Los métodos inmunoquímicos establecidos para medir los transmisores de péptidos in vivo se basan en la microdiálisis o la extracción de líquido a granel para obtener la muestra para su análisis fuera de línea. Sin embargo, estos sufren de limitaciones espaciotemporales. El presente protocolo describe la fabricación y aplicación de un biosensor de inmunosonda capacitiva que supera las limitaciones de las técnicas existentes.
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Artículo de método
Medición in vivo resuelta en el tiempo de la dinámica de neuropéptidos mediante inmunosonda capacitiva en corazón porcino
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Resumen
Resumen
La capacidad de medir biomarcadores in vivo relevantes para la evaluación de la progresión de la enfermedad es de gran interés para las comunidades científica y médica. La resolución de los resultados obtenidos de los métodos actuales de medición de ciertos biomarcadores puede tardar varios días o semanas en obtenerse, ya que pueden tener una resolución limitada tanto espacial como temporalmente (por ejemplo, microdiálisis del compartimento fluido del líquido analizado por ensayo de inmunoabsorción ligado a enzimas [ELISA], cromatografía líquida de alto rendimiento [HPLC] o espectrometría de masas); por lo tanto, su orientación de diagnóstico y tratamiento oportunos se interrumpe. En el presente estudio, se informa de una técnica única para detectar y medir transmisores de péptidos in vivo mediante el uso de un biosensor de inmunosonda capacitiva (sonda IC). Se describe el protocolo de fabricación y caracterización in vitro de estas sondas. Se proporcionan mediciones de la liberación in vivo del neuropéptido Y (NPY) evocado por estimulación simpática. La liberación de NPY se correlaciona con la liberación simpática de norepinefrina como referencia. Los datos demuestran un enfoque para la medición rápida y localizada de neuropéptidos in vivo. Las aplicaciones futuras incluyen la evaluación intraoperatoria en tiempo real de la progresión de la enfermedad y el despliegue mínimamente invasivo de estas sondas basadas en catéteres.
Introducción
Varios métodos químicos para detectar y cuantificar biomarcadores se utilizan rutinariamente tanto en la química de proteínas como en el diagnóstico clínico, particularmente en diagnósticos de cáncer y la evaluación de la progresión de la enfermedad cardiovascular. Actualmente, métodos como la cromatografía líquida de alto rendimiento (HPLC), el ensayo de inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA) y la espectrometría de masas se basan en la recolección de muestras del compartimento vascular 1,2,3 por extracción de líquido a granel o del compartimento intersticial por microdiálisis. La microdiálisis emplea un tubo de membrana semipermeable de longitud conocida que se coloca en una región de interés. El líquido de recolección se perfunde a través del tubo durante varios minutos4 para recoger la muestra para el análisis5, limitando así la resolución temporal. De esta manera, las muestras recolectadas solo proporcionan un valor promedio a lo largo del tiempo del microambiente local y están limitadas por la tasa de perfusión y la recolección de suficiente volumen de muestra. Además, estos métodos requieren la puesta en común de datos experimentales y el promedio de señales; por lo tanto, pueden no tener en cuenta la variabilidad entre los sujetos. Es importante destacar que el tiempo entre la recolección de muestras y el posterior análisis fuera de línea impide la intervención clínica y terapéutica inmediata.
En el presente protocolo, se describe el uso de un biosensor de inmunosonda capacitiva (sonda CI) para la detección eléctrica resuelta en el tiempo de péptidos bioactivos específicos. El neuropéptido Y (NPY), liberado de las neuronas simpáticas post-ganglionares que inervan la vasculatura, el endocardio, los cardiomiocitos y los ganglios intracardíacos, es un importante transmisor peptídico neuromodulador en el sistema cardiovascular 6,7,8,9. El método presentado aquí está diseñado para medir NPY, y la viabilidad experimental se demuestra en un modelo de corazón porcino. Sin embargo, este enfoque se aplica a cualquier péptido bioactivo para el que se disponga de un anticuerpo selectivo10. Este método se basa en la unión capacitiva entre una sonda de alambre de platino y el fluido conductor en la punta funcionalizada11,12. En esta aplicación, la interacción fue mediada a través de un anticuerpo contra el neuropéptido objetivo (NPY), que se unió a la punta del electrodo, interactuando con el ambiente del fluido conductor. Esta funcionalización se logró mediante electrodeposición de polidopamina reactiva en la punta de la sonda de alambre de platino10,13.
