Artículo de método

Tipo de fibra y análisis subcelular específico del contenido de gotas lipídicas en el músculo esquelético

DOI:

10.3791/63718

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8 de junio de 2022

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1Endocrinology, Diabetes and Nutrition Unit, Institute of Experimental and Clinical Research, Medical Sector, Université Catholique de Louvain, 2Departamento de Fisiología, Facultad de Biología, Universidad de Sevilla

En este artículo

Resumen

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La creciente evidencia indica que la infiltración excesiva de lípidos dentro del músculo esquelético resulta en lipotoxicidad y diabetes. Aquí, presentamos un protocolo completo, que incluye procesamiento de tejidos, tinción con Bodipy, adquisición de imágenes y análisis, para cuantificar el tamaño, la densidad y la distribución subcelular de las gotas lipídicas de una manera específica de tipo de fibra.

Resumen

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La infiltración de lípidos del músculo esquelético, conocida como miosteatosis, aumenta con la obesidad y el envejecimiento. La miosteatosis también se ha descubierto recientemente como un factor de pronóstico negativo para varios otros trastornos como las enfermedades cardiovasculares y el cáncer. La infiltración excesiva de lípidos disminuye la masa muscular y la fuerza. También resulta en lipotoxicidad y resistencia a la insulina dependiendo del contenido total de lípidos intramiocelulares, la morfología de las gotas lipídicas (LD) y la distribución subcelular. El tipo de fibra (oxidativa vs glucolítica) también es importante, ya que las fibras oxidativas tienen una mayor capacidad para utilizar lípidos. Debido a sus implicaciones cruciales en la fisiopatología, se justifican estudios en profundidad sobre la dinámica y la función de la DA de una manera específica del tipo de fibra.

Aquí, se presenta un protocolo completo para la cuantificación del contenido de lípidos intramiocelulares y el análisis de la morfología de LD y la distribución subcelular de una manera específica del tipo de fibra. Con este fin, las criosecciones musculares en serie se tiñeron con el tinte fluorescente Bodipy y anticuerpos contra las isoformas de cadena pesada de miosina. Este protocolo permite el procesamiento simultáneo de diferentes músculos, ahorrando tiempo y evitando posibles artefactos y, gracias a una macro personalizada creada en Fiji, también es posible la automatización del análisis LD.

Introducción

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La infiltración de lípidos del músculo esquelético, conocida como miosteatosis, aumenta con la obesidad y el envejecimiento. La miostetosis se correlaciona negativamente con la masa muscular y la fuerza y con la sensibilidad a la insulina1. Además, estudios recientes indican que el grado de miosteatosis podría usarse como factor pronóstico para otras afecciones como la enfermedad cardiovascular2, la enfermedad del hígado graso no alcohólico3 o el cáncer4. Los lípidos pueden acumularse en el músculo esquelético entre las fibras musculares como lípidos extramiocelulares o dentro de las fibras, como lípidos intramiocelulares (MMCL). Los MMCL se almacenan predominantemente como triglicéridos en gotas lipídicas (LD) que se utilizan como combustible metabólico durante el ejercicio físico 5,6. Sin embargo, cuando el suministro de lípidos excede la demanda, o cuando las mitocondrias se vuelven disfuncionales, las MMCL estarán implicadas en la resistencia muscular a la insulina, como se ve en individuos obesos metabólicamente insalubres y en pacientes con diabetes tipo 27. Curiosamente, los atletas de resistencia tienen niveles similares, si no más altos, de MMCL a los que se encuentran en pacientes obesos con diabetes mellitus tipo 2, mientras que mantienen una alta sensibilidad a la insulina. Este fenómeno se describe como la "paradoja del atleta"8,9, y se explica por una evaluación más matizada de los LD musculares, relacionados con su tamaño, densidad, localización, dinámica y composición de especies lipídicas.

En primer lugar, el tamaño de la DA está inversamente correlacionado con la sensibilidad a la insulina y la aptitud física10,11. De hecho, los LD más pequeños exhiben un área de superficie relativamente mayor para la acción de la lipasa y, por lo tanto, potencialmente tienen una mayor capacidad para movilizar lípidos12. En segundo lugar, la densidad de LD (número/superficie) juega un papel controvertido en la acción de la insulina 8,10; sin embargo, parece estar aumentado en los atletas. En tercer lugar, la localización subcelular de los LD es importante, ya que los LD situados justo debajo de la membrana superficial (subsarcolémmica o periférica) ejercen un efecto más perjudicial sobre la sensibilidad a la insulina que los centrales 8,9,13. Estos últimos proporcionan combustible a las mitocondrias centrales, que tienen una mayor actividad respiratoria y están más especializadas para satisfacer la alta demanda de energía requerida para la contracción14. Por el contrario, los LD periféricos suministran mitocondrias subsarcolemmales, que están involucradas en procesos relacionados con la membrana8. Finalmente, más allá de los triglicéridos, los lípidos complejos específicos dentro del músculo pueden ser más perjudiciales que otros. Por ejemplo, el diacilglicerol, el acil-CoA de cadena larga y las ceramidas pueden acumularse en el músculo cuando la tasa de renovación de triglicéridos es baja, lo que afecta la señalización de la insulina 9,15. Volviendo a la "paradoja del atleta", los atletas de resistencia tienen un alto número de LD centrales más pequeños con tasas de rotación elevadas en fibras tipo I (oxidativas), mientras que los pacientes obesos y diabéticos tienen LD periféricos más grandes con bajas tasas de renovación en fibras tipo II (glucolíticas) 8,15,16. Además de su papel en el almacenamiento y liberación de energía, los LD a través de ácidos grasos derivados (FA) y una proteína de capa (perilipina 5) también podrían funcionar como actores críticos involucrados en la regulación transcripcional de la oxidación de FA y la biogénesis mitocondrial8. Debido a sus implicaciones cruciales en fisiología y fisiopatología, se justifican estudios en profundidad sobre la dinámica y las funciones de los LD.

