Artículo de método

Modelo en roedor de lesión por isquemia-reperfusión intestinal por oclusión de la arteria mesentérica superior

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DOI:

10.3791/64314

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20 de octubre de 2023

 ,  ,  , 
1Animal Surgery and Resources Core, National Heart, Lung, and Blood Institute, National Institutes of Health, 2College of Veterinary Medicine, Mississippi State University, 3Division of Veterinary Resources, Office of Research Services, National Institutes of Health

En este artículo

Resumen

Describimos cómo generar un modelo quirúrgico ampliamente utilizado de lesión por isquemia-reperfusión intestinal (IRI) en roedores. El procedimiento consiste en la oclusión de la arteria mesentérica superior seguida de la restauración del flujo sanguíneo. Este modelo es útil para los estudios que investigan las causas oclusivas de la IRI intestinal tanto en medicina veterinaria como humana.

Resumen

La lesión por isquemia-reperfusión intestinal (IRI) se asocia con una gran cantidad de afecciones tanto en la medicina veterinaria como en la humana. Las afecciones intestinales de la IRI, como el vólvulo de dilatación gástrica (GDV), la torsión mesentérica y los cólicos, se observan en animales como perros y caballos. Una interrupción inicial del flujo sanguíneo hace que los tejidos se vuelvan isquémicos. Aunque es necesaria para salvar el tejido viable, la reperfusión posterior puede inducir más lesiones. El principal mecanismo responsable de la IRI es la formación de radicales libres tras la reperfusión y la reintroducción de oxígeno en el tejido dañado, pero hay muchos otros componentes involucrados. Los efectos locales y sistémicos resultantes a menudo impiden un mal pronóstico.

La IRI intestinal ha sido objeto de una amplia investigación durante los últimos 50 años. Un modelo in vivo de roedores en el que la base de la arteria mesentérica superior (AME) está ligada temporalmente es el método más común utilizado para estudiar la IRI intestinal. Aquí, describimos un modelo de IRI intestinal utilizando anestesia con isoflurano en aire medicinal al 21% deO2 que produce lesiones reproducibles, como lo demuestra la histopatología consistente del intestino delgado. También se evaluó la lesión tisular en el colon, el hígado y los riñones.

Introducción

La lesión por isquemia-reperfusión (IRI) puede ocurrir en cualquier órgano e involucra dos componentes secuenciales. Un cese inicial del flujo sanguíneo hace que los tejidos afectados se vuelvan isquémicos y luego la reperfusión posterior induce una mayor lesión celular. El daño de la reperfusión a menudo excede el causado por la isquemia1. La fisiopatología de la IRI implica una compleja cascada de eventos, el más notable de los cuales es la formación de radicales libres tras la reintroducción de oxígeno, que ocurre durante la reperfusión2. La activación de las células inflamatorias y las citoquinas también juega un papel2. En los casos de IRI intestinal, la translocación bacteriana al torrente sanguíneo después de un daño endotelial puede conducir al síndrome de respuesta inflamatoria sistémica2. Si el daño debido a la IRI es lo suficientemente grave, los efectos sistémicos resultantes pueden conducir a una falla multiorgánica3.

Los casos de IRI intestinal se asocian a alta morbimortalidad 4,5,6. La IRI intestinal se asocia con muchas afecciones patológicas y procedimientos quirúrgicos tanto en medicina veterinaria como humana. En medicina veterinaria, los animales son especialmente propensos a las afecciones intestinales de la IRI, como el vólvulo de dilatación gástrica (GDV), la torsión mesentérica y los cólicos 7,8. En humanos, la IRI es un problema importante y frecuente en la cirugía de aneurisma de aorta abdominal, hernias estranguladas, isquemia mesentérica aguda, vólvulo, traumatismo, shock, enterocolitis necrotizante neonatal y resección o trasplante de intestino delgado9.

La mayoría de los estudios in vivo de IRI intestinal en roedores involucran la oclusión de la base de la arteria mesentérica superior (AME), la rama de la aorta abdominal que suministra sangre a la mayoría del intestino delgado y a la porción proximal del intestino grueso 10,11,12. A pesar del uso generalizado y la relativa simplicidad de este modelo, no se ha publicado un protocolo detallado con anestesia inhalante en aire medicinal con 21% deO2. La falta de un protocolo estándar plantea dificultades para los investigadores que no están familiarizados con el procedimiento e impide la coherencia entre los estudios. Demostramos los pasos necesarios para llevar a cabo el modelo quirúrgico de IRI intestinal en ratones Swiss Webster machos y hembras de 8-14 semanas de edad. Este modelo de IRI intestinal produce lesiones reproducibles, como lo demuestra una histopatología consistente.