Cuando la sonda funcionalizada con anticuerpos se coloca en una región de interés in vivo, la liberación endógena evocada de NPY conduce a la unión a los anticuerpos de captura en la punta de la sonda, y el fluido conductor en la superficie del electrodo es desplazado por la proteína NPY. La alteración local en el entorno eléctrico resulta en el desplazamiento de fluido de alta movilidad y alta dieléctrico con una molécula inmóvil y cargada estáticamente. Esto altera la interfaz electrodo-fluido y, por lo tanto, su capacitancia, que se mide como un cambio en la corriente de carga en respuesta a un potencial de comando de función de paso. Se emplea un potencial de "reinicio" negativo inmediatamente después de cada ciclo de medición individual para repeler el NPY unido del anticuerpo a través de la interacción electrostática, despejando así los sitios de unión de anticuerpos para rondas posteriores de medición10. Esto permite efectivamente la medición de NPY de una manera resuelta en el tiempo. La técnica única de IC supera las limitaciones de los métodos inmunoquímicos basados en microdiálisis descritos anteriormente para medir los niveles de biomarcadores dinámicos de un solo experimento sin agrupación de datos o promedio de señales en varios experimentos9, proporcionando datos casi en tiempo real. Además, la capacidad de adaptar este método a cualquier biomarcador de interés para el que exista un anticuerpo apropiado en una escala resuelta y localizada proporciona un gran avance técnico en la medición inmunoquímica para la evaluación de la progresión de la enfermedad y la orientación de intervenciones terapéuticas.
El software para la adquisición y el análisis de datos fue escrito a medida en IGOR Pro (un entorno de software totalmente interactivo). Un sistema de convertidor analógico a digital (A / D) emitió un voltaje de comando bajo control de computadora y adquirió datos de un amplificador personalizado. El amplificador poseía ciertas características únicas. Estos incluían una resistencia de retroalimentación (conmutable) para cada uno de los cuatro canales de adquisición, lo que permitía elegir circuitos de abrazadera de voltaje de retroalimentación de 1 MOhm o 10 MOhm para integrar la variabilidad del electrodo. También se construyó una unidad de etapa con un solo cabezal y un circuito mutuo de tierra / referencia para los cuatro canales de adquisición para colocar el dispositivo cerca del cofre en un solo módulo físico. Se utilizó una configuración de resistencia de retroalimentación de 1 MOhm para recopilar todos los datos informados.
Los ajustes de filtro y ganancia se telegrafiaron desde el amplificador y se registraron dentro del archivo de datos. Los datos se filtraron a 1 kHz a través de un filtro Bessel analógico de 2 polos digitalizado a 10 kHz. La diferencia de potencial entre la sonda y la solución conductora circundante crea una capa capacitiva de Helmholtz en la punta de la sonda. La unión del ligando al anticuerpo en la punta de la sonda da como resultado una carga local alterada y, por lo tanto, un cambio en la capacitancia de Helmholtz. Este cambio en el componente capacitivo del circuito da como resultado un cambio en la magnitud de la carga inyectada requerida para llevar la sonda al potencial en el protocolo de voltaje de función paso a paso. Por lo tanto, la unión de un ligando específico a la sonda funcionalizada resulta en una alteración en la medición de la capacitancia del electrodo como un cambio en la corriente capacitiva máxima.