Aunque existen varias técnicas para estudiar las IGMCL, no todas son adecuadas para cuantificar con precisión el tamaño, la densidad y la distribución de la LD de una manera específica de la fibra. Por ejemplo, la evaluación de los MMCL por espectroscopia de resonancia magnética, si bien no es invasiva, ofrece un nivel de resolución que no es suficiente para estudiar el tamaño y la ubicación precisa de los LD dentro de la fibra, y no es específico del tipo de fibra17,18. Del mismo modo, las técnicas bioquímicas realizadas en homogeneizados de músculo entero19 no pueden evaluar la ubicación y el tamaño de los lípidos. En consecuencia, el método más adecuado para analizar la morfología y la ubicación de la DA es la microscopía electrónica de transmisión cuantitativa13, pero esta técnica es costosa y requiere mucho tiempo. Por lo tanto, la imagen de fluorescencia confocal en preparaciones con colorantes como Oil Red O (ORO)20,21, monodansilipentano (MDH)22 o Bodipy 23,24,25, se ha convertido en la mejor herramienta para estos estudios.

Aquí, se describe un protocolo completo, que incluye muestreo y procesamiento de tejidos, tinción de Bodipy y adquisición y análisis de imágenes confocales para cuantificar el tamaño, el número y la localización de LD en criosecciones musculares de ratón. Dado que los MMCL no están distribuidos uniformemente entre las fibras oxidativas y glucolíticas, y cada tipo de fibra regula la dinámica de la LD de manera diferente, el estudio de los MMCL debe ser específico del tipo de fibra 16,25,26,27. Por lo tanto, este protocolo utiliza inmunofluorescencia en secciones seriadas para identificar las isoformas de cadena pesada de miosina (MyHC) expresadas por cada fibra. Otra ventaja de este protocolo es el procesamiento simultáneo de un músculo glicolítico (extensor digitorum longus, EDL) y oxidativo (sóleo) colocados uno al lado del otro antes de la congelación (Figura 1). Este procesamiento simultáneo no solo ahorra tiempo, sino que también evita la variabilidad debido al procesamiento separado de las muestras.

Esquema de protocolo para la congelación y criosección de tejidos; Diagrama con inmunohistoquímica y microscopía.
Figura 1: Descripción general esquemática del procedimiento. Después de la disección muscular (1), los músculos seleccionados de tamaño similar se preparan y congelan juntos (2). Las secciones transversales en serie de 10 μm se obtienen mediante un criostato y se montan directamente en portaobjetos de adhesión (3). A partir de dos diapositivas seriadas, la primera (4A) está inmunomarcada para laminina y teñida con Bodipy para reconocer las LD y la segunda (4B) está inmunoteñida con anticuerpos contra MyHCs para el reconocimiento de tipos de fibras musculares. Las imágenes se adquieren utilizando un microscopio confocal para Bodipy (5A) y un microscopio de epifluorescencia para tipos de fibras musculares (5B). Las imágenes se analizan en Fiji aplicando un umbral y cuantificando partículas (6A) para obtener el número, tamaño medio, densidad y porcentaje del área total ocupada por LD (7) o celdas de conteo (6B) para obtener el porcentaje de fibras de cada tipo en la sección (7). Abreviaturas: LD = gotas lipídicas; EDL = extensor digitorum longus; MyHCs = isoformas de cadena pesada de miosina. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Protocolo

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Todos los procedimientos realizados en ratones fueron aprobados por el Comité Ético para la Experimentación Animal del Sector Médico de la Universidad Católica de Lovaina (2019/UCL/MD/013).

1. Disección y preparación de las muestras para su congelación

  1. Etiquete un trozo de corcho de 3 mm de grosor para cada par de músculos.
  2. A través de una pequeña incisión realizada con una cuchilla en el centro del corcho, insertar perpendicularmente una pieza rectangular de plástico rígido (0,5 cm W, 1 cm H) que servirá de soporte (Figura 2B).
    NOTA: El tamaño de la pieza de plástico rectangular dependerá del tamaño del músculo. Aquí, las dimensiones descritas se adaptan al tamaño del sóleo (~ 9 mg, 1 cm L, 2-3 mm W) y EDL (~ 5 mg, 1 cm L, 2-3 mm W) de un ratón macho C57BL / 6J de 3 meses de edad.
  3. En el momento de la disección, retire el sóleo y el EDL de la extremidad posterior del ratón. Para evitar que las muestras se sequen durante la disección, colóquelas en una compresa ligeramente humedecida con solución salina en una placa de Petri colocada sobre hielo.
    NOTA: Ver Wang et al.28 para explicaciones sobre cómo diseccionar estos dos músculos de las extremidades.
  4. Coloque una pequeña gota de compuesto de temperatura óptima de corte (OCT) en la unión corcho/plástico, evitando burbujas de aire.
  5. Elimine el exceso de humedad de las muestras secándolas suavemente con una toalla de papel (Figura 2A) y coloque ambos músculos sobre el plástico perpendicular al corcho (Figura 2C).
  6. Compruebe la orientación de las miofibras musculares bajo un microscopio estereoscópico (Figura 2D).
    NOTA: Es importante no cubrir el músculo con OCT, ya que su efecto aislante evitaría la congelación rápida y producirá artefactos de congelación.