Protocolo

Los procedimientos descritos aquí fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales del Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre de los Institutos Nacionales de Salud y se ajustan a las políticas descritas en la Política del Servicio de Salud Pública sobre el Cuidado y Uso Humanitario de Animales de Laboratorio, la Ley de Bienestar Animal y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio.

1. Configuración quirúrgica

  1. Siga los procedimientos asépticos. Ponte una máscara, una cubierta para el cabello y un mono limpio, bata de laboratorio o batas quirúrgicas.
  2. Prepare los siguientes materiales esterilizados: instrumentos quirúrgicos (ver Tabla de materiales), solución salina tibia, hisopos de algodón, gasas, grapas quirúrgicas, paños quirúrgicos y guantes. También obtenga cinta quirúrgica, que no necesita ser esterilizada. Esterilice los materiales con técnicas de esterilización en autoclave o con óxido de etileno.
  3. Coloque una manta de agua circulante caliente en el área de la cirugía y cúbrala con una toalla o paño estéril.
  4. Utilice un vaporizador de isoflurano de precisión, aire medicinal presurizado (21% deO2) y un circuito Bain sin reinhalación con un cono de nariz diseñado para que los ratones proporcionen anestesia quirúrgica.

2. Preparación de los animales

  1. Anestesiar al ratón en una cámara de inducción administrando isoflurano al 2%-4% con aire medicinal al 21% deO2 a razón de 0,5 L/min por cada litro de volumen de la cámara.
    NOTA: Es preferible utilizar aire medicinal al 21% deO2 sobre el 100% deO2 para este modelo en particular, ya que saturar la sangre conO2 puede interferir con el IRI.
  2. Retire el ratón de la cámara y muévalo a una superficie limpia separada del área de la cirugía. Colóquelo con un cono de nariz que suministre un 1,5 % de isoflurano con un 21 % de O2 de aire medicinal.
  3. Inyectar 1 mg/kg de buprenorfina por vía subcutánea en la zona cervicotorácica dorsal.
  4. Inyectar 200-600 UI/kg de heparina por vía intraperitoneal para prevenir la formación de trombos durante el período de oclusión.
  5. Aplique ungüento oftálmico en los ojos para prevenir daños en la córnea.
  6. Retire el vello del abdomen ventral con una maquinilla.
  7. Mueva el ratón sobre la manta de agua caliente en el área de la cirugía. Una vez más, colóquelo con un cono de nariz que administre isoflurano al 1,5% con aire medicinal al 21% deO2 para lograr un plano quirúrgico de anestesia.
  8. Coloque el ratón en decúbito dorsal y asegure las extremidades a la mesa con cinta quirúrgica.
  9. Controle la temperatura corporal del animal por vía rectal con un termómetro específico para roedores. Mantenga la temperatura corporal entre 36,5 ± 0,5 °C durante toda la cirugía.
  10. Desinfecte el abdomen ventral con una gasa estéril empapada en exfoliante de clorhexidina o exfoliante de povidona yodada, seguido de alcohol al 70%. Repite esta secuencia tres veces, alternando entre el exfoliante y el alcohol. Se debe usar un nuevo juego de uniformes médicos y gasas con alcohol cada vez.
    1. Aplique el exfoliante y el alcohol con movimientos circulares, comenzando con pequeños círculos en el centro del sitio quirúrgico y trabajando gradualmente hacia los bordes aumentando el tamaño de los círculos. Deseche la gasa una vez que se haya alcanzado el borde del sitio quirúrgico. No frote hacia atrás desde el borde hasta el centro.
  11. Realice una prueba de pellizco en los dedos de los pies (reflejo pedal) para asegurarse de que el animal esté completamente anestesiado.
  12. Ponte guantes estériles. Cubra asépticamente el sitio quirúrgico.