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Protocolo
Todos los experimentos con animales fueron aprobados por el Comité de Investigación Animal de la Universidad de California, Los Ángeles y se realizaron siguiendo las pautas establecidas por la Guía de los Institutos Nacionales de Salud para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (8ª edición, 2011). Se utilizaron cerdos Yorkshire machos adultos de aproximadamente 75 kg para estudios in vivo 10.
1. Fabricación y funcionalización de inmunosondas capacitivas
- Corte una longitud de 25 cm de alambre de platino recubierto de perfluoroalcoxi (PFA) (consulte la Tabla de materiales) y retire aproximadamente 5 mm de recubrimiento de PFA de un extremo con un bisturí, teniendo cuidado de no cortar el alambre de platino.
- Inserte el extremo pelado del cable de platino en un pasador de conector macho de 1 mm chapado en oro y engarce los dientes del pasador del conector alrededor del extremo pelado del cable de platino con alicates de nariz de aguja (consulte la Tabla de materiales).
- Suelde el cable de platino al pin del conector chapado en oro. Tenga cuidado de no usar una cantidad excesiva de soldadura.
- Prepare la solución de dopamina disolviendo 50 mg de dopamina HCl en 50 ml de solución salina tamponada con fosfato de 10 mM (PBS, pH 6.0) agitando.
- Una vez que la dopamina esté completamente disuelta, coloque la punta del alambre de platino en el recipiente que contiene el PBS recién hecho suplementado con dopamina. Conecte un pin de conector dorado en un canal del cabezal (consulte la Tabla de materiales).
- Conecte el electrodo de disco AgCl (electrodo de tierra, consulte la Tabla de materiales) al canal de tierra en el escenario principal. Coloque el disco AgCl en el recipiente que contiene PBS suplementado con dopamina y alambre de platino; tenga cuidado solo de sumergir el electrodo de disco y no cualquier longitud del cable o soldadura. Conecte una derivación de cable en los canales de referencia del estadio antes de continuar.
- Abra el software interactivo de adquisición de datos (consulte la Tabla de materiales). Preparar un protocolo de potencial de comando de electrodeposición de diente de sierra con los siguientes parámetros: potencial de inicio = −0.6 V; potencial final = +0,65 V; velocidad de escaneo = 0.04 V∙s-1; duración de la deposición = 420 s. Comience el protocolo de deposición de polidopamina, asegurándose de que todos los cables estén conectados correctamente.
- Después de completar la deposición de polidopamina, retire el pellet de tierra AgCl y la punta del cable de platino del recipiente, teniendo cuidado de no molestar la punta del electrodo de alambre de platino. Coloque la punta del cable en un microtubo que contenga PBS (pH 7.4) durante 2-5 minutos mientras se prepara la solución de anticuerpos; asegúrese de que la punta del cable no entre en contacto con los lados o la parte inferior del microtubo.
NOTA: La solución de anticuerpos se puede hacer durante la deposición de polidopamina; sin embargo, no se debe omitir la transferencia del alambre de platino desde el vaso que contiene dopamina al microtubo de PBS después de la deposición de polidopamina. - Prepare la solución de anticuerpos. Combine el anticuerpo de interés con PBS (pH 7.4) en una proporción de 1:20 en un recipiente de un tamaño apropiado (por ejemplo, un microtubo).
NOTA: El anticuerpo monoclonal anti-NPY (ver Tabla de Materiales) utilizado aquí fue aludido a 1 mg/ml; un ejemplo de preparación de anticuerpos aquí sería 4 μL de anticuerpo a 76 μL de PBS. - Remoje la punta depositada en polidopamina del electrodo de platino en solución de anticuerpos durante un mínimo de 2 h a temperatura ambiente, asegurando nuevamente que la punta del alambre de platino esté suspendida en solución y no descanse en la superficie interior del microtubo.
