Artículo de método

Aplicación de la interferencia de ARN en el nematodo de la madera de pino, Bursaphelenchus xylophilus

DOI:

10.3791/63645

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9 de marzo de 2022

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1College of Forestry and Biotechnology, Zhejiang Agricultural & Forestry University

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Resumen

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Aquí, presentamos un método detallado de remojo de interferencia de ARN en Bursaphelenchus xylophilus para facilitar el estudio de las funciones de los genes.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El nematodo de la madera del pino, Bursaphelenchus xylophilus, es una de las especies invasoras más destructivas del mundo, causando el marchitamiento y eventual muerte de los pinos. A pesar del reconocimiento de su importancia económica y ambiental, hasta ahora ha sido imposible estudiar las funciones genéticas detalladas de los nematodos parásitos de plantas (PPN) utilizando la genética directa convencional y los métodos transgénicos. Sin embargo, como tecnología de genética inversa, la interferencia de ARN (ARNi) facilita el estudio de los genes funcionales de los nematodos, incluido B. xylophilus.

Este documento describe un nuevo protocolo para el ARNi del gen ppm-1 en B. xylophilus, que se ha informado que desempeña un papel crucial en el desarrollo y la reproducción de otros nematodos patógenos. Para el ARNi, el promotor T7 se unió al terminal 5' del fragmento objetivo mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), y el ARN bicatenario (dsRNA) se sintetizó mediante transcripción in vitro . Posteriormente, la administración de dsRNA se logró empapando los nematodos en una solución de dsRNA mezclada con neuroestimulantes sintéticos. Los juveniles sincronizados de B. xylophilus (aproximadamente 20.000 individuos) se lavaron y remojaron en dsRNA (0,8 μg/mL) en el tampón de remojo durante 24 h en la oscuridad a 25 °C.

La misma cantidad de nematodos se colocó en un tampón de remojo sin dsRNA como control. Mientras tanto, otra cantidad idéntica de nematodos se colocó en un tampón de remojo con el gen dsRNA de la proteína fluorescente verde (gfp) como control. Después del remojo, el nivel de expresión de las transcripciones objetivo se determinó mediante PCR cuantitativa en tiempo real. Los efectos del ARNi se confirmaron mediante la observación microscópica de los fenotipos y una comparación del tamaño corporal de los adultos entre los grupos. El protocolo actual puede ayudar a avanzar en la investigación para comprender mejor las funciones de los genes de B. xylophilus y otros nematodos parásitos hacia el desarrollo de estrategias de control a través de la ingeniería genética.

Introducción

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Los nematodos parásitos de plantas (PPN) son una amenaza continua para la seguridad alimentaria y los ecosistemas forestales. Causan un estimado de 100 mil millones de dólares en pérdidas económicas cada año1, los más problemáticos de los cuales son principalmente nematodos del nudo de la raíz, nematodos del quiste y nematodos de la madera del pino. El nematodo de la madera del pino, Bursaphelenchus xylophilus, es un nematodo endoparásito migratorio, que es el patógeno causal de la enfermedad del marchitamiento del pino2. Ha causado un gran daño a los bosques de pinos en todo el mundo3. Usando la terminología de Van Megen et al.4, B. xylophilus es un miembro de Parasitaphelenchidae y pertenece al clado 10, mientras que la mayoría de los otros parásitos principales de plantas pertenecen al clado 12.

Como parásito de plantas independiente y recientemente evolucionado, B. xylophilus es un modelo atractivo para estudios comparativos. Hasta la fecha, ha habido una investigación sustancial sobre los nematodos del nudo de la raíz y los nematodos del quiste pertenecientes al clado 12, que son endoparásitos sedentarios obligados y son algunos de los nematodos más intensamente estudiados. Sin embargo, realizar más investigaciones en esta importante área conlleva un gran desafío: la función de los genes del parasitismo es un cuello de botella de la investigación. Los estudios funcionales generalmente incluyen expresión ectópica y experimentos de knockdown/out, pero se basan en protocolos efectivos de transformación genética para el nematodo. Como resultado, la genética inversa en PPNs se basa casi exclusivamente en el silenciamiento génico por RNAi.