3. Cirugía e isquemia

  1. Haga una incisión abdominal de 3-5 cm en la línea media ventral en la piel con una hoja de bisturí # 15, diseccione la fascia muscular subyacente y refléquela lateralmente. Continúe la incisión a través de la pared abdominal a lo largo de la línea alba utilizando unas tijeras de microdisección o unas microtijeras con resorte y coloque un retractor en su posición.
  2. Coloque almohadillas de gasa estériles humedecidas con solución salina estéril tibia alrededor del área de operación.
  3. Retire el intestino delgado de la cavidad abdominal, gírelo cranealmente y hacia la izquierda del animal, y colóquelo sobre las almohadillas humedecidas. Coloque otra gasa humedecida sobre los pañuelos para evitar que se desequen. Gotee periódicamente solución salina estéril tibia sobre la gasa para mantener los tejidos húmedos.
  4. Aislar la AME, que se localiza ventral a la vena cava inferior, caudal a la arteria celíaca y craneal a la arteria renal.
    NOTA: La Figura 1 muestra la ubicación de la AME donde se aísla durante la cirugía. La AME normalmente se encuentra ventral a la vena cava inferior y se extiende hacia la derecha. Cuando los intestinos se exteriorizan y se voltean hacia la izquierda durante la cirugía, la AME se encuentra a la izquierda de la vena cava inferior.
  5. Coloque un clip microvascular atraumático a través de la base de la AME, donde se ramifica de la aorta abdominal, asegurándose de que el clip no ocluya la vena mesentérica superior.
  6. Verifique la isquemia del intestino delgado observando el cambio de color de rosa a blanco pálido y la pérdida de pulsación mesentérica.
  7. Devolver las vísceras a su posición original dentro de la cavidad abdominal durante el período isquémico. Retire el retractor y cubra la incisión con una gasa húmeda. Agregue periódicamente solución salina estéril tibia a la gasa para evitar la desecación y mantener la temperatura corporal.
  8. Después de un período de isquemia de 45 minutos (cuyo comienzo está marcado por la aplicación inicial de la pinza), retire la pinza oclusiva. Verifique el restablecimiento del flujo sanguíneo observando una pulsación mesentérica y color enrojecido.
  9. Aplique solución salina estéril tibia por vía intraperitoneal justo antes del cierre final para mantener una hidratación adecuada.
  10. Cerrar los músculos abdominales con una sutura de poliglactina 910 6-0. Administre bupivacaína (hasta 2 mg/kg) a lo largo de la línea de incisión muscular para aliviar el dolor. Cierre la piel con grapas quirúrgicas o pinzas para heridas.

4. Recuperación y reperfusión

  1. Vuelva a colocar el ratón en una cámara o jaula caliente sobre una manta de agua circulante, un calentador de manos u otra fuente de calor adecuada. Suministre 21% deO2 a un caudal de 0,5 L/min por cada litro de volumen de cámara. Deja que el ratón se recupere aquí durante 90 minutos. Vigile al ratón cada 5-10 minutos para detectar signos de dolor o angustia, como una postura encorvada, entrecerrar los ojos y renuencia a moverse.

5. Eutanasia y extracción de sangre

  1. Al final del período de recuperación de 90 minutos, regrese el ratón a la cámara de inducción y administre isoflurano al 2%-4% con 21% deO2 a razón de 0,5 L/min de volumen de la cámara para volver a inducir la anestesia completa.
  2. Transfiera al animal de regreso al área de cirugía y colóquelo con un cono de nariz que administre isoflurano al 2%-4% con 21% deO2 para lograr una anestesia profunda.
    NOTA: El CO2 no es un método de eutanasia apropiado para este procedimiento, ya que induce cambios fisiológicos que pueden interferir con la lesión isquémica o los analitos tisulares13.
  3. Vuelva a abrir la incisión de la línea media ventral y realice una hemorragia terminal recolectando la mayor cantidad de sangre posible de la vena cava abdominal con una aguja y una jeringa de 23 G. Espere recolectar entre 0,3 y 0,5 ml de sangre (menos en ratones que se han sometido a IRI, más en aquellos que recibieron laparotomía simulada).
    NOTA: El propósito de la hemorragia terminal es ayudar en la eutanasia humanitaria y recolectar y preservar sangre para futuras pruebas (es decir, química sérica, PCR, ELISA).
  4. Después de la extracción de sangre, la aorta abdominal se secciona para permitir una exanguinación completa.
  5. Realizar una luxación cervical o una toracotomía como medida secundaria para garantizar el éxito de la eutanasia.

