Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Métodos para la cría del parasitoide Ganaspis brasiliensis, un prometedor agente de control biológico para la Drosophila suzukii invasora

4.5K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/63898

⸱

2 de junio de 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Research and Innovation Centre, Fondazione Edmund Mach, 2Beneficial Insects Introduction Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture, 3Center for Agriculture, Food and Environment, University of Trento, 4Department of Environmental Science, Policy and Management, University of California Berkeley, 5Department of Agriculture, Food and Environment, University of Catania, 6Systematic Entomology Laboratory, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

En este artículo

Resumen

Ganaspis brasiliensis, un parasitoide larvario de Drosophila suzukii (una plaga mundial de cultivos frutales invasores), ha sido aprobado o se considera para su introducción en Europa y los Estados Unidos para el control biológico de esta plaga. Este artículo proporciona protocolos para la cría a pequeña y gran escala de este parasitoide.

Resumen

Originaria del este de Asia, la drosophila de alas manchadas, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), se ha establecido ampliamente en las Américas, Europa y partes de África durante la última década, convirtiéndose en una plaga devastadora de varias frutas de piel blanda en sus regiones invadidas. Se espera que el control biológico, especialmente por medio de parasitoides especializados y autoperpetuantes, sea una opción viable para el manejo sostenible en toda el área de esta plaga altamente móvil y polífaga. Ganaspis brasiliensis Hymenoptera: Figitidae es un parasitoide larvario que se distribuye ampliamente en el este de Asia, y se ha encontrado que es uno de los parasitoides más efectivos de D. suzukii.

Después de rigurosas evaluaciones previas a la introducción de su eficacia y posibles riesgos no objetivo, uno de los grupos genéticos más específicos del huésped de esta especie (G1 G. brasiliensis) ha sido aprobado recientemente para su introducción y liberación en el campo en los Estados Unidos e Italia. Otro grupo genético (G3 G. brasiliensis), que también se encontró comúnmente para atacar a D. suzukii en el este de Asia, puede ser considerado para su introducción en el futuro cercano. Actualmente existe un enorme interés en la cría de G. brasiliensis para la investigación o en la producción en masa para la liberación en campo contra D. suzukii. Este protocolo y el artículo de video asociado describen métodos de cría efectivos para este parasitoide, tanto a pequeña escala para la investigación como a gran escala para la producción en masa y la liberación en el campo. Estos métodos pueden beneficiar una mayor investigación y uso a largo plazo de este parasitoide nativo de Asia como un agente de control biológico prometedor para esta plaga invasora global.

Introducción

Originaria del este de Asia, la drosophila de alas manchadas, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), se ha establecido ampliamente en las Américas, Europa y partes de África 1,2. La mosca es extremadamente polífaga, siendo capaz de utilizar diversos frutos cultivados y silvestres con pieles suaves y finas en sus regiones nativas e invadidas 1,2,3. Las estrategias actuales de manejo de esta plaga dependen en gran medida del uso frecuente de insecticidas que se dirigen a las moscas adultas en los campos de cultivo cuando la fruta susceptible está madurando. A menudo se utilizan pulverizaciones repetidas, posiblemente debido al derrame constante de las poblaciones de moscas de los embalses de hábitats no agrícolas y la falta de enemigos naturales efectivos residentes en las regiones invadidas 1,4. El control biológico, especialmente mediante parasitoides especializados autoperpetuantes, puede ayudar a suprimir las poblaciones de moscas a nivel de paisaje y desempeñar un papel fundamental para la gestión sostenible en toda el área de esta plaga altamente móvil y polífaga 4,5,6.