2. Congelación de muestras de músculo esquelético para criosecciona

PRECAUCIÓN: La congelación del músculo debe hacerse bajo una capucha química, usando el equipo de protección personal apropiado (consulte la Tabla de Materiales).

  1. Use un vaso de acero inoxidable (~ 8 cm H, 6 cm Ø) con dos correas laterales unidas a él de al menos 25 cm de largo (Figura 2F), y llene el vaso hasta 2/3 de su capacidad con isopentano.
  2. Agarrando el vaso por las correas, sumérjalo suavemente en una caja de poliestireno llena de nitrógeno líquido para que el nivel de nitrógeno fuera del recipiente esté por encima del nivel de isopentano en el interior (Figura 2F, G).
    PRECAUCIÓN: Cuando el vaso entra en contacto con el nitrógeno, el choque térmico puede causar remolinos. Asegúrese de que el vaso esté lo suficientemente sumergido, pero evite la entrada de nitrógeno, ya que esto causaría precipitación de isopentano. Si esto sucede, deje que el isopentano se enfríe, llene el vaso con nuevo isopentano y comience de nuevo.
  3. Cuando el interior del vaso esté completamente cubierto con una capa sólida blanca de isopentano, sáquelo de la caja de nitrógeno líquido (Figura 2H).
    NOTA: La temperatura de fusión del isopentano es de -159 ° C, los bordes del vaso se volverán blancos cuando esté lo suficientemente frío.
  4. Revuelva suavemente las piezas de isopentano sólido en el isopentano líquido restante con fórceps hasta que todo el volumen vuelva a ser líquido.
  5. Vuelva a sumergir el vaso en el nitrógeno líquido hasta que el isopentano forme guijarros blancos en toda la parte inferior y los bordes del vaso (Figura 2G, H).
    NOTA: Este segundo paso de enfriamiento asegura la temperatura de congelación adecuada del isopentano.
  6. Retire el vaso del nitrógeno líquido y sumerja rápidamente los músculos en la parte inferior del vaso, sosteniendo el corcho con pinzas de dientes de rata. Gire el corcho durante 15 s en el isopentano y guárdelo a -80 °C hasta su procesamiento (Figura 2I).
    NOTA: Para el almacenamiento a corto plazo, las muestras se pueden mantener en un congelador de -20 °C. El protocolo completo para la congelación rápida del músculo esquelético ya se ha publicado en otros lugares. Para referencias detalladas y solución de problemas, ver: Meng et al.29, Kumar et al.30, y Leiva-Cepas et al.31.

3. Crioseccionación

  1. Llevar las muestras a la cámara de un criostato previamente enfriado a -20 °C y la temperatura de la cuchilla ajustada a -25 °C.
    NOTA: Transporte las muestras desde el congelador de -20 °C/-80 °C hasta el criostato en una caja de poliestireno llena de hielo seco y permita que las muestras se equilibren durante al menos 20-30 minutos a la temperatura de la cámara antes del corte.
  2. Retire el plástico del corcho con pinzas finas y coloque el disco de muestra de criostato en la placa de congelación rápida para que se enfríe. Una vez que la placa haya alcanzado los -50 °C, coloque un poco de OCT en el disco y coloque rápidamente el corcho en la parte superior del disco, presionando firmemente. Espere hasta que la OCT se solidifique y el corcho esté bien fijado en el disco.
  3. Coloque el disco en la cabeza del objeto en la orientación de corte deseada (Figura 2J, K) y recorte el bloque muscular más allá de al menos 1/3 de la longitud de los músculos y hasta que ambas secciones transversales de los músculos sean visibles.
  4. Ajuste el espesor de corte a 10 μm y coloque una sección en una diapositiva de adhesión para verificar la orientación correcta de las fibras en un microscopio de campo brillante.
    NOTA: Verificar la orientación transversal de las fibras es crítico. Si las fibras no están adecuadamente orientadas, ajuste el ángulo de la cabeza del objeto, corte otra sección y verifique nuevamente.
  5. Coloque dos secciones transversales en serie en dos diapositivas de adhesión preetiquetadas: una diapositiva para determinar los tipos de fibra, la otra para cuantificar el contenido de lípidos (Figura 2L).
    NOTA: Se pueden obtener secciones transversales seriales adicionales y mantenerlas a -80 °C para otros estudios histológicos. Sin embargo, para evitar alterar el contenido de lípidos y la morfología intracelular24, es esencial procesar las dos primeras diapositivas inmediatamente después del corte para evitar el secado al aire. Congelar y descongelar las diapositivas para la cuantificación de LD tendría el mismo efecto y, por lo tanto, es muy desaconsejable.