NOTA: La implementación reciente de esta técnica ha favorecido el uso del electrodo de alambre de platino inmediatamente después de este paso en lugar del almacenamiento húmedo o seco para su uso posterior. - Después de sumergirse en la solución de anticuerpos, enjuague brevemente la punta de inmunosonda capacitiva (sonda CI) recién funcionalizada en PBS (pH 7.4). La sonda ya está lista para su uso.
2. Configuración experimental para la detección y medición in vitro de péptidos
- Coloque la punta funcional de la sonda CI en la cámara de flujo, teniendo cuidado de no perturbar la punta del electrodo de ninguna manera, ya que hacerlo puede dañar la punta sensorial de la sonda.
NOTA: La cámara de flujo se creó vertiendo elastómero de silicona (ver Tabla de materiales) en un plato de cultivo de 35 mm con un relleno de espacio ovoide alargado en el centro del plato. Después del endurecimiento, la forma ovoide se elimina del elastómero. La cámara se sobrefunde con solución salina tamponada tris (TBS) y se permite un caudal de 3 ml / min. Asegúrese de que la entrada y la salida mantengan el nivel de líquido en la cámara de tal manera que no se observe ninguna acción de marea del superfusado. El flujo debe permanecer en su lugar mientras la sonda CI esté en uso. - Antes de la primera prueba experimental, realice una ejecución estándar TBS para condicionar la sonda CI. Configure el siguiente protocolo de voltaje de comando: potencial de paso positivo = +100 mV; potencial de paso negativo = −5 mV; duración del paso = 20 ms; duración de la adquisición = 600 s.
NOTA: Es importante permitir el equilibrio de la sonda durante la fase inicial del potencial de comando de ciclo antes de la adquisición de datos. - Crear una solución del péptido de interés utilizando el mismo TBS para mantener la composición del superfusado. Configure un sistema de colector donde el superfusato se pueda cambiar entre TBS y TBS suplementado con péptidos sin introducir burbujas en el sistema de tubos o la cámara de flujo.
NOTA: En el presente estudio se utilizó el péptido NPY porcino sintético (ver Tabla de Materiales). - Configure el protocolo de adquisición de datos de detección de péptidos utilizando los parámetros estándar de TBS (consulte el paso 2.2.).
NOTA: En esta implementación, la duración de cada prueba experimental fue de 360 s (120 s TBS, 120 s TBS suplementado con péptidos, 120 s TBS).
3. Adaptación de la sonda CI para uso in vivo
- Antes de la deposición de polidopamina (paso 1.7.), enhebrar la punta expuesta del electrodo de alambre de platino a través de una aguja hipodérmica de 22 G, dejando aproximadamente 2 mm más allá de la punta de la aguja. Usando fórceps, doble suavemente hacia atrás la punta del electrodo de alambre de platino, creando una "púa" que cuelga del extremo de la aguja hipodérmica.
- Retire suavemente la aguja de la punta de púas, dejando suficiente alambre para colocar en el recipiente sin que la aguja entre en contacto con el fluido. Continúe con los pasos 1.4.-1.11.
NOTA: Dependiendo de la configuración in vivo , puede ser necesario cortar una longitud de alambre de platino de más de 25 cm.
- Retire suavemente la aguja de la punta de púas, dejando suficiente alambre para colocar en el recipiente sin que la aguja entre en contacto con el fluido. Continúe con los pasos 1.4.-1.11.
- Antes de conectar la sonda CI al estadio principal, asegúrese de que toda la configuración eléctrica esté correctamente conectada a tierra. De lo contrario, puede introducir interferencias eléctricas no deseadas durante las grabaciones experimentales.
- Anestesiar a los animales siguiendo un informe publicado previamente10.
- Realizar cirugía para exponer la región de interés.
NOTA: En el presente estudio se realizó una esternotomía mediana para exponer el corazón. Consulte Kluge et al.10 para obtener detalles sobre la cirugía animal. - Retire suavemente la punta funcionalizada del enjuague PBS (paso 1.11.), envíe la aguja hidodérmica a la sonda C.I. de púas e implíquela suavemente en la región de interés antes de tapar el pasador del conector dorado en el escenario principal. Una vez implantada, retire la aguja hipodérmica, dejando el electrodo en su lugar.