Durante la última década, los investigadores han centrado sus esfuerzos en descubrir parasitoides coevolucionados de Drosophila suzukii en los rangos nativos de la mosca en el este de Asia 7,8,9, así como parasitoides efectivos pero recientemente asociados en las regiones invadidas de la mosca en las Américas y Europa 4,5,6. En las regiones recién invadidas de la mosca, los parasitoides larvales de Drosophila que ocurren comúnmente, como Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) y L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), no pueden desarrollarse o tener niveles bajos de parasitismo en D. suzukii debido a la fuerte resistencia inmune de la mosca10. Solo algunos parasitoides pupales cosmopolitas y generalistas como Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hymenoptera: Pteromalidae) y Trichopria drosophilae (Perkins) (Hymenoptera: Diapriidae) en América del Norte y Europa, y Trichopria anastrephae Lima en América del Sur pueden desarrollarse fácilmente a partir de esta mosca4. En contraste, las exploraciones en el este de Asia han descubierto una serie de parasitoides larvales de D. suzukii 4,5,6. Entre ellos, Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering y Leptopilina japonica Novković & Kimura son los parasitoides larvales dominantes 7,8,9,11. En particular, los dos figitíidos (L. japonica y G. brasiliensis) fueron los principales parasitoides que se encuentran predominantemente en frutas frescas infestadas por D. suzukii y / u otros drosófilos estrechamente relacionados en la vegetación natural 7,8,9. Estos tres parasitoides larvales asiáticos fueron importados a instalaciones de cuarentena en los Estados Unidos y Europa, y evaluados por su eficiencia relativa 12,13,14,15,16,17, adaptabilidad climática18, posibles interacciones competitivas interespecíficas19 y, lo más importante, especificidad del huésped 8,20,21 ,22.

Las evaluaciones de cuarentena mostraron que Ganaspis brasiliensis era más específico del huésped de Drosophila suzukii que otros parasitoides larvales asiáticos probados, aunque probablemente consiste en diferentes biotipos o especies crípticas con especificidad variable del huésped 8,21,22,23,24. Nomano et al.22 agruparon individuos de Ganaspis de diferentes regiones geográficas en cinco grupos genéticos (denominados G1-G5) basados en análisis moleculares del fragmento del gen de la citocromo oxidasa I mitocondrial. Los grupos G2 y G4 se informan solo en unos pocos lugares tropicales del sur de Asia, y el grupo G5 se informó desde Asia y otras regiones (por ejemplo, Argentina, Brasil, Hawai y México) desde huéspedes desconocidos (Buffington, observación personal). Las colecciones de campo de frutas silvestres infestadas por D. suzukii en Corea del Sur7, China8 y Japón 9,23,25 encontraron G1 solo o una mezcla de especímenes que representan los grupos G1 y G3. Los dos grupos parecen ser simpátricos y coexisten en las mismas plantas huésped habitadas por D. suzukii y otras moscas huésped estrechamente relacionadas. No obstante, se han observado algunas diferencias entre los dos grupos, con G1 aparentemente teniendo un mayor grado de especificidad del hábitat del huésped o huésped a D. suzukii que G3, aunque ambos atacan a varias especies estrechamente relacionadas en las pruebas de cuarentena21,22. Los análisis moleculares más detallados pueden ayudar a determinar el estado de la especie, especialmente para los grupos G1 y G3. Este estudio se refiere a ellos como G1 G. brasiliensis y G3 G. brasiliensis. Algunos estudios tempranos también nombraron al G1 G. brasiliensis como G. cf. brasiliensis 14,21,22. El G1 G. brasiliensis ha sido aprobado recientemente para su liberación en campo contra D. suzukii en los Estados Unidos e Italia (varios otros países europeos también están considerando actualmente su introducción), mientras que el G3 G. brasiliensis puede ser considerado para su liberación en campo en un futuro próximo. Encuestas recientes también encontraron poblaciones adventivas de L. japonica y G1 G. brasiliensis en Columbia Británica, Canadá26, y el estado de Washington, EE.UU. (Beers et al., datos no publicados), y poblaciones adventivas de L. japonica en la provincia de Trento, Italia27.

Dado el interés significativo en el desarrollo de programas de control biológico para el manejo de Drosophila suzukii y el potencial sustancial de control biológico de las introducciones adventivas y deliberadas de Ganaspis brasiliensis, existe la necesidad de desarrollar métodos de cría eficientes para este parasitoide larvario para futuras investigaciones a largo plazo y / o liberación de campo. Este protocolo y el artículo de video asociado describen dos conjuntos de métodos de cría para este parasitoide: (1) cría de laboratorio a pequeña escala en frascos utilizando una mezcla de fruta huésped (arándano) y dieta artificial para el cultivo de D. suzukii. Los métodos se desarrollaron utilizando material G3 recolectado originalmente de Kunming, China8. (2) Cría en masa para la liberación en campo en jaulas grandes utilizando fruta huésped (arándano) para el cultivo de D. suzukii. El grupo genético utilizado para la cría a gran escala fue el stock G1 originario de Tokio, Japón 9,22. También se discuten brevemente otras escalas de métodos de cría, como el uso de viales o recipientes pequeños para ambos grupos.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

