El presente protocolo describe una nueva técnica de banda aórtica en ratones para inducir hipertrofia cardíaca por sobrecarga de presión. Para el enfajado, se utiliza un anillo de goma con un diámetro interior fijo. Esta nueva técnica promete menos varianza y datos más reproducibles para futuros experimentos.
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Artículo de método
Banda aórtica con junta tórica versus constricción aórtica transversal tradicional para el modelado de la hipertrofia cardíaca inducida por sobrecarga de presión
En este artículo
Resumen
Resumen
La banda aórtica en ratones es uno de los modelos experimentales más utilizados para la hipertrofia cardíaca inducida por sobrecarga de presión cardíaca y la inducción de insuficiencia cardíaca. La técnica utilizada anteriormente se basa en una sutura roscada alrededor del arco aórtico atada sobre una aguja roma de 27 G para crear estenosis. Este método depende de que el cirujano apriete manualmente el hilo y, por lo tanto, conduce a una alta variación en el tamaño del diámetro. Un método recientemente refinado descrito por Melleby et al. promete menos varianza y más reproducibilidad después de la cirugía. La nueva técnica, la banda aórtica de junta tórica (ORAB), utiliza un anillo de goma antideslizante en lugar de una sutura con un hilo, lo que resulta en una variación reducida en la sobrecarga de presión y fenotipos reproducibles de hipertrofia cardíaca. Durante la cirugía, la junta tórica se coloca entre las arterias braquiocefálica y carótida izquierda. La constricción exitosa se confirma mediante ecocardiografía. Después de 1 día, la colocación correcta del anillo da como resultado un aumento de la velocidad de flujo en la aorta transversal sobre la estenosis inducida por la junta tórica. Después de 2 semanas, la función cardíaca deteriorada se demuestra por la disminución de la fracción de eyección y el aumento del grosor de la pared. Es importante destacar que, además de una menor varianza en el tamaño del diámetro, el ORAB se asocia con tasas de mortalidad intra y postoperatoria más bajas en comparación con la constricción aórtica transversa (TAC). Por lo tanto, ORAB representa un método superior a la cirugía TAC comúnmente utilizada, lo que resulta en resultados más reproducibles y una posible reducción en el número de animales necesarios.
Introducción
Mientras que la hipertrofia cardíaca fisiológica se puede observar durante el desarrollo, el ejercicio y el embarazo, la hipertrofia cardíaca patológica responde a condiciones de estrés hemodinámico como hipertensión arterial, enfermedad cardíaca valvular o mutaciones genéticas. Inicialmente, el corazón sufre una remodelación caracterizada por aumento del tamaño de los cardiomiocitos y engrosamiento de las paredes ventriculares para mantener la función cardíaca 1,2. Por otro lado, la remodelación cardíaca patológica se asocia con un mayor riesgo de arritmia, muerte súbita y alta mortalidad. Finalmente, con el tiempo, resulta en dilatación ventricular, fuerte disminución de la función contráctil y eventual progresión a insuficiencia cardíaca (IC), que se asocia con alta morbilidad, mortalidad y costos sociales3. Por lo tanto, existe una necesidad urgente de comprender los antecedentes moleculares para desarrollar nuevas estrategias terapéuticas4.
La banda aórtica es un modelo que imita la hipertrofia ventricular izquierda (VI) inducida por sobrecarga de presión y la insuficiencia cardíaca en ratones5. Con este método, es posible examinar los mecanismos patológicos de la remodelación cardíaca inducida por sobrecarga de presión in vivo. El primer procedimiento de banda aórtica en ratones fue relatado por Rockman et al.6. La sobrecarga de presión es inducida por una ligadura basada en sutura de hilo alrededor de la aorta (entre la arteria braquiocefálica y la arteria carótida común izquierda). Para crear una estenosis de 0,4 mm de diámetro, se coloca una sutura alrededor de una aguja de 27 G y la aorta. Después de la ligadura, la aguja se retira 6,7.
Aunque el diámetro de la aguja es fijo, la estanqueidad del hilo depende en gran medida del cirujano y, por lo tanto, afecta el fenotipo inducido de hipertrofia cardíaca. Además, en el método basado en hilo/sutura, existe un grado variable de diámetro de estenosis después de la cirugía, asociado con una alta varianza en la mortalidad 8,9. Además, entrenar este método es un desafío, especialmente con respecto a encontrar el nivel y la consistencia adecuados para apretar el hilo. Finalmente, al comienzo del entrenamiento, se produce una alta mortalidad intra y postoperatoria debido a la interrupción de la aorta u otra lesión tisular, así como una alta variación en el grado de estenosis en los animales sobrevivientes.