6. Procesamiento de tejidos para histología

  1. Después de la eutanasia, recoja los tejidos deseados. Asegúrese de que el procesamiento del tejido se realice con prontitud, ya que la autólisis comienza inmediatamente después de la muerte14,15.
    1. Intestinos: Recoge toda la longitud del intestino delgado y del intestino grueso. Deseche el ciego.
    2. Hígado: Recoge los lóbulos lateral izquierdo, mediano izquierdo y mediano derecho.
    3. Riñones: Recolectar ambos riñones. Por convención, el riñón izquierdo se corta longitudinalmente y el derecho se corta como sección transversal en el momento de la necropsia.
      NOTA: El colon, el hígado y los riñones se pueden utilizar para evaluar la insuficiencia multiorgánica u otros efectos sistémicos de la IRI. El intestino delgado se utiliza para evaluar la lesión primaria. No es necesario realizar un seguimiento de secciones individuales del lóbulo del hígado y los riñones, ya que cada órgano se analizará y puntuará como una unidad. Los segmentos intestinales, sin embargo, deben mantenerse separados y luego etiquetarse y puntuarse individualmente.
  2. Divide el intestino en cuatro secciones: duodeno, yeyuno, íleon y colon. Asegúrese de que los tres segmentos del intestino delgado tengan la misma longitud. Hazlo doblando el intestino delgado en forma de "Z", donde la línea superior es el duodeno, la línea media es el yeyuno y la línea inferior es el íleon. Es importante realizar un seguimiento del extremo proximal frente al distal.
  3. Enjuague la luz de los segmentos intestinales con solución salina utilizando una jeringa de 10 ml fijada con un angiocatéter de 20 G.
  4. Antes de hacer secciones, coloque cada segmento intestinal plano con el lado luminal hacia arriba. Con una jeringa de 3 ml fijada con una aguja de 27 G y aplicar generosamente formol tamponado al 10% gota a gota para cubrir toda la longitud de la mucosa. Luego, enrolle cada segmento intestinal individualmente y colóquelo en casetes de pañuelos separados y etiquetados.
    1. Para enrollar, coloque cada segmento plano con el lado luminal hacia arriba, luego enrolle circunferencialmente alrededor de un palillo de dientes. La porción proximal debe formar la parte interna del rollo. El lumen debe mirar hacia el interior/centro. Trate de enrollar lo más suavemente posible para evitar comprimir las vellosidades.
    2. Cuando se enrolla, el intestino debe verse como un rollo suizo. Coloque la espiral del rollo suizo boca arriba dentro del casete.
  5. Coloque los pañuelos en viales etiquetados llenos de formalina tamponada al 10% para fijarlos a temperatura ambiente. Arreglar demasiado es mejor que arreglar poco. Los viales deben ser grandes con mucha formalina, al menos 20 veces más fijador que el tejido.
    1. Intestinos: Coloque los cuatro casetes juntos en un recipiente de muestra. Fijación para 24-48 h.
    2. Hígado: Coloque los lóbulos hepáticos juntos en un tubo cónico de 50 ml. Fijación para 24-48 h.
    3. Riñones: Coloque los riñones juntos en un tubo cónico de 50 ml. Fijación para 48-72 h.
      NOTA: Los riñones sin recortar tardan más en repararse que los riñones recortados. Para acortar el tiempo de fijación a 24-48 h, los riñones pueden cortarse a lo largo del plano medio, longitudinalmente (riñón izquierdo) y transversalmente (riñón derecho), y colocarse en casetes antes de ser depositados en el formol.
  6. Después de que los tejidos se hayan fijado en formol durante el tiempo designado, enjuague con solución salina tamponada con fosfato (PBS) o agua destilada y transfiéralos a viales etiquetados llenos de EtOH al 70%. El tejido puede almacenarse en el EtOH indefinidamente a temperatura ambiente mientras se espera la histología.
    1. Intestinos: Coloque los cuatro casetes juntos en un recipiente de muestra.
    2. Hígado: Coloque los lóbulos hepáticos juntos en un tubo cónico de 50 ml.
    3. Riñones: Coloque los riñones juntos en un tubo cónico de 50 ml.
  7. Cuando esté listo, haga que los tejidos se procesen en portaobjetos de vidrio utilizando tinción con hematoxilina y eosina (H&E). Recorta los tejidos fijados en formol y luego insértalos en parafina. Monte secciones de cinco micras en los portaobjetos y tiña con H&E.

7. Puntuación de tejidos

  1. La puntuación de los tejidos debe ser realizada preferiblemente por personal experimentado que no conozca los grupos de muestras.
  2. La isquemia intestinal se puntúa mediante el sistema de puntuación Chiu/Park17.
  3. El daño renal se puntúa mediante el sistema de puntuación de Jablonski18,19.
  4. El daño hepático se puntúa mediante el sistema de puntuación Suzuki20,21.
    NOTA: Hay muchos sistemas de puntuación actualmente en uso para evaluar el daño tisular en modelos de IRI intestinal en roedores. Los sistemas de puntuación utilizados en este estudio se seleccionaron para minimizar la estimación arbitraria y maximizar la evaluación cualitativa intencional (Tabla 1).

Resultados

Demostramos un modelo de IRI intestinal en ratones que arrojó resultados consistentes y reproducibles. El intestino delgado, el colon proximal, los riñones y el hígado se seccionaron y se tiñeron con H&E. Un patólogo veterinario clasificó la lesión tisular utilizando los sistemas de puntuación mencionados anteriormente (Tabla 1). El análisis estadístico se realizó mediante el análisis de varianza de un solo factor (ANOVA) seguido del post hoc de Tukey con comparaciones por pares, que determinaron si había o no una diferencia significativa en los datos dentro y entre los grupos. Un valor de p menor o igual a 0,05 se consideró el punto de corte para establecer la significación estadística. Todas las pruebas estadísticas y gráficos se llevaron a cabo en un software de hoja de cálculo (por ejemplo, Microsoft Excel) con el complemento Real Statistics Resource Pack. Los datos se presentan como la media ± el error estándar de la media (SEM).