1. Métodos para la cría en laboratorio a pequeña escala de G3 Ganaspis brasiliensis

  1. Prepare la dieta del anfitrión.
    1. Agregue 600 ml de agua destilada a un recipiente de vidrio de 1,500 ml y caliente el agua en una placa caliente.
    2. Añadir 88,6 g de dieta seca disponible comercialmente (a base de agar, levadura de cerveza, harina de maíz, metilparabeno y sacarosa) o preparar la dieta utilizando la fórmula publicada por Dalton et al.28 (véase el paso 2.1.2).
    3. Agregue 300 ml de agua destilada a la dieta seca y revuelva bien la mezcla de la dieta.
    4. Agregue la mezcla al agua hirviendo.
    5. Deje que la dieta líquida en la placa caliente hierva durante 10 minutos mientras agita periódicamente la mezcla para evitar que se queme.
    6. Deje que la dieta se enfríe a temperatura ambiente durante 30 minutos mientras la agita ocasionalmente para distribuir la liberación de calor de manera uniforme y evitar que la dieta se solidifique en la superficie.
    7. Mida 6,7 ml de EtOH al 95% en un recipiente y 3,5 ml de solución de ácido propiónico al 1 M en otro recipiente.
    8. Una vez que la dieta se haya enfriado, agregue el EtOH y luego la solución de ácido propiónico, revolviendo bien después de cada adición.
    9. Prepare los arándanos (comprados en el mercado local) enjuagándolos en agua fría, luego en una solución de blanqueador de hipoclorito de sodio (diluido al 5%) y agua fría nuevamente.
    10. Seque la fruta con una toalla de papel y macháquela manualmente hasta que la piel de cada fruta se rompa y los jugos y la pulpa de la fruta queden expuestos.
    11. Agregue 25-30 g de puré de arándanos a cada matraz de 250 ml. Toque los lados del matraz para asegurarse de que la parte inferior interior del matraz esté cubierta con una capa uniforme de puré de arándanos.
    12. Vierta la dieta preparada en cada matraz para que solo cubra la parte superior del puré de arándanos.
    13. Agregue tapones de espuma a los cuellos de los matraces y permita que la dieta se solidifique a temperatura ambiente (Figura 1).
    14. Una vez que la dieta se haya solidificado, úselo inmediatamente o guárdelo a 5 ° C durante un máximo de 3 semanas.
  2. Anfitrión trasero Drosophila suzukii.
    1. Retire la dieta almacenada del refrigerador y permita que se equilibre a la temperatura ambiente, o use una dieta recién hecha.
    2. Corta un trozo de toalla de papel absorbente (por ejemplo, 5 cm x 20 cm) y górtalo en el centro. Coloque la sección central retorcida de la toalla de papel en el matraz (Figura 1).
    3. Humedezca la toalla de papel y la superficie de la dieta con agua destilada para retener la humedad.
    4. Transfiera las moscas adultas sexualmente maduras de los matraces de mosca de la colonia actual a un nuevo matraz de dieta retirando cuidadosamente el tapón del matraz viejo e invirtiendo rápidamente el matraz y alineando la abertura del matraz viejo con el nuevo matraz.
    5. Toque suavemente el lado del matraz viejo para inducir a las moscas a caer en el nuevo matraz. Asegúrese de que haya ~ 25-30 pares de apareamiento de D. suzukii en el nuevo matraz. Una vez que haya suficientes moscas en el nuevo matraz, voltee rápidamente el matraz viejo en posición vertical y reemplace los tapones en ambos matrazs.
    6. Repita las transferencias de moscas hasta que no queden moscas en los frascos viejos. Si es necesario, combine o recoja moscas de más de un matraz viejo en un matraz nuevo para asegurarse de que haya suficientes moscas (20-30 pares) por matraz.
    7. Mantenga los nuevos matraces después de una semana de exposición a moscas adultas en condiciones adecuadas (21 ° C, 16 L: fotoperíodo 8 D, 60% -80% de humedad relativa [RH%]) en una cámara ambiental durante 3 semanas para la emergencia de moscas.
  3. Exponer las larvas del huésped a los parasitoides.
    1. Tome un matraz (ver paso 1.2.7) que contenga huevos de mosca y larvas después de retirar las moscas adultas y la toalla de papel retorcida del matraz.
    2. Doble un trozo de toalla de papel absorbente por la mitad y colóquelo en el matraz como sustrato de pupación para las larvas parasitadas.
    3. Aspirar seis pares femeninos y masculinos de G3 G. brasiliensis en cada matraz (Figura 1). Raye una capa delgada de miel en la parte inferior del tapón de espuma.
    4. Deje los parasitoides en el matraz durante 5 días.
    5. Después de una exposición de 5 días, retire los parasitoides y mantenga los matraces en las condiciones descritas anteriormente en una cámara ambiental durante 35 días hasta la emergencia esperada de la avispa.
  4. Recolectar y almacenar parasitoides adultos.
    1. Durante la segunda y tercera semana de incubación, revise los matraces semanalmente para detectar la emergencia temprana del huésped y retire las moscas adultas.
    2. Una vez que los parasitoides adultos comienzan a emerger, aspirarlos tres veces por semana y mantenerlos en viales de drosophila (por ejemplo, 2,5 cm x 9,5 cm) (Figura 1).
    3. Coloque un pequeño trozo de toalla de papel humedecido, pero no saturado, con agua destilada en la parte inferior del vial.
    4. Agregue ~ 60 parasitoides a cada vial y etiquete el vial con las fechas de emergencia. Raye una capa delgada de miel en la parte inferior del tapón de espuma, dos veces por semana. Guarde los viales con parasitoides adultos en las condiciones descritas anteriormente en la cámara ambiental hasta por un mes si no se usa antes.
    5. Vuelva a colocar el papel en el vial una vez cada 4-7 días o reemplace la toalla de papel si hay signos de moho.