4. Tipificación de fibra y tinción de Bodipy

  1. Detección inmunohistoquímica del tipo de fibra muscular
    NOTA: Para el siguiente protocolo, un volumen total de solución de 250 μL es suficiente para cubrir toda la sección muscular rodeada por un círculo dibujado con una pluma hidrofóbica del tamaño aproximado de una moneda de 1 centavo.
    1. Rodee las secciones con un contorno dibujado con una pluma hidrofóbica y enjuague con solución salina tamponada con fosfato (PBS) helada de 0,1 M durante 1 min a temperatura ambiente (RT). Coloque el portaobjetos en una cámara húmeda y bloquee durante 90 min a 37 °C en solución de bloqueo (10% de suero normal de cabra (NGS) y reactivo de bloqueo de ratón sobre ratón (MOM) 1:30 en PBS).
    2. Retire la solución bloqueadora e incube los portaobjetos durante 90 min a 37 °C con la solución que contiene los anticuerpos primarios (5% NGS, reactivo bloqueador MOM 1:30, los anticuerpos primarios del ratón para reconocer las fibras de tipo I (IgG2b, a 1:10), tipo IIa (IgG1, a 1:10) y tipo IIx (IgM, a 1:5) y una antilaminina de rata (cadena α2, 1:1.000) en PBS.
    3. Lave las diapositivas con PBS 3 x 5 min en RT.
    4. Incubar los portaobjetos en la oscuridad durante 1 h a RT con la solución que contiene los anticuerpos secundarios (cabra anti-IgG2b AF405 (1:500), cabra anti-IgG1 AF488 (1:500), cabra anti-IgM AF568 (1:1.000) y cabra anti-laminina AF647 (1:500) en PBS).
      PRECAUCIÓN: Para el resto del protocolo, asegúrese de mantener las diapositivas alejadas de la luz para preservar la fluorescencia.
    5. Lavar de nuevo 3 x 5 min en PBS, enjuagar en doble destilación H2O, eliminar el exceso de agua y montar con un reactivo antidesagras.
      NOTA: Guarde las diapositivas a 4 °C, protegidas de la luz para preservar la fluorescencia hasta la adquisición de la imagen. Dado que las diapositivas no son fijas, se recomienda utilizar soluciones recién hechas para cada experimento, autoclave el PBS y adquirir las imágenes lo antes posible para evitar la contaminación de las secciones.
  2. Tinción de LD con Bodipy
    NOTA: Similar al paso 4.1., un volumen total de solución de 250 μL es suficiente para cubrir toda la sección muscular rodeada por un círculo dibujado con una pluma hidrofóbica del tamaño aproximado de una moneda de 1 centavo.
    1. Rodee las secciones con un contorno dibujado por una pluma hidrofóbica y enjuague con PBS 0.1 M helado durante 10 minutos en RT. Use PBS helado para todos los enjuagues y lavados.
    2. Fijar con paraformaldehído (PFA) al 4% en frío sin metanol durante 10 min a RT. Después de un primer enjuague rápido, lave las diapositivas con PBS 3 x 5 min en RT.
      PRECAUCIÓN: Realice este paso bajo una capucha química.
    3. Coloque el portaobjetos en una cámara húmeda y bloquee durante 1 h en RT con 5% NGS en PBS.
    4. Incubar los portaobjetos durante 90 min a 37 °C con la solución del anticuerpo primario (NGS al 2% y antilaminina de rata (cadena α2, 1:1.000) en PBS). Lave las diapositivas con PBS 3 x 5 min en RT.
      PRECAUCIÓN: Para el resto del protocolo, asegúrese de mantener las diapositivas alejadas de la luz para preservar la fluorescencia.
    5. Incubar durante 1 h a RT con la solución secundaria de anticuerpos que contiene anticuerpos anti-rat-AF647 de cabra (1:500) en PBS. Lave las diapositivas con PBS 3 x 5 min en RT.
    6. Incubar durante 20 min a RT con una solución de 4',6-diamidino-2-fenilindol (DAPI, 0,5 μg/mL) y BODIPY (1 μg/mL) en PBS.
      NOTA: Para preparar la solución madre de BODIPY, disolverla en DMSO a una concentración de 1 mg/ml. Diferentes formulaciones de Bodipy están disponibles comercialmente para la tinción de LD. Dependiendo de la elección realizada, el método de tinción es el mismo (mismos pasos, concentración y tiempo de incubación); sin embargo, el método de adquisición será ligeramente diferente.
    7. Después de un primer enjuague rápido, lave las diapositivas con PBS 3 x 5 min en RT, enjuague en H2O de doble destilación, elimine el exceso de agua y monte con un reactivo antifade.
      NOTA: Guarde las diapositivas a 4 °C, protegidas de la luz, para preservar la fluorescencia hasta la adquisición de la imagen.

5. Adquisición de imágenes

NOTA: Una vez completados los protocolos de tinción, es importante proceder inmediatamente a la adquisición de la imagen (dentro de las siguientes 24 h), no solo para evitar la contaminación sino también para preservar la morfología, el tamaño y el número de LD.