Recientemente, Melleby et al.10 describieron un procedimiento optimizado de bandas aórticas. Presentaron el método ORAB (o-ring aortic banding) con menor varianza en la estenosis y niveles altamente reproducibles de sobrecarga de presión mediante el uso de una junta tórica de goma antideslizante con un diámetro interior fijo de 0,71 mm, 0,66 mm y 0,61 mm. En resumen, la junta tórica se corta, se coloca alrededor del arco ascendente y se cierra nuevamente con hilos. Otros científicos que utilizaron estas juntas tóricas reportaron menos variabilidad en la hipertrofia cardíaca inducida9. También observaron mortalidad intra y postoperatoria, así como mejor reproducibilidad y menor varianza en el fenotipo hipertrófico inducido 9,11. El presente artículo describe el procedimiento de esta estrategia única en un protocolo paso a paso. La experiencia compartida en este informe ayudará a otros científicos a mejorar sus técnicas en esta área.
Para inducir la hipertrofia cardíaca que resulta en insuficiencia cardíaca después de 6 semanas, se recomiendan ratones machos C57BL / 6N de 12 semanas de edad para la cirugía. Una comparación 2 semanas después de la banda aórtica entre las subcepas de ratón C57BL / 6N y C57BL / 6J mostró disfunción cardíaca grave y aumento asociado de la mortalidad en ratones C57BL / 6N. Por lo tanto, estos son más adecuados para los modelos de insuficiencia cardíaca12. Los ratones machos y hembras de doce semanas de edad tienen un tamaño óptimo para la exposición de la aorta y la colocación de la junta tórica con instrumentos especiales.
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Protocolo
Los experimentos con animales se llevaron a cabo bajo los principios del comité regional (Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein, número de permiso: V242-21249/2020 [38-4/20]). Los ratones utilizados para el presente estudio se obtuvieron de una fuente comercial (ver Tabla de materiales). Los animales se mantuvieron en condiciones estándar con un ciclo de 12 h de luz, 12 h de noche; Se ofrecía agua y comida ad libitum.
1. Cuidado de los animales
- Aloje a los ratones en jaulas especializadas con ropa de cama, material de anidación, un escondite y acceso adecuado a agua potable y alimentos.
- Mantener a los animales bajo control y tratamiento veterinario especializado continuo.
NOTA: Para ratones pedidos por proveedores externos, asegúrese de 7 días de aclimatación antes de comenzar el procedimiento.
2. Preparación de la junta tórica
NOTA: Se recomienda una junta tórica con un diámetro fijo de 0,4 mm para inducir la hipertrofia cardíaca después de 2 semanas. La extensión y la gravedad del fenotipo cardíaco inducido dependen del tamaño del diámetro de la junta tórica.
- Primero, realice un corte de la junta tórica (consulte la Tabla de materiales) bajo el microscopio usando tijeras o un bisturí para permitir la colocación alrededor de la aorta (Figura 1A, B).
- Perfore cada lado del anillo cerca del corte con una aguja conectada con un 8-0 sutura no absorbible y tire del hilo. Corte y deje 2-3 cm en un lado y 2 cm en el otro lado para sujetar la junta tórica alrededor de la aorta en el paso final (Figura 1C, D).
- Antes de la cirugía, tome la ayuda para la ligadura (instrumento de especie, ver Tabla de materiales) y tire del extremo del hilo (que se mantiene por más tiempo) de un lado del anillo a través del orificio de la constricción (Figura 1E, F). Coloque la ayuda para la ligadura con la junta tórica adjunta a un lado para colocarla en el siguiente paso (paso 6).
- Para la desinfección del anillo con los hilos, coloque el anillo en una solución de alcohol durante media hora. Después, colóquelo sobre celulosa para que se seque. Mantenga el anillo seco en una tina o estuche cerrado hasta que lo use. Durante la cirugía, después de tirar del hilo a través de la ayuda de ligadura, coloque el anillo sobre una superficie limpia hasta su uso.
Figura 1: Realización de la preparación de la junta tórica para la ligadura . (A) Una junta tórica con un diámetro fijo se corta con tijeras o un bisturí en un lado. (B) Imagen de una junta tórica. (C) Cada lado de la junta tórica está perforado con un 8-0 Hilo Prolene. (D) Junta tórica perforada con dos hilos. (E) Los hilos de un lado del anillo de la junta tórica se tiran a través del orificio de la ayuda de ligadura. (F) Posición final antes de la colocación: los hilos de un lado se colocan a través del orificio de la ayuda de ligadura, mientras que los hilos del otro lado se mantienen sueltos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
3. Premedicación de los ratones y preparación del campo quirúrgico
- Para recibir suficiente analgesia durante la cirugía, inyecte el analgésico buprenorfina (0,1 mg/kg, ver Tabla de materiales) por vía intraperitoneal 20 min antes de proceder a la cirugía.