2. Métodos para la cría a gran escala de G1 Ganaspis brasiliensis

  1. Implementar una cría a gran escala del huésped Drosophila suzukii.
    1. Trasera D. suzukii dentro de jaulas grandes cubiertas de malla de punto (por ejemplo, 50 cm x 50 cm x 100 cm) cada una conteniendo 1.500-2.000 moscas adultas sexualmente maduras (proporción de sexos 50:50) (Figura 2).
    2. Prepare el Drosophila Medium estándar (SDM) hirviendo todos los ingredientes (6 g de agar bacteriológico, 75 g de harina de maíz, 17 g de levadura nutricional, 15 g de sacarosa, 10 g de harina de soja, 10 ml de ácido propiónico) en 1 L de agua destilada durante 10 min mientras agita periódicamente la mezcla para evitar que se queme28.
    3. Deje que la mezcla se enfríe durante 5 minutos y agregue 5 g de ácido ascórbico.
    4. Vierta el SDM recién cocido en placas de Petri de 9 cm y deje que el medio se solidifique a temperatura ambiente antes de cerrar los platos.
    5. Apilar las placas de Petri SDM, envolver la pila con papel de aluminio y almacenar los platos a 4 °C durante un máximo de 2 semanas.
    6. Dentro de cada jaula de cría, coloque un plato con algodón empapado en agua y de cuatro a seis placas de Petri con SDM (Figura 2).
    7. Dos veces por semana, reemplace las placas de Petri SDM infestadas por otras frescas.
    8. Coloque las placas de Petri SDM infestadas sin tapas individualmente en vasos de plástico (13,3 cm de diámetro o 800 ml), cierre cada taza con una cubierta de malla fina (<0,5 mm) e incube durante 12-15 días a 23 ° C y 75% HR (Figura 2).
    9. Transfiera a los adultos D. suzukii recién nacidos de los vasos de plástico a las jaulas de cría.
  2. Prepare las larvas del huésped.
    1. Enjuague los arándanos en agua fría durante 1 minuto y remoje las frutas en un recipiente lleno de una solución de lejía (diluida al 5%) durante 3 minutos.
    2. Escurra la solución de lejía y llene el recipiente con agua fría para enjuagar los arándanos. Mezclar suavemente a mano durante al menos 30 s.
    3. Repita el paso 2.2.2 con agua dulce al menos tres veces para eliminar los residuos de lejía y otros artrópodos (por ejemplo, ácaros, trips) que puedan estar presentes en la fruta.
    4. Coloque la fruta en una bandeja con varias capas de toallas de papel absorbentes e incline cuidadosamente la bandeja hacia adelante y hacia atrás, enrollando las bayas para secarlas.
    5. Preparar varias placas de Petri de 9 cm (ya sea la mitad superior o inferior, boca arriba) y rellenar cada una con los arándanos lavados (15-25 frutas por plato dependiendo del tamaño de la fruta).
    6. Durante las últimas horas de la tarde, exponga las placas de Petri a las moscas adultas sexualmente maduras dentro de las jaulas de cría del huésped (consulte el paso 2.1) y déjelas durante la noche.
    7. A la mañana siguiente, retire las placas de Petri de las jaulas de cría del huésped soplándolas suavemente o golpeándolas para desalojar las moscas de las frutas y use la fruta infestada para la cría de parasitoides (ver paso 2.4).
  3. Implementar una cría de parasitoides a gran escala.
    1. Use dos tipos de jaulas para criar el parasitoide: una para el parasitismo y otra para la emergencia de avispas.
    2. Asegúrese de que la jaula de parasitismo sea cúbica (por ejemplo, 45 cm cada lado) con un panel de plástico transparente en la parte frontal para observar la actividad de los insectos, dos aberturas de manga de 18 cm en el panel frontal para la adición o eliminación de insectos y el reemplazo de material alimenticio, y redes finas de poliéster (por ejemplo, malla de 96 x 26) en la parte superior y los lados para la ventilación.