  1. Adquisición de imágenes para evaluar los tipos de fibra de cada músculo muestreado
    NOTA: Este paso podría lograrse con un microscopio de barrido de fluorescencia de portaobjetos completo o con un microscopio de epifluorescencia convencional. Con este último, se debe hacer una costura manual o automatizada de las imágenes para reconstruir la sección.
    1. Para el reconocimiento de tipo de fibra, use un microscopio de epifluorescencia con un objetivo de 10x/ 0.3. Seleccione filtros de excitación para DAPI (405 nm), FITC, TRITC y Cy5 para detectar fibras de tipo I, IIa, IIx y laminina, respectivamente.
      NOTA: Las fibras de tipo IIb no estarán inmunomarcadas. Se reconocerán como fibras teñidas por laminina en los límites del sarcolema con un sarcoplasma negro.
    2. Ajuste el tiempo de exposición adecuado para cada canal.
    3. Cuando se utilice un microscopio de epifluorescencia convencional, adquirir siempre las imágenes de todo el músculo siguiendo el mismo orden para facilitar la reconstrucción muscular. Asegúrese de que las fibras en el borde derecho de una imagen también aparezcan en el borde izquierdo de la siguiente imagen. Lo mismo se aplica a las partes superior e inferior de las imágenes (Figura 3A).
      NOTA: Como referencia, para una sección del EDL o el sóleo diseccionado de un ratón de 3 meses de edad, un promedio de seis y ocho imágenes, respectivamente, cubrirán toda la sección transversal muscular.
    4. Después de escanear el músculo, cargue las imágenes digitales capturadas en cualquier software de procesamiento de imágenes para la reconstrucción (costura), según la morfología de la fibra (laminina) y la histología de la sección muscular, y guárdelo como un archivo TIFF, PNG o JPG con todos los canales (colores) fusionados (Figura 3A).
  2. Adquisición de imágenes con laminina y co-tinción bodipy
    NOTA: Para reconocer el tipo de fibra y tener una estimación del número de fibras para cada tipo capturado, es esencial tener la sección de tipo de fibra ya escaneada y los músculos reconstruidos antes de comenzar la adquisición de imágenes de Bodipy-laminin (Figura 3B).
    1. Para la observación y adquisición de imágenes bodipy, utilice un microscopio confocal con una lente de objetivo de inmersión en aceite de 40x con una apertura numérica de 1.4.
    2. Utilice los siguientes ajustes: agujero de alfiler a 1 UA, resolución de 2.048 píxeles x 2.048 píxeles, tamaño de píxel a 0,08 μm, modo unidireccional, velocidad de escaneo a 4 (~4 μs/píxel), promedio de línea establecido en 4x y zoom digital establecido en 1.
    3. Para evitar la diafonía entre Bodipy-558/568 y laminina-AF647, utilice el modo de escaneo secuencial en el software confocal.
      NOTA: Cuando el tinte elegido es Bodipy-493/503, es posible el escaneo láser confocal simultáneo sin diafonía entre el canal Bodipy y el canal laminina-AF647. Esto acelerará la adquisición de imágenes.
    4. Excite Bodipy-493/503 usando la línea láser de 488 nm o la línea láser de argón, y excite Bodipy-555/568 usando la línea láser de diodo de 561 nm. Finalmente, detecte laminina-AF647 con una línea láser de diodo de 640 nm.
      PRECAUCIÓN: Tenga en cuenta que las moléculas de Bodipy son muy sensibles al fotoblanqueo, así que evite el escaneo láser innecesario. Para reconocer las fibras, use solo el láser para laminina.
    5. Dependiendo del tinte elegido, establezca los rangos de emisión en 570-650 nm para Bodipy-493/50324 y en 565-620 nm para Bodipy-558/568. Establezca el rango de emisión para laminina en 656-700 nm.
    6. Configure la ganancia y la ganancia digital de manera adecuada para que no se detecten píxeles saturados en el indicador de rango. Corrija la señal de fondo ajustando el desplazamiento.
      NOTA: La selección del filtro y otros parámetros de escaneo mencionados anteriormente deben optimizarse para cada microscopio confocal. Es importante que todos los ajustes mencionados anteriormente se mantengan constantes para que se comparen todas las imágenes capturadas de las muestras.
    7. Para identificar el tipo de fibra entre las visualizadas en el microscopio confocal, use una computadora portátil personal en la que se verifique la imagen de la sección reconstruida después de la inmunodetección de tipo fibra (Figura 3B).
    8. Una vez que un grupo de fibras está correctamente identificado, adquiere la imagen con los canales Bodipy y laminin.
      NOTA: Se recomienda anotar el nombre de la imagen bodipy-laminin en la región del músculo donde se encuentran estas fibras en la imagen adquirida para el reconocimiento MyHC para facilitar el análisis posterior específico de la fibra de los LD.