El ARNi, un mecanismo ampliamente presente en las células eucariotas, silencia la expresión génica mediante la introducción de ARN bicatenario (dsRNA)5. Hasta la fecha, el mecanismo de silenciamiento génico posttranscripcional inducido por dsRNA se ha encontrado en todos los eucariotas estudiados, y la tecnología de ARNi, como herramienta de investigación genómica funcional y otras aplicaciones, se ha desarrollado rápidamente en muchos organismos. Desde el descubrimiento de la maquinaria de ARNi en Caenorhabditis elegans en 19986, las técnicas de ARNi se han convertido en métodos eficaces para identificar la función génica de los nematodos y se proponen como una nueva forma de controlar eficazmente los nematodos patógenos7.

El ARNi es técnicamente fácil: empapar los juveniles en dsRNA puede ser suficiente; Sin embargo, la eficacia y reproducibilidad de este enfoque varían ampliamente con las especies de nematodos y el gen diana8. El silenciamiento de 20 genes implicados en las vías de ARNi del nematodo del nudo radicular, Meloidogyne incognita, fue investigado utilizando dsRNAs largos como desencadenantes, resultando en diversas respuestas, incluyendo un aumento y ningún cambio en la expresión de algunos genes9. Estos resultados muestran que los genes diana pueden responder a la eliminación de ARNi de manera diferente, lo que requiere una evaluación exhaustiva de su idoneidad como objetivos para el control de nematodos a través de ARNi. Sin embargo, actualmente hay una escasez de investigación sobre la biología del desarrollo y la reproducción de B. xylophilus.

Como continuación del trabajo anterior10,11,12,13, describimos aquí un protocolo para aplicar RNAi para estudiar la función del gen ppm-1 de B. xylophilus, incluida la síntesis de dsRNA, el remojo de neuroestimulantes sintéticos y la detección cuantitativa de la reacción en cadena de la polimerasa (qPCR). El conocimiento obtenido de este enfoque experimental probablemente contribuirá notablemente a comprender los sistemas biológicos básicos y prevenir la enfermedad del marchitamiento del pino.

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Protocolo

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El estudio fue aprobado por el consejo de experimentación animal de la Universidad Agrícola y Forestal de Zhejiang. El aislado de B. xylophilus NXY61 fue extraído originalmente de un Pinus massoniana enfermo en el área de Ningbo de la provincia de Zhejiang, China11.

1. Clonación de genes

NOTA: Consulte la Tabla de materiales para obtener detalles sobre los cebadores utilizados en este protocolo.

  1. Recolectar nematodos.
    1. Cultivar la cepa de B. xylophilus en el micelio de Botrytis cinerea en placas de agar dextrosa de patata (PDA) a 25 °C durante 3-5 días.
    2. Recoge los nematodos usando el método del embudo de Bellman14.
      1. Coloque un tubo de goma sujeto debajo de un embudo y coloque dos capas de papel de filtro en la boca del embudo. Transfiera los cultivos de hongos al embudo y agregue agua para sumergir la estera fúngica. Espere 2 h, luego recoja los nematodos.
  2. Extraiga el ARN total de los nematodos utilizando un reactivo de extracción de ARN total (consulte la Tabla de materiales)11 de acuerdo con los siguientes pasos.
    1. Añadir 500 μL de reactivo de extracción y 100 μL de perlas magnéticas a un tubo de centrífuga de 2 ml. Aspirar 20 μL de los nematodos y transferir la muestra a un molinillo para moler a 9.000 × g durante 30 s. Incubar durante 5 min y luego centrifugar durante 10 min a 12.000 × g y 4 °C.
    2. Transfiera el sobrenadante a un nuevo tubo de centrífuga. Agregue 100 μL de cloroformo, tape el tubo y mezcle invirtiendo el tubo varias veces. Incubar durante 3 min y luego centrifugar durante 10 min a 12.000 × g a 4 °C.
    3. Transfiera el sobrenadante a un nuevo tubo de centrífuga. Añadir 250 μL de alcohol isopropílico y vortex vigorosamente. Centrifugar a 12.000 × g durante 10 min.
    4. Deseche el sobrenadante. Agregue 500 μL de etanol al 75% para lavar el ARN y luego vortice la muestra. Centrifugar durante 5 min a 12.000 × g y 4 °C.
    5. Seque al aire el pellet de ARN durante 5 min.
    6. Resuspender el pellet en 30 μL de agua libre de RNasa.
    7. Calcule la concentración de ARN utilizando la fórmula: A260 × dilución × 40 = μg ARN/ml. Calcule la relación A260/A280.
      NOTA: Una proporción de ~2 se considera pura.
  3. Realizar la transcripción inversa de ARN de buena calidad para obtener la plantilla de ADNc.
    1. Diseñar y utilizar un par de cebadores específicos, ppm-1-F/R (ver la Tabla de materiales), para amplificar la secuencia codificante parcial del gen Bx-ppm-1 en B. xylophilus (número de acceso GenBank QTZ96795).
    2. Clone las secuencias del gen ppm-1 en el vector pGEM-Teasy que contiene el promotor T7 siguiendo un protocolo de clonación estándar11.
      1. Configure las reacciones de PCR de la siguiente manera: 2 μL de ADNc, 25 μL de 2x Ex Taq Polymerase Premix, 2 μL de cada imprimación (10 pmol/l) y agua destilada estéril hasta un volumen final de 50 μL.
      2. Realice el procedimiento de amplificación de la siguiente manera: 5 min a 94 °C; seguido de 35 ciclos de 30 s a 94 °C, 30 s a 55 °C y 1 min a 72 °C; y un paso final de extensión a 72 °C durante 5 min.
      3. Clone los productos amplificados en un vector pGEM-T Easy para la secuenciación.