    3. Haga que la jaula de emergencia sea más pequeña (por ejemplo, 30 cm cada lado), con una sola abertura de manga en dos lados opuestos y un panel de plástico transparente en la parte frontal para mayor visibilidad (Figura 2).
    4. Asegúrese de que ambos tipos de jaulas tengan una cuerda delgada que cuelgue debajo del techo desde la cual suspender de uno a varios comederos (Figura 2).
      NOTA: Un alimentador consiste en un gran tapón de espuma cilíndrico (9 cm de diámetro) cubierto con gotas de miel dispersas, y se puede colocar en el piso de la jaula o colgar del techo de la jaula (Figura 2).
    5. Dentro de cada jaula, proporcione agua en un vial de drosophila de pared recta (2,5 cm x 9,5 cm) sellado con un tapón de acetato de celulosa (2,5 cm de diámetro) cada 5-7 días, dependiendo de la HR. Cuelgue el vial boca abajo del techo de la jaula (Figura 2).
  4. Exponga las larvas huésped a los parasitoides.
    1. Exponga la fruta infestada de huéspedes dentro de las placas de Petri a G1 G. brasiliensis inmediatamente después de la infestación nocturna de D. suzukii (ver paso 2.2.7).
    2. Deje las 10-15 placas de Petri de fruta infestada en la jaula de parasitación que contiene 1,500-2,000 avispas durante 2-3 días.
    3. Use vasos de plástico (13,3 cm de diámetro u 800 ml) con capas de papel absorbente en la parte inferior para recoger la fruta que contiene los huéspedes parasitados (Figura 2).
    4. Coloque las copas abiertas en la jaula de eclosión e incube durante al menos 28 días a 21 °C y 65% de HR (Figura 2).
    5. Durante la segunda y tercera semana de incubación, revise la jaula semanalmente para detectar la eclosión temprana del huésped y retire las moscas adultas para facilitar la recolección sucesiva de parasitoides.
    6. Al final de la cuarta semana de incubación, agregue un comedero y una fuente de agua a la jaula.
  5. Recolecte y almacene los parasitoides adultos.
    1. Una vez que comience la emergencia parasitoide, recoja una porción (10% -15%) de los adultos y transfiéralos de nuevo a la jaula de parasitismo para reemplazar a los viejos individuos improductivos.
    2. Recoger y almacenar los parasitoides restantes en vasos de plástico (13,3 cm de diámetro o 800 ml) (Figura 3A).
    3. Coloque un tubo (2 ml) lleno de agua y sellado con un rollo de algodón dental (1 cm x 3,8 cm) en la parte inferior de la taza (Figura 3A).
    4. Cierre la taza con una tapa modificada equipada con un tapón de espuma extraíble (3,5 cm de diámetro) como sustrato alimentador y un orificio cubierto de malla para la ventilación (Figura 3B).
    5. Agregue hasta 700 adultos a cada taza (proporción de sexos 50:50), etiquete la taza con la fecha de emergencia y guárdela en una cámara ambiental (17 ° C; 65% HR) hasta que se use, o hasta por 1 mes (Figura 3B).
  6. Envía los parasitoides adultos.
    1. Use tubos cónicos (50 ml) para enviar los parasitoides adultos.
    2. Perfore un orificio de ventilación (8 mm de diámetro) en la tapa y cúbralo con una red de malla fina (Figura 3C).
    3. Agregue un anillo de alimentación de acetato de celulosa en el interior de la tapa (Figura 3C).
    4. Prepare una solución de sacarosa saturada con agua destilada, aplique unas gotas en el anillo de alimentación y deje que absorba el líquido.
    5. Coloque un trozo de toalla de papel absorbente en forma de abanico dentro del tubo (Figura 3D).
    6. Agregue ~ 200 parasitoides adultos a cada tubo y coloque los tubos en un contenedor de envío aislado junto con bolsas de hielo.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