Las puntuaciones microscópicas de las lesiones de los tres segmentos del intestino delgado (duodeno, yeyuno e íleon) aumentaron significativamente en los animales sometidos a lesión por isquemia-reperfusión intestinal (IRI; N = 7) versus aquellos que se sometieron a laparotomía simulada (Sham; N = 6) (Figura 2 y Figura 3). El error estándar para estos datos fue limitado, lo que demuestra la consistencia de los resultados dentro de los grupos y entre ellos. Cada segmento intestinal en el grupo de Sham produjo exactamente la misma puntuación promedio de Park/Chiu de 0.83. El SEM para el duodeno, el yeyuno y el íleon en el grupo de Sham fue de 0,31, 0,40 y 0,31, respectivamente. Las puntuaciones medias de Park/Chiu para el duodeno, el yeyuno y el íleon en el grupo IRI fueron de 4,07 ± 0,44, 4,14 ± 0,46 y 5,14 ± 0,40, respectivamente.

En este estudio, el 50% (3/6) de los ratones iniciales que se sometieron a 60 min de isquemia y 120 min de reperfusión (grupo 60/120) murieron. Dos de los tres ratones fueron sometidos a necropsia. Ambos ratones presentaron necrosis epitelial, congestión y hemorragia del intestino delgado. Además, los ratones tenían linfocitolisis, un cambio inespecífico asociado con el estrés fisiológico. Ninguno de los ratones tenía lesiones en el corazón, los pulmones, el hígado o los riñones. La reducción de los tiempos a 45 min de isquemia y 90 min de reperfusión y la adición de 400 UI/kg de heparina (grupo 45/90/H) redujeron la mortalidad al 20% (1/5) sin cambiar las puntuaciones de lesión intestinal (Figura 4). La puntuación media de Park/Chiu para el grupo 60/120 fue de 4,56 ± 0,38 (N = 3), y la puntuación media para el grupo 45/90/H fue de 4,375 ± 0,38 (N = 4).

Los hallazgos microscópicos indicativos de lesión en el colon proximal, el hígado y el riñón no se observaron ni en los ratones 60/120 ni en los ratones 45/90/H.

Tabla 1: Sistemas de puntuación para los intestinos, los riñones y el hígado. El daño intestinal se clasificó mediante el sistema Chiu/Park17. El daño renal se clasificó mediante el sistema de puntuación de Jablonski18,19. El daño hepático se clasificó mediante el sistema de puntuación Suzuki20,21. Esta tabla está adaptada con permisos de los sistemas de puntuación presentados en Quaedackers et al.17, Du et al.19 y Behrends et al.21. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

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Figura 1: Localización y aislamiento de la arteria mesentérica superior (AME). (A) Normalmente, la AME se encuentra ventral a la vena cava inferior y se extiende hacia la derecha del animal. Está situado entre la arteria celíaca y la arteria renal. Esta figura está adaptada con permiso de The Anatomy of the Laboratory Mouse de Margaret Cook (1965)22. (B) En este procedimiento, los intestinos se exteriorizan y se voltean hacia la izquierda (cubiertos con una gasa humedecida en esta imagen), de modo que la AME (flecha amarilla) se encuentra a la izquierda de la vena cava inferior (flecha azul). Abreviaturas: RK = riñón derecho; D = duodeno. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Segmentos del intestino delgado teñidos con hematoxilina y eosina. Las secciones de yeyuno (A) e íleon (B) de los ratones del grupo Sham presentaban vellosidades largas y delgadas sin distorsión. Las secciones de yeyuno (C) e íleon (D) de los ratones del grupo IRI presentaban áreas de necrosis (asteriscos) y hemorragia con embotamiento y distorsión de las vellosidades restantes (flechas). Las fotos son de ratones que se sometieron a 45 min de isquemia y 90 min de reperfusión y recibieron 400 UI/kg de heparina. Las fotos fueron tomadas con un aumento de 20x con un zoom del 10%. Barra de escala = 100 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 3: Puntuaciones de Park/Chiu para los segmentos del intestino delgado. El daño microscópico en los tres segmentos intestinales (duodeno, yeyuno e íleon) en los animales sometidos a lesión por isquemia-reperfusión intestinal (IRI) aumentó significativamente en comparación con los que se sometieron a laparotomía simulada (Sham). * p < 0,05 para IRI versus Sham. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 4: Puntuaciones de Park/Chiu para intestino delgado sometidos a 60 min de isquemia y 120 de reperfusión frente a 45 min de isquemia y 90 min de reperfusión con 400 UI/kg de heparina. La disminución de los tiempos de isquemia a los 60 minutos y la reperfusión a los 120 minutos (60/120) a la isquemia de 45 minutos y la reperfusión a los 90 minutos con 400 UI/kg de heparina (45/90/H) no creó una diferencia estadísticamente significativa en las puntuaciones de lesión de Park/Chiu en el intestino delgado de los ratones en el grupo IRI. Sin embargo, redujo la mortalidad del 50% al 20%. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