2. Síntesis de dsRNA

  1. Preparar la plantilla de ADN para la síntesis de dsRNA utilizando PCR con cebadores diseñados para agregar sitios promotores T7 en ambos extremos. Agregue la secuencia del promotor T7 al extremo 5' de los cebadores.
  2. Utilizar el plásmido que contiene el fragmento del gen ppm-1 (894 pb) como plantilla para la PCR y recuperar el fragmento que contiene el promotor T711. Utilice el procedimiento y el sistema de PCR descritos anteriormente.
  3. Utilice un kit de transcripción in vitro para sintetizar dsRNA11.
    1. Descongele los reactivos congelados en hielo.
    2. Agregue 2 μL de tampón de reacción 10x, 2 μL de mezcla enzimática y 1 μg de ADN a un tubo de centrífuga. Agregue agua libre de nucleasas para producir una reacción estándar de 4 μL. Luego, mezcle volúmenes iguales de las cuatro soluciones de ribonucleótidos (ATP, CTP, GTP y UTP) y agregue 8 μL de la mezcla al tubo. Mezclar bien e incubar a 37 °C durante 4 h.
    3. Añadir 1 μL de DNasa, mezclar bien e incubar durante 15 min a 37 °C.
    4. Detenga la reacción y agregue 30 μL de agua libre de nucleasa y 30 μL de solución de precipitación de LiCl para precipitar el ARN. Homogeneizar. Incubar a -20 °C durante la noche.
    5. Centrifugar durante 15 min a 12.000 × g y 4 °C. Deseche el sobrenadante.
    6. Agregue 1 ml de etanol al 75% para lavar el ARN. Vortex la muestra y centrifugarla durante 10 min a 12.000 × g y 4 °C.
    7. Seque al aire el pellet de ARN durante 3 min.
    8. Resuspender el pellet en 30 μL de agua libre de RNasa.
    9. Analice la calidad del dsRNA utilizando un espectrofotómetro. Pipetear 1 μL de la muestra de dsRNA en el pedestal de medición y ajustar la longitud de onda a 340 nm. Visualice los productos en un gel de agarosa al 1,0%.

3. ARNi por remojo

  1. Mezclar 4 μL de 5x tampón de remojo (0,05% gelatina, 5,5 mM KH 2 PO 4,2,1mM NaCl, 4,7 mM NH4 Cl, 3 mM espermidina) con el dsRNA yddH2Opara producir un volumen total de 20 μL y una concentración final de ARN de 0,8 μg/mL.
  2. Adquirir larvas J2.
    1. Recoger los nematodos de los cultivos fúngicos y transferirlos a una placa de Petri de vidrio de 6 cm de diámetro. Agregue 10 ml de agua al plato para asegurarse de que los nematodos puedan nadar libremente. Mantenga los nematodos en el plato durante 30 minutos y espere a que los huevos se adhieran al fondo.
    2. Retire el agua y los nematodos con cuidado, asegurándose de no molestar a los huevos. Repita los pasos hasta que se eliminen todas las larvas y adultos, dejando solo los huevos en el plato.
    3. Incubar los huevos recolectados durante 24 h en la oscuridad a 25 °C para obtener larvas J2. Recolectar las larvas J2, colocarlas en un tubo y lavarlas tres veces conddH2Opara el experimento RNAi15.
    4. Transfiera las larvas J2 al tubo de 2 ml que contiene la solución de dsRNA y agregue la solución de resorcinol (envuelta en papel de estaño y disuelta en agua) para producir una concentración final de 1.0%. Incubar las larvas con centrifugación a 15 × g en una mesa agitadora durante 24 h a 25 °C para asegurarse de que las larvas absorben eficazmente el dsRNA.
    5. Remoje la misma cantidad de nematodos en el tampón de remojo sin la sonda dsRNA o con una sonda GFP dsRNA como control. Utilice el gen GFP (gfp, M62653.1) como control no endógeno y sintetice el dsRNA de gfp utilizando cebadores específicos del gen T7-GFP-F/R.