NOTA: Para el presente estudio, la sonda se colocó en la pared lateral media del miocardio ventricular izquierdo10. - Después de garantizar una configuración eléctrica adecuada, continúe con los protocolos de prueba estándar y experimentales (paso 2.2. y paso 2.4.).
- Una vez finalizados los experimentos, sacrificar al animal siguiendo técnicas aprobadas institucionalmente.
NOTA: En el presente estudio, los animales son sacrificados bajo anestesia profunda mediante inducción de fibrilación ventricular10.
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Resultados
Fabricación y caracterización de electrodos
Se fabricó una inmunosonda capacitiva flexible (sondas CI), y en la Figura 1A se representa una imagen representativa. El potencial del electrodo se estableció mediante un circuito de abrazadera de voltaje controlado por computadora (Figura 1B), y el electrodo se sumergió en una solución de polidopamina hecha en PBS. La polidopamina se electrodespuso en la punta del electrodo conductor
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Discusión
El presente protocolo describe la fabricación y prueba de una inmunosonda capacitiva (sonda IC) capaz de detectar y medir biomarcadores de interés tanto en entornos in vitro como in vivo . La detección se logra atrapando el biomarcador en la punta del electrodo. El evento de atrapamiento altera la unión capacitiva entre una inmunosonda capacitiva de alambre de platino y el entorno del fluido conductor circundante, medido como un cambio en la corriente de carga en respuesta a un cambio potencial en la so...
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Divulgaciones
Los autores declaran que no hay conflictos de intereses, financieros o de otro tipo.
Agradecimientos
Agradecemos al Dr. Olu Ajijola (UCLA Cardiac Arrhythmia Center) por el apoyo experto para los experimentos in vivo . Este trabajo fue apoyado por NIH U01 EB025138 (JLA, CS).
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Electrodo de disco AgCl | Warner Instruments (Holliston, MA) | 64-1307 | |
| Anticuerpo monoclonal anti-NPY | Abcam, (Cambridge, MA) | ab112473 | |
| Amplificador multicanal personalizado/ 1 MΩ resistencia de retroalimentación multicanal headstage | NPI Electronic, (Tamm, Alemania) | NA | Basado en NPI VA-10M amplificador multicanal |
| Dopamina HCl | Sigma Aldrich (St. Louis, MO) | H8502-10G | |
| Pin de conector macho chapado en oro | AMP-TE Connectivity (Amplimite) | 6-66506-1 | |
| HEKA LIH 8+8 dispositivo analógico a digital/digital a analógico | HEKA Elektronik, (Holliston, MA) | Software | |
| Igor Pro, v. 7.08 | WaveMetrics, (Lake Oswego, OR) | El software que impulsa el potencial de comando y la adquisición de datos fue escrito a medida | |
| Bomba peristáltica digital estándar Masterflex L/S | Cole Palmer, (Vernon Hills, IL) | ||
| Alambre de platino recubierto de PFA | A-M Systems, (Sequim, WA) | 773000 | silicona de 0,005" de diámetro desnudo, 0,008" de diámetro recubierto |
| World Precision | Instruments (Sarasota, FL) | SYLG184 | |
| Péptido sintético de NPY porcino | Bachem (Torrance, CA) | ||
| Péptido sintético porcino NPY | Bachem (Torrance, CA) | 4011654 |
Referencias
- Chow, S. L., et al. Role of Biomarkers for the prevention, assessment, and management of heart failure: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 135 (22), 1054-1091 (2017).
- Goldstein, D. S. Adrenal responses to stress. Cellular and Molecular Neurobiology. 30 (8), 1433-1440 (2010).