A pesar del uso generalizado de este modelo IRI intestinal, no está exento de limitaciones. Por ejemplo, la sola oclusión de la base de la AME no obstruye completamente el flujo sanguíneo al intestino. Es probable que esto se deba a la extensa circulación colateral en el mesenterio, que puede extraer sangre de las ramas vecinas de la aorta abdominal. En un estudio en gatos, la oclusión de AME disminuyó el flujo sanguíneo en un 35 % en el duodeno proximal, un 61 % en el duodeno distal, un 71 % en el yeyuno y el íleon, y un 63 % en el colon proximal. El flujo sanguíneo no se redujo en el colon medio y distal, que reciben gran parte de su circulación de la arteria mesentérica inferior23. En roedores, el yeyuno y el íleon son los más citados como los segmentos intestinales que sufren la lesión tisular más importante después de la oclusión de la AME9.

En la literatura se ha citado un amplio rango de tiempos de isquemia después de la oclusión de AME, de 1 a 90 min o más. Diferentes tiempos isquémicos dan lugar a diferentes niveles de lesión por reperfusión; Park et al. observaron lesión por reperfusión cuando el intervalo isquémico estaba entre 40 y 60 min, pero no cuando el intervalo isquémico era más corto o más largo24. Tales resultados sugieren que los tiempos más cortos no producen suficiente isquemia para incitar la lesión por reperfusión, mientras que los tiempos más largos dañan el tejido tan severamente que es imposible demostrar la lesión por reperfusión que sigue. Además, los tiempos isquémicos más largos conllevan el riesgo de un aumento de la mortalidad. Como se vio en nuestro estudio, el 50% (3/6) de los ratones iniciales que se sometieron a isquemia a los 60 min murieron después de solo 90 min de reperfusión. La reducción del tiempo de isquemia a 45 min redujo la mortalidad al 20% (1/5) sin cambiar las puntuaciones de lesión tisular. Basándonos en nuestro estudio, parece que la ventana ideal de daño isquémico puede alcanzarse mediante la oclusión de la AME durante unos 45 minutos.

Otra variable es el tiempo de reperfusión antes de la recolección del tejido. Al igual que con los tiempos de isquemia, los tiempos de reperfusión varían ampliamente entre los estudios, desde 60 min hasta más de 24 h. Varios trabajos han reportado que la mucosa intestinal sufre un daño morfológico máximo a las 2 a 3 h de la reperfusión, logrando una reparación completa a las 24 h 25,26,27. La recolección de tejido antes de esta ventana de 2 a 3 h corre el riesgo de no capturar el alcance total de la lesión por reperfusión, mientras que los tejidos recolectados más cerca de las 24 h ya habrán comenzado el proceso de reparación. Inicialmente optamos por un tiempo de reperfusión de 120 min, pero luego cambiamos a 90 min en un esfuerzo por reducir la mortalidad. Este cambio no cambió los resultados de la lesión tisular, lo que sugiere que una desviación de 30 minutos de la ventana de 2 a 3 h es aceptable.

La concentración de oxígeno también es una variable importante en el desarrollo de la IRI. Wilding et al. encontraron que, en comparación con los ratones que recibieron 21% deO2, los anestesiados con isoflurano administrados con 100% deO2 experimentaron un desajuste ventilación-perfusión debido a la atelectasia. En el mismo estudio, las ratas que recibieron 100% deO2 desarrollaron acidosis respiratoria aguda y presión arterial media elevada28. Es mejor evitar estos cambios fisiológicos cuando se induce una lesión como la IRI, en la que intervienen una serie de factores sistémicos. Por lo tanto, el 21% deO2 parece ser más apropiado que el 100% deO2 como gas portador para el suministro de isoflurano.