6. Análisis de imágenes

  1. Análisis de los tipos de fibra en cada muestra muscular
    1. En Fiji (o ImageJ)32, abra el archivo TIFF, PNG o JPG con el músculo reconstruido obtenido de la fusión de todos los canales utilizados para detectar las isoformas de fibra.
    2. Para iniciar la herramienta de conteo de celdas , haga clic en Plugins | Analizar | | de contador de celdas Contador de celdas.
    3. En la ventana Contador de celdas , haga clic en Acciones | Inicializar.
    4. En Contadores de la misma ventana, seleccione Tipo 1.
    5. En la ventana principal de Fiji, seleccione la herramienta Varita .
    6. Para cuantificar el número de fibras de cada tipo, haga clic en cada fibra del mismo tipo, de modo que el programa registre el número de fibras en las que se hizo clic.
    7. Una vez terminado, selecciona el siguiente tipo de fibra y repite los mismos pasos.
    8. Cuando todas las fibras de la imagen se hayan asignado a un tipo de fibra determinado, haga clic en Resultados en la ventana Contador de celdas para mostrar los resultados en una tabla.
    9. Guarde esta tabla como una tabla de hoja de cálculo haciendo clic en archivo | Guardar como en la ventana Resultados .
    10. Guarde y vuelva a cargar las selecciones en la misma imagen en cualquier momento haciendo clic en Guardar marcadores o Cargar marcadores, respectivamente, en la ventana Recuento de celdas .
  2. Análisis de gotitas lipídicas de forma dependiente del tipo de fibra
    1. Analizar las imágenes de Bodipy y laminina obtenidas en el confocal utilizando Fiji para la cuantificación de LDs.
      NOTA: Los autores diseñaron una macro personalizada para automatizar el análisis. Esta macro, junto con una explicación paso a paso sobre cómo usarla, está disponible como Archivo suplementario 1 y Archivo suplementario 2, respectivamente.
    2. Abra cada imagen con la ayuda del Importador de Bioformatos de Fiji. En la opción Ver pila con , seleccione Hyperstack | Modo de color, predeterminado. Asegúrese de que la ventana Escala automática está seleccionada.
      NOTA: Los siguientes pasos describirán el protocolo para el análisis de una fibra en la imagen, pero debe repetirse tantas veces como el número de fibras enteras aparezcan en la imagen.
    3. Utilice la herramienta de selección a mano alzada para seleccionar manualmente el sarcolema de la fibra en función del canal de laminina (Figura 4A) y presione T en el teclado para grabar la selección o región de interés (ROI) en la ventana de ROI .
    4. Vaya a la ventana principal de Fiji y haga clic en Analizar | Establezca Medidas y, en la ventana emergente, seleccione Área y diámetro de Feret. Deje las casillas restantes sin marcar y otros parámetros tal como aparecen de forma predeterminada.
    5. Haga clic en Medir en la ventana ROI para obtener el Área y el Diámetro Mínimo de Feret (MF) de la fibra seleccionada, y anótelos para su uso posterior.
      NOTA: Al analizar los LD, es importante tener en cuenta que su tamaño y densidad varían entre el centro y la periferia (región subsarcolemmal-SS) de la fibra. Por lo tanto, el análisis debe hacerse por separado.
    6. Calcula el valor de 1/6 del MF para delimitar la parte central de la fibra.
      NOTA: En la macro, el valor MF predeterminado se establece en 6, lo que significa que la reducción aplicada se establecerá como 1/6 del MF. Este valor se eligió en base a los datos empíricos obtenidos del sóleo de animales alimentados con una dieta alta en grasas. Sin embargo, cada investigador debe cambiar este número en función de los datos empíricos y el músculo analizado, el tipo de fibra y la condición animal.
    7. En la ventana ROI , haga clic en Agregar para tener un duplicado del primer ROI y seleccione el segundo ROI que aparece en la ventana.
    8. En la ventana principal de Fiji, haga clic en Editar | Selección | Amplíe e introduzca el valor calculado previamente (del paso 6.2.6.) con un signo menos antes del número y haga clic en Aceptar. En la ventana roi, haga clic en Add[t] (debe aparecer un tercer ROI) y Delete, para eliminar el segundo ROI.
      NOTA: El investigador puede verificar los resultados haciendo clic en el cuadro Mostrar todo en la ventana ROI . En este punto, deben aparecer dos ROI, uno que rodea todo el perímetro de la fibra (Figura 4B) y otro que se coloca en el centro (Figura 4C).
    9. Seleccione ambos ROI en la ventana ROI y haga clic en Más | | XOR Añadir[t]. Espere a que aparezca un tercer ROI, que corresponde a la periferia de la fibra (Figura 4D).
    10. Guarde los ROI haciendo clic en Más | Ahorre para guardar los ROI en caso de que se necesite un reanálisis posterior de las mismas fibras.
    11. Seleccione el canal Bodipy y abra la herramienta Umbral haciendo clic en Imagen | Ajustar | Umbral en la ventana principal de Fiji.
    12. En la ventana emergente Umbral , establezca los valores en 70/255, seleccione Yen | Método B&W y haga clic en Fondo oscuro | Aplicar.
      NOTA: Los valores aplicados en el umbral pueden variar en función de las condiciones del experimento y el umbral debe establecerse adecuadamente para optimizar el análisis. Debe aparecer una ventana en blanco y negro con la señal bodipy por encima del límite umbral que se muestra en blanco y el fondo en negro (compare la imagen original de Bodipy en la Figura 4E con la de la Figura 4F).
    13. Vaya a la ventana principal de Fiji y haga clic en Analizar | Establezca Mediciones y, en la ventana emergente, seleccione Área, Fracción de área y Límite al umbral. Deje las casillas restantes sin marcar y otros parámetros tal como aparecen de forma predeterminada.
      NOTA: Si el investigador desea analizar la "circularidad" de los LD, que es un índice de la morfología esférica que varía de 1 para una esfera perfecta a 0 para una línea, haga clic en el cuadro Descriptores de forma de la ventana emergente Establecer medidas .
    14. Vaya a la ventana roi y seleccione el primer ROI. En la ventana principal de Fiji, haga clic en Analizar | Herramienta Analizar partículas.
      NOTA: Esta herramienta cuantifica el número, el tamaño, el área cubierta y el porcentaje del área total cubierta por partículas en cada selección y guarda los resultados como un archivo de hoja de cálculo.
    15. Establezca los valores de 2 a Infinito (2-Infinito) en la ventana Analizar partículas , marque la casilla Píxeles , mantenga los valores de circularidad predeterminados, seleccione Resumir y haga clic en Aceptar.
      NOTA: Para comprobar los resultados en la fibra, en la opción Mostrar , seleccione cualquiera de las opciones disponibles. Para que la información de cada LD se reconozca en la selección en una tabla, marque la opción Mostrar resultados en la ventana Analizar partículas . Los resultados del análisis del área total de la fibra se promedian y resumen en una tabla con varias columnas (Conteo, Área Total, Tamaño promedio, % Área; estos corresponden al número de partículas [LD], el área ocupada por estas partículas, su tamaño promedio y el porcentaje del área total de la selección ocupada por partículas, respectivamente). Para calcular la densidad, divida el número de partículas por el área total de cada selección.
    16. Para obtener los valores del centro y la periferia de la fibra, repita los pasos 6.2.14 y 6.2.15, seleccionando el segundo (centro) y el tercer ROI (periferia) cada vez.
    17. Guarde los resultados haciendo clic en archivo | Guardar como en la ventana Resumen .
      NOTA: Incluya el tipo de fibra, la condición y el nombre de la imagen en el nombre asignado de los resultados para facilitar la unificación posterior y el análisis estadístico de los datos. Para analizar el resto de las fibras de la misma imagen, repita los pasos 6.2.3 a 6.2.17. Para el análisis estadístico, se deben analizar al menos 10-15 fibras de cada tipo por animal.