4. Detección de qPCR

  1. Limpie las larvas J2 conddH2O, incluidas aquellas con interferencia del gen diana, interferencia del gen GFP y el grupo de control no perturbado. Extraiga el ARN total de cada grupo utilizando el método descrito anteriormente.
  2. Inicie la qPCR.
    1. Diseñe los cebadores q-ppm-1-F/R utilizando el software deseado (consulte la Tabla de materiales).
    2. Configure la reacción de qPCR en 12 μL que contengan 1 μL de ADNc, 6 μL de premezcla fluorescente, 0,4 μL de cada cebador (10 pmol/l) y agua destilada estéril.
    3. Realizar qPCR de la siguiente manera: 2 min a 95 °C; seguido de 40 ciclos de 10 s a 95 °C, 30 s a 55 °C y 1 min a 72 °C.
    4. Utilice el gen actb (número de acceso GenBank EU100952) y el gen tbb-2 (número de acceso GenBank MT769316), u otros genes, como genes de referencia interna para evaluar los cambios en el nivel de expresión génica después de RNAi15.
  3. De acuerdo con el valor del umbral del ciclo (Ct) y la curva de disolución, utilice el método 2-ΔΔCt para estimar el nivel de expresión relativa del gen objetivo y verificar la eficiencia de interferencia.
    1. Reste el valor de Ct del gen de referencia interno de cada muestra del valor de Ct del gen diana para obtener el valor de ΔCt. Luego, reste el valor ΔCt del grupo de interferencia del valor ΔCt del grupo de control para obtener el valor ΔΔCt.
      NOTA: Un valor ΔΔCt mayor que 0 indica que la interferencia es efectiva.

5. Evaluar la longitud corporal de los nematodos adultos siguiendo el ARNi

  1. Después del RNAi, cultivar las larvas J2 hasta la edad adulta en céspedes de B. cinerea en placas de PDA durante 60 h a 25 °C15.
  2. Recoja a los adultos utilizando el método del embudo de Bellman (consulte el paso 1.1.2.1)14.
  3. Adquiera imágenes de los nematodos adultos bajo un microscopio y use el software ImageJ (u otro software de medición) para medir la longitud del cuerpo.
    1. Mida la longitud con ImageJ seleccionando Analizar | Establecer escala. Si se conoce la distancia, introduzca el valor de longitud de la línea recta dibujada. Introduzca la unidad de longitud.
    2. Marque la casilla de verificación Global (use este estándar para todas las imágenes) y haga clic en Aceptar para seleccionar la longitud que se va a medir con una línea recta en la imagen que se va a medir.
    3. Utilice el comando Ctrl+M (medición) para mostrar los resultados y registrarlos en la ventana de resultados .
  4. Tomar medidas de 50 nematodos machos y 50 hembras para el análisis estadístico12.
  5. Analice los datos calculando la media y la desviación estándar para cada muestra. Comparar las medias de las muestras de los diferentes grupos utilizando la prueba t de Student.

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Resultados

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Análisis de la expresión de ppm-1 de B. xylophilus después de RNAi
El nivel de expresión relativo del gen ppm-1 de B. xylophilus empapado con GFP dsRNA y el empapado con el gen diana dsRNA fue de 0,92 y 0,52, respectivamente (el nivel de expresión génica ppm-1 del grupo control tratado conddH2O se estableció en 1) (Figura 1). Por lo tanto, el dsRN...

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Discusión

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Aunque la historia de vida y el entorno parasitario de B. xylophilus son diferentes de los de otros nematodos, ha habido investigaciones limitadas sobre la patogénesis molecular de este patógeno vegetal. A pesar de los grandes avances realizados en la aplicación de la tecnología de edición del genoma CRISPR/Cas9 en C. elegans y otros nematodos, hasta la fecha sólo se ha publicado la tecnología RNAi aplicada a B. xylophilus 17. El ARNi es una de las herramientas más poder...

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Divulgaciones

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No se declararon conflictos de intereses.