La Figura 4 muestra resultados representativos de la cría en laboratorio a pequeña escala de G3 Ganaspis brasiliensis utilizando dos densidades parasitoides diferentes (seis o 10 pares) y dos tiempos de exposición diferentes (5 o 10 días) en la instalación de cuarentena de la Unidad de Introducción de Insectos Beneficiosos del USDA-ARS (Newark, Delaware). Hubo 14 réplicas para cada combinación de densidad parasitoide y tiempo de exposición. En total, los 64 matraces produjeron 4.018...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

La investigación a largo plazo y las posteriores liberaciones de campo de un agente de control biológico dependen de la disponibilidad de técnicas de cría eficaces y económicas. Los métodos descritos en este estudio han demostrado ser protocolos eficientes para la cría a pequeña y gran escala de Ganaspis brasiliensis. El protocolo de cría a pequeña escala se ha desarrollado durante varios años para optimizar la cantidad de mano de obra y reducir el equipo especializado necesario para mantener las colonias parasi...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Agradecimientos

Los autores agradecen a Lukas Seehausen y Marc Kenis (CABI, Suiza) por proporcionar amablemente G1 G. brasiliensis. El financiamiento en Italia fue proporcionado por la Provincia Autonoma di Trento, Trento, Italia, y en los Estados Unidos por el Instituto Nacional de Alimentos y Agricultura, el premio de la Iniciativa de Investigación de Cultivos Especializados del USDA (# 2020-5118-32140), el Servicio de Inspección de Sanidad Animal y Vegetal del USDA (Farm Bill, fondo 14-8130-0463) y los fondos base del ARS CRIS del USDA (proyecto 8010-22000-033-00D). El USDA es un proveedor y empleador de igualdad de oportunidades y no respalda los productos mencionados en esta publicación.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Levadura seca activaLevadura de Fleischmanns, Cincinatti, OH, EE. UU. NingunoSe utiliza para cubrir la fruta para reducir el crecimiento de moho y mejorar la atracción de frui hacia las moscas
Agar bacteriológicoMerk Life Science S.r.l., Milán, ItaliaA1296 - 5KGSe utiliza para preparar la solución estándar de blanqueador medio de Drosophila
Clorox Company, Oakland, CA, EE. UU. NingunoSe utiliza para desinfectar la pulpa de la fruta
Tapón azulAzer Scientific, Morgantown, PA, EE. UUES3837Se utiliza para sellar el tubo y permitir la ventilación de los insectos
BlueberriesGrocery Store, Newark, DE, EE. UUNingunoSe proporciona como fruta huésped para las moscas (también se pueden usar otras frutas)
Jaula de cría de insectos BugDorm (W24.5 x D24.5 x H63.0 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwán4E3030Utilizado para la cría de parasitoides (jaula de parasitismo)
Jaula de cría de insectos BugDorm (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E4590Utilizado para la cría de moscas
Jaula de cría de insectos BugDorm (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwán4E4545Utilizado para la cría de parasitoides (jaula de eclosión)