El uso de la heparina en este protocolo está abierto a debate. Se sabe que la heparina tiene efectos anticoagulantes y antiinflamatorios29. Se encontró que el cambio de isquemia a 60 min y reperfusión a 120 min de isquemia a 45 min y reperfusión a 90 min con 400 UI/kg de heparina no cambió la lesión microscópica intestinal, pero sí disminuyó la mortalidad. Una posible explicación es que la heparina previno el tromboembolismo fatal en órganos distantes como los pulmones y el cerebro, sin embargo, no encontramos evidencia de esto en la necropsia mediante examen macroscópico o microscópico de los dos ratones iniciales que murieron. El uso de tiempos de isquemia y reperfusión más cortos sin heparina puede ser igual de eficaz para reducir la mortalidad. Si ese fuera el caso, sería prudente renunciar al uso de heparina para minimizar la interferencia con la IRI. Sin embargo, la inclusión de la heparina en el protocolo puede ser apropiada para aquellos que deseen modelar las causas quirúrgicas de la IRI, ya que los pacientes quirúrgicos a menudo reciben heparina en el perioperatorio.

Se ha demostrado que el isoflurano tiene efectos protectores tisulares en casos de inflamación intestinal e isquemia, y su uso puede interferir con un modelo IRI clínicamente relevante 30,31,32. Sin embargo, los inhalantes organofluorados (es decir, isoflurano, sevoflurano) son anestésicos de uso común tanto en medicina veterinaria como humana. Además, la duración de la anestesia requerida para este protocolo supera los 120 minutos y, por lo tanto, un inhalante es más apropiado que un inyectable de acción más corta que tendría que volver a dosificarse.

No se observaron lesiones microscópicas en el colon proximal, el hígado o el riñón. La falta de cambios microscópicos se debió quizás al tiempo de reperfusión relativamente corto de 90 a 120 min. Además, el colon proximal tiene un suministro de sangre desde la arteria mesentérica inferior. Sin embargo, la falta de daño visible no descarta una lesión sistémica. La reacción en cadena de la polimerasa cuantitativa con transcripción inversa (RT-qPCR) es probablemente una mejor metodología para demostrar la lesión sistémica mediante la medición de citocinas inflamatorias como el TNF-α.

A lo largo de los años se han desarrollado varias variaciones de este modelo IRI intestinal. En 1990, Megison et al. demostraron que la oclusión de los vasos colaterales, además de la AME, producía una reducción más consistente del flujo sanguíneo mesentérico, pero un aumento en la tasa de mortalidad33. Un estudio más reciente demostró que, en lugar de ocluir la AME en su base, ligar sus ramas periféricas y colaterales para inducir isquemia en el íleon distal producía una lesión reproducible sin mortalidad34. La oclusión de las ramas arteriales locales asegura la isquemia máxima y puede abordar el problema de las reducciones multifocales y segmentarias del flujo sanguíneo que se observan con la ligadura de la AME justo en su base. Si bien este método alternativo de modelar la IRI intestinal tiene aplicación para la investigación de los efectos tisulares locales de la IRI intestinal, se desconoce si puede modelar con precisión la inflamación sistémica y la falla multiorgánica que pueden estar asociadas con la lesión intestinal.

La oclusión de la AME no es un modelo apropiado para todos los tipos de IRI intestinal. La isquemia mesentérica no oclusiva, por ejemplo, se caracteriza por hipoperfusión esplácnica derivada de la disminución del gasto cardíaco. Por lo tanto, esta técnica no sería óptima para estudiar la IRI intestinal causada por infarto de miocardio, insuficiencia cardíaca congestiva, insuficiencia aórtica o enfermedad renal o hepática35. Kozar et al. informaron que la oclusión de la AME es, sin embargo, un modelo clínicamente relevante para la IRI intestinal inducida por shock36. Aunque es menos económico, el uso de otras especies, como los cerdos, puede tener beneficios sobre los roedores para modelar ciertas condiciones de lesiones intestinales. Una revisión exhaustiva realizada por González et al. en 2014 describe modelos animales actualmente en uso para investigar la IRIintestinal 9.

A pesar de sus limitaciones, la técnica de oclusión de la AME en su base sigue siendo uno de los modelos de isquemia intestinal en roedores más utilizados9. Como solo requiere una pinza vascular y una configuración básica, la cirugía en sí es bastante simple. También produce un daño reproducible, como lo demuestran los datos presentados aquí. La oclusión de la AME en roedores puede modelar de forma fiable las causas oclusivas de la IRI intestinal y puede tener una aplicación práctica tanto en la medicina veterinaria como en la humana. Por ello, es importante que los procedimientos que hemos esbozado aquí se lleven a cabo con coherencia.

Divulgaciones

Los autores de este artículo no tienen conflictos de intereses que revelar.

Agradecimientos

El financiamiento para este proyecto fue proporcionado por la División de Investigación Intramuros del Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre de los Institutos Nacionales de Salud.