- Ullman, B., Hulting, J., Lundberg, J. M. Prognostic value of plasma neuropeptide-Y in coronary care unit patients with and without acute myocardial infarction. European Heart Journal. 15 (4), 454-461 (1994).
- Farrell, D. M., et al. Angiotensin II modulates catecholamine release into interstitial fluid of canine myocardium in vivo. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 281 (2), 813-822 (2001).
- Ardell, J. L., Foreman, R. D., Armour, J. A., Shivkumar, K. Cardiac sympathectomy and spinal cord stimulation attenuate reflex-mediated norepinephrine release during ischemia preventing ventricular fibrillation. JCI Insight. 4 (23), 131648(2019).
- Franco-Cereceda, A., Lundberg, J. M., Dahlof, C. Neuropeptide Y and sympathetic control of heart contractility and coronary vascular tone. Acta Physiologica Scandinavica. 124 (3), 361-369 (1985).
- Habecker, B. A., et al. Molecular and cellular neurocardiology: development, and cellular and molecular adaptations to heart disease. The Journal of Physiology. 594 (14), 3853-3875 (2016).
- Hoang, J. D., Salavatian, S., Yamaguchi, N., Swid, M. A., Vaseghi, M. Cardiac sympathetic activation circumvents high-dose beta blocker therapy in part through release of neuropeptide Y. JCI Insight. 5 (11), 135519(2020).
- Rigel, D. F. Effects of neuropeptides on heart rate in dogs: comparison of VIP, PHI, NPY, CGRP, and NT. American Journal of Physiology. 255, 311-317 (1988).
- Kluge, N., et al. Rapid measurement of cardiac neuropeptide dynamics by capacitive immunoprobe in the porcine heart. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 320 (1), 66-76 (2021).
- Berggren, C., Bjarnason, B., Johansson, G. Capacitive biosensors. Electroanalysis. 13 (3), 173-180 (2001).
- Prodromidis, M. I. Impedimetric immunosensors-A review. Electrochimica Acta. 55 (14), 4227-4233 (2010).
- Lee, H., Dellatore, S. M., Miller, W. M., Messersmith, P. B. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science. 318 (5849), 426-430 (2007).
- Leszczyszyn, D. J., et al. Secretion of catecholamines from individual adrenal medullary chromaffin cells. Journal of Neurochemistry. 56 (6), 1855-1863 (1991).
- Pihel, K., Schroeder, T. J., Wightman, R. M. Rapid and selective cyclic voltammetric measurements of epinephrine and norepinephrine as a method to measure secretion from single bovine adrenal medullary cells. Analytical Chemistry. 66 (24), 4532-4537 (1994).
- Jaffe, E. H., Marty, A., Schulte, A., Chow, R. H. Extrasynaptic vesicular transmitter release from the somata of substantia nigra neurons in rat midbrain slices. The Journal of Neuroscience. 18 (10), 3548-3553 (1998).
- Walsh, P. L., Petrovic, J., Wightman, R. M. Distinguishing splanchnic nerve and chromaffin cell stimulation in mouse adrenal slices with fast-scan cyclic voltammetry. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 300 (1), 49-57 (2011).
- Wolfe, J. T., Wang, H., Perez-Reyes, E., Barrett, P. Q. Stimulation of recombinant Ca(v)3.2, T-type, Ca(2+) channel currents by CaMKIIgamma(C). The Journal of Physiology. 538, 343-355 (2002).
- Chan, S. A., et al. Fast in vivo detection of myocardial norepinephrine levels in the beating porcine heart. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 318 (5), 1091-1099 (2020).
- Chow, R. H., von Rüden, L. Single-Channel Recording, Second Edition. Sakmann, B., Neher, E. , Plenum Press. 245-275 (1995).
- Ren, Y., et al. Facile, high efficiency immobilization of lipase enzyme on magnetic iron oxide nanoparticles via a biomimetic coating. BMC Biotechnology. 11, 63(2011).
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Reimpresiones y permisos