Alambre de gallinero (0.64 cm, Calibre 19)Everbilt, OH, EE. UU. 308231EBSe utiliza para levantar la fruta y permitir la máxima oviposición
parasitoides Tienda, Trento, TN, ItaliaNingunoSe utiliza para preparar el rollo de algodón dental Drosophila Medium estándar
(1 x 3,8 cm)Gima S.p.A., Gessate, MI, Italia35000Se utiliza para proporcionar agua a los parasitoides dentro del contenedor de almacenamiento
Dietade DrosophilaFrontier Scientific, Newark, DE, EE. UUTF1003Dieta personalizada utilizada para criar moscas
Frasco de Drosophila estrecho, poliestireno (2,5 x 9,5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US75813-160Se utiliza para proporcionar agua a los parasitoides dentro de la jaula
Tapones de viales de Drosophila, acetato de celulosa (2,5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US89168-886Se utiliza para proporcionar agua a los parasitoides dentro de la jaula
Matraz Erlenmeyer (250 mL)Carolina Biological, Burlington, Carolina del Norte, EE. UU. 731029Se utiliza para la cría de moscas y parasitoides
Tubo de centrífuga estilo halcón (50 ml)VWR International, LLC., Radnor, PA, EE. UU. VWRI525-0611Modificado para enviar parasitoides adultos Tapón
espumaJaece Industries, North Tanawanda, NY, EE. UUL800-CSe utiliza para sellar los matraces y permitir la ventilación de los insectos
HoneyGrocery Store, Newark, DE, EE. UUNingunoSe proporciona como alimento para los parasitoides
Tapón de espuma de plástico Identi-PlugFisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, EE. UU. 14-127-40ESe utiliza como alimentador de parasitoides y para sellar el contenedor de almacenamiento
Toalla de papel industrialTienda de comestibles, Newark, DE, EE. UUNingunoSe proporciona como sustrato de pupación para las pupas y humedad mitigada
Tejido de malla de micras (250 mL)Malla industrial, Maple Grove, MN, EE. UUWN0250-72Se utiliza para hacer tapas de ventilación para insectos
Levadura nutricional (copos)Tiendacomestibles, Trento, TN, ItaliaNingunoSe utiliza para preparar el posavasos de papel mediano estándar de Drosophila
(10,2 cm)Hoffmaster, WI, EE. UU35NG26Proporcionado como sustrato de pupación para moscas y pupas
parsitizadasVaso de plástico (Ø 13,3 cm, 800 mL)Berry Superfos, Taastrup, DinamarcaUnipak 5134Modificado para almacenar parasitoides adultos
Tapa de plástico (Ø 13,3 cm)Berry Superfos, Taastrup, DinamarcaPP 2830Modificado para almacenar parasitoides adultos
Ácido propiónicoMerk Life Science S.r.l., Milán, ItaliaP1386 - 1LSe utiliza para preparar la Drosophila Medium
SacarosaestándarTienda de comestibles, Trento, TN, ItaliaNingunoSe utiliza para preparar el vaso de sopa mediano estándar de Drosophila
con tapa (475 mL)StackMan, VietnamDC1648Se utiliza para que las larvas parasitadas pupan
Harina de sojaTienda de comestibles, Trento, TN, ItaliaNingunoSe utiliza para preparar la arandela de fieltro blanco medio estándar de Drosophila
(0,64 cm de grosor, 5 mm de diámetro interno x 20 mm de diámetro exterior)Quiklok, Lincoln, NH, USWFW/.25 x 5 x 20 mmUtilizado como anillo de alimentación para parasitoides
. . de de comestibles de harina de maíz. de. . . . de .

