A. M. J., Wall, M. J., Doucette, A. A. Maximizing recovery of water-soluble proteins through acetone precipitation. Analytica Chimica Acta. 796, 48-54 (2013).
  25. Nickerson, J. L., Doucette, A. A. Rapid and quantitative protein precipitation for proteome analysis by mass spectrometry. Journal of Proteome Research. 19 (5), 2035-2042 (2020).
  26. Baghalabadi, V., Doucette, A. A. Mass spectrometry profiling of low molecular weight proteins and peptides isolated by acetone precipitation. Analytica Chimica Acta. 1138, 38-48 (2020).
  27. Crowell, A. M. J., MacLellan, D. L., Doucette, A. A. A two-stage spin cartridge for integrated protein precipitation, digestion and SDS removal in a comparative bottom-up proteomics workflow. Journal of Proteomics. 118, 140-150 (2015).
  28. Wessel, D., Flügge, U. I. A method for the quantitative recovery of protein in dilute solution in the presence of detergents and lipids. Analytical Biochemistry. 138 (1), 141-143 (1984).
  29. Arand, M., Friedberg, T., Oesch, F. Colorimetric quantitation of trace amounts of sodium lauryl sulfate in the presence of nucleic acids and proteins. Analytical Biochemistry. 207 (1), 73-75 (1992).
  30. Tukey, J. W. Exploratory data analysis. Biometrics. 33, at http://www.jstor.org/stable/2529486 768(1977).
  31. Ludwig, K. R., Schroll, M. M., Hummon, A. B. Comparison of in-solution, FASP, and S-Trap based digestion methods for bottom-up proteomic studies. Journal of Proteome Research. 17 (7), 2480-2490 (2018).
  32. Sielaff, M., et al. Evaluation of FASP, SP3, and iST protocols for proteomic sample preparation in the low microgram range. Journal of Proteome Research. 16 (11), 4060-4072 (2017).
  33. Supasri, K. M., et al. Evaluation of filter, paramagnetic, and STAGETips aided workflows for proteome profiling of symbiodiniaceae. Processes. 9 (6), 983(2021).
  34. Botelho, D., et al. Top-down and bottom-up proteomics of SDS-containing solutions following mass-based separation. Journal of Proteome Research. 9 (6), 2863-2870 (2010).
  35. Fic, E., Kedracka-Krok, S., Jankowska, U., Pirog, A., Dziedzicka-Wasylewska, M. Comparison of protein precipitation methods for various rat brain structures prior to proteomic analysis. Electrophoresis. 31 (21), 3573-3579 (2010).
  36. Antonioli, P., Bachi, A., Fasoli, E., Righetti, P. G. Efficient removal of DNA from proteomic samples prior to two-dimensional map analysis. Journal of Chromatography A. 1216 (17), 3606-3612 (2009).
  37. Bryzgunova, O., et al. A reliable method to concentrate circulating DNA. Analytical Biochemistry. 408 (2), 354-356 (2011).
  38. Asakura, T., Adachi, K., Schwartz, E. Stabilizing effect of various organic solvents on protein. Journal of Biological Chemistry. 253 (18), 6423-6425 (1978).
  39. Loo, J. A., Loo, R. R. O., Udseth, H. R., Edmonds, C. G., Smith, R. D. Solvent-induced conformational changes of polypeptides probed by electrospray-ionization mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 5 (3), 101-105 (1991).
  40. Simpson, D. M., Beynon, R. J. Acetone precipitation of proteins and the modification of peptides. Journal of Proteome Research. 9 (1), 444-450 (2010).
  41. Güray, M. Z., Zheng, S., Doucette, A. A. Mass spectrometry of intact proteins reveals +98 u chemical artifacts following precipitation in acetone. Journal of Proteome Research. 16 (2), 889-897 (2017).
  42. Doucette, A. A., Vieira, D. B., Orton, D. J., Wall, M. J. Resolubilization of precipitated intact membrane proteins with cold formic acid for analysis by mass spectrometry. Journal of Proteome Research. 13 (12), 6001-6012 (2014).
  43. Beavis, R. C., Chait, B. T. Rapid, sensitive analysis of protein mixtures by mass spectrometry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (17), 6873-6877 (1992).
  44. Klunk, W. E., Pettegrew, J. W. Alzheimer's β-Amyloid protein is covalently modified when dissolved in formic acid. Journal of Neurochemistry. 54 (6), 2050-2056 (1990).
  45. Vuckovic, D., Dagley, L. F., Purcell, A. W., Emili, A. Membrane proteomics by high performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry: Analytical approaches and challenges. Proteomics. 13 (3-4), 404-423 (2013).
  46. Smith, L. M., et al. The human proteoform project: Defining the human proteome. Science Advances. 7 (46), (2021).

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