Nos gustaría agradecer al Dr. James Hawkins por su tutoría y apoyo. También agradecemos a los doctores Mihai Oltean y Robert Linford por su ayuda en la localización de la arteria mesentérica superior. Nos gustaría extender nuestro agradecimiento a los Dres. Patricia Carvalho Obeid Ellrich, Claudio Correa Natalini y George Howell III por brindar su experiencia durante el desarrollo de este protocolo. Finalmente, nos gustaría agradecer a Stephen Wincovitch por su ayuda en la adquisición de las hermosas fotomicrografías que aparecen en este artículo y a la Dra. Alicia Olivier por su ayuda para etiquetar y representar las figuras finales.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Pinza AdsonRobozRS-5236Instrumental quirúrgico
Retractor AlmRobozRS-6510Instrumental quirúrgico
Máquina de anestesiaDatex-OhmedaAestiva 5
Anestesia: isofluranoBaxter Healthcare CorporationNDC 10019-360-40Dosis: 1-4%, INH
Angiocath 20 g  x 2Smiths Medical5057Lavado de intestinos con solución salina y formalina
Pinza microvascular atraumáticaTeleflex065100Instrumental quirúrgico
Formalina tamponada 10%Fisher Scientific23-245684Fijación tisular
Bupivicaína 0,25%Hospira, Inc.NDC 0409-1160-18Dosis: hasta 2 mg/kg gota a gota
BuprenorfinaPar PharmaceuticalNDC 42023-179-05Dosis: 1 mg/kg, SQ
Exfoliante de clorhexidina 2%Vet One510083 Preparación del sitio quirúrgico
Manta de agua circulanteCincinnati Sub ZeroBlanketrol 2temperatura corporal
Maquinillas - Wahl BravMini, Morado Cortapelos LambertVet Supply008WA-41590-0438Preparación del sitio quirúrgico
Tubos cónicos 50 mlFisher Scientific14-432-22Fijación y almacenamiento de tejidos
Hielo secoN/A N/AMuestras de tejido por PCR
EtOH 200 proofThe Warner-Graham Company64-17-5Almacenamiento de tejidos
Heparina (opcional)Meitheal PharmaceuticalsNDC 71288-402-11Dosis: 200-600 UI/kg
Cámara de inducciónVetEquip941456
Indus Instruments THM100 Monitor de roedoresIndus InstrumentsN/APara controlar la temperatura corporal de los roedores durante la cirugía
Alcohol isopropílico 70%HumcoNDC 0395-4202-28Para el lavado del sitio quirúrgico
Tubos de microcentrífuga: 0,6 mlFisher Scientific05-408-121Muestras de tejido por PCR. 8 por ratón, Recolección de hemorragias terminales, almacenamiento de suero
Microsoft ExcelMicrosoftN/A
Cono de narizN/AN/APuede ser casero con tubo de jeringa o tubo de burbujas
O2 aire medicinal 21%Oxígeno Roberts N/ATasa: 0,5 L/min por cada volumen de cámara L
Pomada oftálmicaAkorn, Inc.NDC 17478-062-35Preparación quirúrgica
PBS pH 7.4 (1x)ThermoFisher Scientific10010-031Para enjuagar tejidos y hacer
tazas de muestrasCardinal HealthcareC13005Para sujetar casetes de pañuelos en formol
Portaagujas Castroviejo estérilRobozRS-6412Instrumento quirúrgico
Bastoncillos de algodón estérilesMedline
Gasa estérilMedlinePRM21423Z
Micro Tijeras de disección estérilesRobozRS-5980Instrumental quirúrgico
Tijeras de resorte de microdisección estérilesRobozRS-5693Instrumental quirúrgico
Micropinzas estérilesRobozRS-5264Instrumental quirúrgico
Suero fisiológico estéril (0.9%)BraunR5201-01Debe calentarse
Hoja de bisturí estéril #15Cardinal Health (Allegiance)32295-015Instrumento quirúrgico
Mango de bisturí estérilRobozRS-9843Instrumental quirúrgico
Paño quirúrgico estérilMedlineDYNJSD1092
Guantes quirúrgicos estérilesMedlineMSG2270
Estéril grapadora quirúrgicaRobozRS-9260Instrumental quirúrgico
Grapas quirúrgicas estérilesRobozRS-9262Cierre de la piel abdominal
Sutura estéril: Vicryl (polyglactin 910) 6-0, 27" Taper RB-1 NeedleEthiconJ212GCierre del músculo abdominal
Cinta quirúrgicaMedlineMMM15271ZFijación del ratón en decúbito dorsal
Jeringa 10 ml x 2MedlineSYR110010Lavado de intestinos con solución salina y formalina
Casetes de pañuelosFisher Scientific22-038-665Segmentos intestinales enrollados. 4 por ratón.
Toalla o pañoMedlineGEM2140Funda de manta de agua
Mantenimiento de la con 70% de EtOH BXTA50002Z

Referencias

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