NOTA: Para el presente estudio, el medicamento para el dolor se utilizó siguiendo las recomendaciones de la Gesellschaft für Versuchstierkunde/Society of Laboratory Animal Science (GV-SOLAS). - Después de la premedicación, anestesiar al ratón en una cámara de inducción con 2%-4% de isoflurano mezclado con 0,5-1,0 L/min de 100%O2.
- Afeite el pelaje en el lado izquierdo del tórax del ratón sedado. Después del afeitado, vuelva a colocar el ratón en la cámara llena de isoflurano y espere suficiente sedación antes de intubar al animal.
NOTA: El punto de tiempo correcto de la sedación muestra respiración lenta pero evita la respiración rápida. Dependiendo de la configuración del gas isoflurano, se necesitan 2-3 minutos para lograr el nivel correcto de sedación. - Encienda la almohadilla térmica antes de la cirugía para mantener la temperatura corporal del animal (37 °C). Conecte la almohadilla térmica a una sonda rectal (consulte la Tabla de materiales) para mantener la temperatura corporal del ratón automáticamente.
4. Intubación de los ratones
- Prepare los instrumentos necesarios (Figura 2A). Desinfecte el laringoscopio antes de la cirugía colocándolo en alcohol durante aproximadamente 1-3 minutos y luego manteniéndolo para que se seque durante la noche.
- Estire una banda elástica alrededor de la almohadilla térmica para fijar el mouse con los dientes frontales en la placa. Coloque el ratón sedado sobre la almohadilla térmica en posición supina.
- Coloque la banda elástica sobre los dientes frontales del animal para extender el cuello sobre la placa.
- Enfocar una fuente de luz en la garganta para una buena visibilidad de la abertura de la tráquea para la intubación endotraqueal (Figura 2B).
- Abra la boca suavemente con una mano colocando una ayuda para la intubación (laringoscopio hecho a mano, ver Tabla de materiales) (Figura 2A[3]).
- Con la otra mano y fórceps pequeños, mueva suavemente la lengua para despejar la abertura de la tráquea.
- Use esta mano también para introducir el tubo endotraqueal en la tráquea. Por otro lado, todavía sostenga la ayuda para la intubación. Para la intubación, use una cánula de 22 G (ver Tabla de materiales) (Figura 2A[1]).
- Conecte la posición del tubo endotraqueal a través de una llave de paso de tres vías a un ventilador (consulte la Tabla de materiales) para ratones para confirmar la posición correcta del tubo endotraqueal (endotraqueal).
- Controle la ventilación correcta de acuerdo con las instrucciones del fabricante (volumen corriente de 200 μL y frecuencia respiratoria entre 100-150 respiraciones/min) (Figura 2C).
- Confirme suficiente profundidad anestésica mediante una verificación del reflejo de pellizco del dedo del pie (sin respuesta refleja).
- Gire el ajuste de anestesia a 2% de isoflurano mezclado con 0.5-1.0 L / min 100% O2.
- Aplique ungüento oftálmico en los ojos para evitar la sequedad durante la cirugía.
- Usando un hisopo de algodón, desinfecte el área de la cirugía 3 veces con una solución desinfectante disponible comercialmente (consulte la Tabla de materiales).
Figura 2: Intubación del ratón. (A) Instrumentos de intubación: (1) Se utiliza una cánula intravenosa de 22 G como tubo endotraqueal (sin mandarina); (2) Fórceps; (3) Laringoscopio hecho a mano (cánula deformada/aplanada pegada con palos de madera y cinta adhesiva). (B) Realizar la intubación en la almohadilla térmica colocada. (C) Ratón intubado conectado a un ventilador. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
5. Cirugía y preparación para la colocación del anillo
NOTA: Use materiales e instrumentos estériles para evitar infecciones.
- Use tijeras para hacer una incisión cutánea de 0.5-1 cm de largo en el medio de una línea entre el proceso xifoide y la axila izquierda. Use fórceps para separar la capa muscular de las costillas subyacentes y coloque dos retractores (5 mm de longitud, consulte la Tabla de materiales) en la incisión para exponer la caja torácica.
- Para comenzar la toracotomía izquierda, realice una pequeña incisión (~ 1-2 mm) en los músculos intercostales entre la segunda y tercera costilla con tijeras de micro resorte. Abra la cavidad torácica y extienda la incisión con pinzas en ángulo de 45°.