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Resultados

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El protocolo descrito en este documento proporciona un método eficiente para cuantificar fácilmente los LD de una manera específica de tipo de fibra y subcelular. Muestra cómo, al congelar juntos dos músculos de tamaño similar, como el EDL y el sóleo, el tiempo y los recursos gastados en los siguientes pasos se reducen a la mitad.

Se proporciona un protocolo completo para la inmunotinción, la adquisición de imágenes y el análisis de las diferentes isoformas MyHC expresadas en los músculos del ...

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Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El protocolo detallado aquí describe un método eficiente para cuantificar los LD etiquetados con Bodipy sobre una base específica de tipo de fibra y subcelular. En los últimos años, los colorantes lipídicos clásicos, como ORO o Sudan Black B, han sido sustituidos por una nueva gama de colorantes fluorescentes, lipofílicos y permeables a las células que se unen a lípidos neutros (por ejemplo, Bodipy). Disponible como diferentes conjugados, Bodipy ha demostrado ser muy eficaz en el etiquetado de LD para estudiar su morfolo...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabajo fue apoyado por subvenciones del Fonds National de la Recherche Scientifique (FNRS-Crédit de Recherche J.0022.20) y la Société Francophone du Diabète (SFD-Roche Diabetes Care).C.M.S. es el receptor de una beca de doctorado de la FRIA (FNRS). M.A.D.-L.d.C. recibió una beca del Programa de Excelencia Internacional Wallonie-Bruxelles.