Referencias

  1. Asplen, M. K., et al. Invasion biology of spotted wing drosophila (Drosophila suzukii): a global perspective and future priorities. Journal of Pest Science. 88 (3), 469-494 (2015).
  2. Tait, G., et al. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae): A decade of research towards a sustainable integrated pest management program. Journal of Economic Entomology. 114 (5), 1950-1974 (2021).
  3. Kirschbaum, D. S., Funes, C. F., Buonocore-Biancheri, M. J., Suárez, L., Ovruski, S. M. The biology and ecology of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Drosophila suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 41-92 (2020).
  4. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Buffington, M. L., Hoelmer, K. A. Biological control of Drosophila suzukii. CAB Reviews. 15, 054(2020).
  5. Lee, J. C., et al. Biological control of spotted-wing drosophila (Diptera: Drosophilidae): Current and pending tactics. Journal of Integreated Pest Management. 10 (1), 13(2019).
  6. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Hoelmer, K. A. Biological control of spotted-wing drosophila: An update on promising agents. Drosophilia suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 143-167 (2020).
  7. Daane, K. M., et al. First exploration of parasitoids of Drosophila suzukii in South Korea as potential classical biological agents. Journal of Pest Science. 89 (3), 823-835 (2016).
  8. Giorgini, M., et al. Exploration for native parasitoids of Drosophila suzukii in China reveals a diversity of parasitoid species and narrow host range of the dominant parasitoid. Journal of Pest Science. 92 (2), 509-522 (2019).
  9. Girod, P., et al. The parasitoid complex of D. suzukii and other fruit feeding Drosophila species in Asia. Scientific Reports. 8 (1), 11839(2018).
  10. Kacsoh, B. Z., Schlenke, T. A. High hemocyte load is associated with increased resistance against parasitoids in Drosophila suzukii, a relative of D. melanogaster. PLoS ONE. 7 (4), 34721(2012).
  11. Buffington, M. L., Forshage, M. Redescription of Ganaspis brasiliensis (Ihering, 1905), new combination (Hymenoptera: Figitidae), a natural enemy of the invasive Drosophila suzukii (Matsumura, 1931)(Diptera: Drosophilidae). Procedings of the Entomoogical Society of Washington. 118 (1), 1-13 (2016).
  12. Biondi, A., et al. Innate olfactory responses of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae)towards fruits infested by the invasive spotted wing drosophila. Journal of Insect Behavior. 30 (5), 495-506 (2017).
  13. Biondi, A., Wang, X. G., Daane, K. M. Host preference of three Asian larval parasitoids to closely related Drosophila species: implications for biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (2), 273-283 (2021).
  14. Girod, P., Rossignaud, L., Haye, T., Turlings, T. C. J., Kenis, M. Development of Asian parasitoids in larvae of Drosophila suzukii feeding on blueberry and artificial diet. Journal of Applied Entomology. 142 (5), 483-494 (2018).
  15. Wang, X. G., Nance, A. H., Jones, J. M. L., Hoelmer, K. A., Daane, K. M. Aspects of the biology and reproductive strategy of two Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 121, 58-65 (2018).
  16. Wang, X. G., Biondi, A., Daane, K. M. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Economic Entomology. 113 (1), 73-80 (2020).
  17. Wang, X. G., et al. Assessment of Asobara japonica as a potential biological control agent for the spotted wing drosophila, Drosophila suzukii. Entomologia Generalis. 41, 1-12 (2021).
  18. Hougardy, E., Hogg, B. N., Wang, X. G., Daane, K. M. Comparison of thermal performances of two Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Biological Control. 136, 104000(2019).
  19. Wang, X. G., Hogg, B. N., Hougardy, E., Nance, A. H., Daane, K. M. Potential competitive outcomes among three solitary larval endoparasitoids as candidate agents for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 130, 18-26 (2019).
  20. Daane, K. M., Biondi, A., Wang, X. G., Hogg, B. A. Potential host ranges of three Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (4), 1171-1182 (2021).
  21. Girod, P., et al. Host specificity of Asian parasitoids for potential classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 91 (4), 1241-1250 (2018).
  22. Seehausen, M. L., et al. Evidence for a cryptic parasitoid species reveals its suitability as a biological control agent. Scientific Reports. 10 (1), 19096(2020).
  23. Nomano, F. Y., et al. Genetic differentiation of Ganaspis brasiliensis (Hymenoptera: Figitidae) from East and Southeast Asia. Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 429-437 (2017).
  24. Kasuya, N., Mitsui, H., Ideo, S., Watada, M., Kimura, M. T. Ecological, morphological and molecular studies on Ganaspis individuals (Hymenoptera: Figitidae) attacking Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Applied Entomology and Zoology. 48 (1), 87-92 (2013).
  25. Matsuura, A., Mitsui, H., Kimura, M. T. A preliminary study on distributions and oviposition sites of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) and its parasitoids on wild cherry tree in Tokyo, central Japan. Applied Entomology and Zoology. 53 (1), 47-53 (2018).
  26. Abram, P. K., et al. New records of Leptopilina, Ganaspis, and Asobara species associated with Drosophila suzukii in North America, including detections of L. japonica and G. brasiliensis. Journal of Hymenoptera Research. 78, 1-17 (2020).
  27. Puppato, S., Grassi, A., Pedrazzoli, F., De Cristofaro, A., Ioriatti, C. First report of Leptopilina japonica in Europe. Insects. 11 (9), 611(2020).
  28. Dalton, D. T., et al. Laboratory survival of Drosophila suzukii under simulated winter conditions of the Pacific Northwest and seasonal field trapping in five primary regions of small and stone fruit production in the United States. Pest Managagement Science. 67 (11), 1368-1374 (2011).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Crianza de ParasitoidesM todos de Crianza MasivaPreparaci n de la Dieta del Hu spedJaula de ParasitismoEmergencia de AvispasControl de Plagas InvasorasPlagas de Frutos Rojos
Métodos para la cría del parasitoide Ganaspis brasiliensis, un prometedor agente de control biológico para la Drosophila suzukii invasora
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.