Agradecimientos

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Esta investigación fue financiada por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (31870637, 31200487) y financiada conjuntamente por el Plan de Investigación Clave de Zhejiang (2019C02024, LGN22C160004).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Embuela BaermannN/DN/Daislar nematodos
Beacon Designer 7.9Shanghai Kangyusheng Information Technology Co.N/Dpara diseñar cebadores qPCR
Botrytis cinereaN/DN/Dcomo alimento para nematodos
Bursaphelenchus xylophilusN/DN/Dsu número era NXY61 y originalmente fue extraído de Pinus massoniana enfermo
en Ningbo, provincia de Zhejiang, China.
Incubadora de temperatura constanteCompañía de Instrumentos del Laboratorio Jing Hong de Shanghái.H1703544A Cultur Nematodos
Aparato de electroforesisLaboratorios Bio-Rad1704466para lograr el análisis electroforético
Etanol, 75%Sinopharm Chemical Reagent Co.80176961extraer ARN
Premezcla de polimerasa ex TaqTakara Bio Inc.RR030Apara PCR
Premezcla de polimerasa ex TaqTakara Bio Inc.RR390Apara PCR
Sensor de gelLongGene Scientific Instruments Co.LG2020para hacer visibles las bandas de ácidos nucleicos
GraphPad Prism 8GraphPad PrismN/Danalizar los datos y elaborar cifras
Centrífuga de alta velocidadHangzhou Allsheng Instruments Co.AS0813000Centrifugadora
Trituradora de tejidos de alto flujoBertinextraer ARN
Software ImageJInstitutos Nacionales de SaludN/Dpara medir las longitudes del cuerpo
Alcohol isopropílicoCompañía de Tecnología Bioquímica Shanghai AladdinL1909022extraer ARN
Microscopio Leica DM4BLeica Microsystems Inc.para observar nematodos
Cuentas magnéticasAoran Science Technology Co.150010Cextraer ARN
Kit de transcripción de alto rendimiento MEGAscript T7Thermo Fisher Scientific Inc.AM1333para sintetizar ARNds in vitro
Espectrofotómetro NanoDrop ND-2000Thermo Fisher Scientific Inc.NanoDrop 2000/2000Canalizar la calidad del dsRNA
Amplificador de PCRBio-Rad Life Medical Products Co.1851148para amplificar la secuencia de ácidos nucleicos
Placas de PetriN/DN/DA Cultur Nematodos
Vector fácil pGEM-TPromega CorporationA1360para clonación
Agar de patata con dextrosa (Medio)N/DN/Dto cultur Botrytis cinerea
Kit de reactivos Prime Script RT con borrador gDNATakara Bio Inc.RR047Ba ADNc sintético
Primer Premier 5.0PREMIER BiosoftN/Dpara diseñar cebadores de PCR
Cebadores: PPM-1-F/RTsingke Biotechnology Co.N/DF: 5'-GATGCGAAGTTGCCAATCATTCT -3'; R: 5'- CCAGATCCAGTCCACCATACACC -3
q-ppm-1-F/RTsingke Biotechnology Co.N/DF: 5'-CATCCGAATGGCAATACAG-3'; R: 5'-ACTUACIÓNCCTCAGCGTTAGC-3'
Ciclador térmico en tiempo real   qTOWER 2.2Analytique Jena Instruments (Beijing) Co.para qPCR
Mesa de agitaciónShanghai Zhicheng Analytical Instrument Manufacturing Co.para empaparar nematodos
Microscopio estereoscópicoChongqing Optec Instrument Co.1814120para observar nematodos
T7-GFP-F/RTsingke Biotechnology Co.N/DF: 5'-TAATACGACTCACTATAGGGAAA
GGAGAAGAACTTTTCAC-3'; R: 5'-TAATACGACTCACTATAGGGCTG
TTACAAACTCAAGAAGG-3'
  Promotor T7Tsingke Biotechnology Co.N/DTAATACGACTCACTATAGGG
Kit de extracción de ADN en gel de agarosa Takara MiniBESTTakara Bio Inc.9762para recuperar ADN
TaKaRa TB Green Premix Ex Taq (Tli RNaseH Plus)Takara Bio Inc.RR820Apara qPCR
tricloroetanoShanghai LingFeng Chemical Reagent Co.extraer ARN
Reactivo de TrizolThermo Fisher Scientific Inc.15596026reactivo de extracción total de ARN para extraer ARN

Referencias

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Formal Correction: Erratum: Application of RNA Interference in the Pinewood Nematode, Bursaphelenchus xylophilus
Posted by JoVE Editors on 4/16/2024. Citeable Link.

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