Los autores agradecen a Alice Monnier por su contribución al desarrollo de este protocolo y a Caroline Bouzin por su experiencia y ayuda técnica en el proceso de adquisición de imágenes. También agradecemos a la plataforma de imágenes 2IP-IREC por el acceso al criostato y los microscopios (2IP-IREC Imaging Platform, Institute of Experimental and Clinical Research, Université Catholique de Louvain, 1200 Bruselas, Bélgica). Finalmente, los autores desean agradecer a Nicolas Dubuisson, Romain Versele y Michel Abou-Samra por la crítica constructiva del manuscrito. Algunas de las figuras de estos artículos fueron creadas con BioRender.com.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Equipment
AxioCam 506 mono 6 MpixCámara CCD Zeiss
AxioCam MRm 1.4MPix Zeiss
Campana químicaPotteau LaboEN-14175
Microscopio confocalZeissLSM800
Discos de corcho (ø 20 mm, 3 mm de grosor) Ciencias de la Microscopía Electrónica63305
Cryo-GlovesTempshield16072252
Cryostat Thermo Scientific Microm Cryo Star HM 560
Microscopio estereoscópico de disección SMZ745Nikon
Pinza de hielo
DumontF.S.T11295-10
Microscopio de epifluorescenciaZeissAxioImage-Apotome Z1
Tijeras Bonn extrafinasF.S.T14084-08
FisherBrand Desechable Base Moldes (0,7 x 0,7 cm)ThermoFisher22-363-552Se utiliza para cortar una pieza para sujetar el músculo en el corcho para congelar
Placa de Petri de vidrio (H 25  milímetros, ø 150  mm)MARCA Placa de Petri, MERKBR455751Se utiliza para colocar los músculos en hielo durante la disección
ImmEdge Barrera hidrofóbica PAP PenVector LabsH-4000Se utiliza para crear una barrera hidrofóbica alrededor de las secciones musculares
IncubadoraMMM MedcenterIncucell 707 
Cubreobjetos de microscopio (24x50 mm)Assistent 
Cajas de portaobjetos de microscopio Kartell278Utilizados como cámaras húmedas para inmunohistoquímica
Soporte de cuelloLinie zwoSB-035X-02Se utiliza como correa para sujetar el vaso de acero inoxidable
No 15 Hoja de bisturí estéril de acero al carbonoSwann-Morton0205
PincelesVan BleiswijckAmazon B07W7KJQ2XSe utiliza para manejar criosecciones
Rotulador permanente NegroKlinipath/VWR98307-RSe utiliza para etiquetar portaobjetos
Pinza de fijación para perforacionesF.S.T18155-13
Caja de poliestireno Al 12 cm x L 25 cm x W 18 cm, utilizado como contenedor de nitrógeno líquido y para transportar las muestras al criostato
Mango de bisturí, 125 mm (5"), No. 3AesculapBB073R
Vaso de acero inoxidable 10oz EboxerB07GFCBPFHVaso para rellenar con isopenteno para la congelación muscular
Portaobjetos Superfrost Ultra Plus Pinzas quirúrgicasThermoFisherJ1800AMNZ
1/2 dientesMedische Vakhandel1303152También llamadas "Pinzas de dientes de rata"
Tijeras de resorte Vannas - 3 mm Filo de corteF.S.T15000-00
Barcos de pesajeVWR internacional611-2249
Escáner de portaobjetos enteros para fluorescenciaZeissAxio Scan.Z1
Reagents
Alexa Fluor 405 Cabra Anti-Ratón IgG2bSigma-AldrichSAB4600477Utilizado a una concentración final de 1:500
Alexa Fluor 488 Cabra Anti-Ratón IgG1ThermoFisherA-21121Utilizado en un concentración final de 1:500
Alexa Fluor 568 IgM anti-ratón de cabra Abcamab175702Utilizado a una concentración final de 1:1.000
Alexa Fluor 647 anticuerpo secundario anti rata anti-IgG (H+L)de cabra ThermoFisherA-21247Utilizado a una concentración final de 1:500
BODIPY-493/503 (4,4-difluoro-1,3,5,7,8-pentametil-4-bora-3a,4a-diaza-s-indaceno)ThermoFisherD3922Se utiliza a una concentración final de 1 & micro; g/mL
BODIPY-558/568 C12 (Ácido 4,4-Difluoro-5-(2-Thienil)-4-Bora-3a,4a-Diaza-s-Indacene-3-Dodecanoico)ThermoFisherD3835Utilizado en una concentración final de 1 µ g/mL
DAPI (4',6-diamidino-2-fenilindol)ThermoFisherD1306Utilizado a una concentración final de 0,5 µ g/mL
de dimetilsulfóxido (DMSO)Sigma-AldrichD-8418Se utiliza para disolver Bodipy para la solución madre de 1 mg/mL. PRECAUCIÓN: Tóxico e inflamable. Los vapores pueden causar irritación. Manipule en una campana extractora. Evite el contacto directo con la piel. Use guantes de goma, gafas protectoras para los ojos.
Solución de formaldehído al 4%, tamponada, pH 6,9Sigma-Aldrich1004969011PRECAUCIÓN: Puede provocar una reacción alérgica en la piel. Se sospecha que causa defectos genéticos. Puede causar cáncer. Manipule en una campana extractora. Evite el contacto directo con la piel. Use guantes de goma, gafas protectoras para los ojos.
Isopentano GPR RectaPurVWR international24872.298ATENCIÓN: Líquidos y vapores extremadamente inflamables. Puede ser mortal si se ingiere y entra en las vías respiratorias. Puede causar somnolencia o mareos. La exposición repetida puede causar sequedad o agrietamiento de la piel. Use guantes protectores/ropa protectora/protección para los ojos/protección facial.
NitrógenoPRECAUCIÓN:  Extremadamente frío. Usa guantes. Manipule lentamente para minimizar la ebullición y las salpicaduras y en áreas bien ventiladas. Utilice recipientes diseñados para líquidos a baja temperatura.
Ratón sobre ratón Reactivo de bloqueo  Vector LabsMKB-2213-1Utilizado a una concentración de 1:30
Cadena pesada de miosina tipo I (anticuerpo primario BA-D5-s) Gen: MYH7, monoclonal bovino anti ratón IgG2bDSHB Universidad de IowaBA-D5-sobrenadanteUtilizado a una concentración final de 1:10
Cadena pesada de miosina Tipo IIA (anticuerpo primario SC-71-s) Gen:  MYH2, Monoclonal bovino anti ratón IgG1DSHB Universidad de IowaSC-71-sobrenadanteUtilizado a una concentración final de 1:10
Cadena pesada de miosina tipo IIX (anticuerpo primario 6H1-s), Gen:  MYH1, Monoclonal de conejo anti ratón IgMEstudios del desarrollo Banco de hibridomas, Universidad de Iowa6H1-sobrenadanteUtilizado en una concentración final de 1:5
Suero normal de cabra (NGS)Vector LabsS-1000
PBS 0.1 MComúnmente utilizado en laboratorios de histología
ProLong Gold Antifade MountantInvitrogen P36930
Anticuerpo primario (monoclonal) anti-Laminina-2 para ratas-Laminina-2 (&alfa;-2 cadenas)Sigma-AldrichL0663Utilizado en una concentración final de 1:1.000
Tejido Tek O.C.Tcompuesto Sakura 4583
Software
Adobe Illustrator CCAdobe Inc.Se utiliza para diseñar las figuras:
Adobe PhotoshopAdobe Inc.Software confocal
BioRenderhttps://biorender.com/Utilizado para diseñar las figuras
Fiji/ImageJhttps://imagej.net/software/fiji/Utilizado para analizar las imágenes adquiridas
Microsoft PowerPointMicrosoftUtilizado para reconstruir la histología de todo el músculo después de escanear los tipos de fibra
Zen Blue 2.6ZeissSe utiliza para reconstruir la histología de todo el músculo después de escanear los tipos de fibra
Cámara seco40990151 líquido,

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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