- Coloque tres retractores torácicos (1.0-2.5 mm de longitud) en la incisión para abrir la cavidad torácica y mejorar la visualización.
- Para exponer el arco aórtico, trate de levantar y separar suavemente el timo y el tejido graso del arco con pinzas en ángulo de punta fina de 45°.
6. Ligadura de la aorta transversa con la junta tórica
- Exponga el arco aórtico con pinzas en ángulo de 45° en una mano. Coloque, con la otra mano, la junta tórica conectada con la ayuda de ligadura a través de las roscas de un lado (paso 2).
- Pasar los hilos usando la ayuda de ligadura debajo del arco aórtico desde el lado caudal hasta el lado craneal de la aorta transversa entre las arterias braquiocefálica y carótida común izquierda (Figura 3A).
- Tome ambos hilos entre la ayuda de ligadura y el arco aórtico con los fórceps con cuidado. Retraiga y retire la ayuda de ligadura y coloque suavemente la junta tórica alrededor del arco tirando de los hilos de cada lado (Figura 3B).
- Después de un posicionamiento exitoso, fije la junta tórica con los hilos y un nudo quirúrgico. Haga uno adicional para evitar abrir el nudo de cada lado (Figura 3C).
Figura 3: Realización de la implantación de la junta tórica . (A) El arco aórtico está expuesto por tres retractores de 1.0-2.5 mm. Ambos hilos largos de un lado del anillo se pasan por debajo de la aorta. (B) La junta tórica se colocará empujando suavemente el anillo y tirando de los hilos. (C) La junta tórica está en la posición correcta, y un hilo craneal está anudado con hilo caudal en cada lado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
7. Sutura y recuperación postoperatoria
- Retire los tres retractores torácicos (2,5 mm de longitud) de la incisión.
- Si es necesario, elimine el aire residual del tórax llenándolo con una solución salina isotónica tibia al 0,9%.
- Para exponer la incisión del tórax para la sutura, tome dos retractores (5 mm de longitud) nuevamente para sostener la piel de lado.
- Cierre el tórax con dos o tres suturas 6-0 no absorbibles (ver Tabla de materiales) y pellizque la salida del ventilador durante 2 segundos para volver a inflar los pulmones.
- Retire los dos retractores y cierre la piel con tres a cinco suturas absorbibles 4-0.
- Apague el isoflurano y el monitor. Cuando el animal comienza a respirar, los bigotes se mueven y se pueden activar los reflejos de pellizco del dedo del pie, extubar al ratón. Coloque el ratón sobre el lado izquierdo debajo de la lámpara de calor en su unidad de cuidado y obsérvelo hasta que esté completamente despierto.
- No deje a un animal desatendido hasta que haya recuperado suficiente conciencia.
NOTA: Un animal que se ha sometido a cirugía debe tener su propia unidad de cuidado (jaula) para una mejor recuperación. - Realizar el manejo del dolor con tramadol (1 mg/ml) en agua potable durante 7 días y buprenorfina (0,1 mg/kg, 3 veces al día) mediante inyección intraperitoneal durante 3 días después de la cirugía si es necesario.
NOTA: Siga las recomendaciones del comité local de ética animal para la analgesia postoperatoria. - Verifique la medicación pesando las botellas de agua diariamente y observe el comportamiento del animal.
8. Confirmación de constricción exitosa y posición correcta del anillo
- Un día después de la cirugía, verifique la estenosis usando ultrasonido midiendo la velocidad máxima del flujo sobre la estenosis.
- Para las mediciones, utilice la ecocardiografía con un sistema de ultrasonido y una sonda transductora con una frecuencia de 30 MHz (consulte la Tabla de materiales).
- Como se describió anteriormente, mantener la anestesia usando una máscara a 1.5% -2% de isoflurano con 0.5-1.0 L/min de 100%O2.
- Coloque al animal anestesiado en la almohadilla térmica en posición supina. Conecte la almohadilla térmica con una sonda rectal para mantener la temperatura corporal a 37 °C ± 1 °C, y controle la frecuencia cardíaca con un ECG utilizando cuatro sensores de pata de ratón (consulte la Tabla de materiales).
- Para una mejor visualización, use crema de depilación.
- Un ORAB realizado con éxito da como resultado un aumento de la velocidad de flujo sobre la estenosis medida por ultrasonido (~ 2,400 mm / s) (Figura 4C). Para esta medición, coloque la cabeza del transductor paraesternalmente en el lado derecho del tórax para localizar el arco aórtico mediante imágenes bidimensionales (2D) ("modo B").
- Use el Doppler color para visualizar el flujo sanguíneo en la aorta y medir con la onda pulsada la velocidad del flujo sanguíneo Doppler sobre la estenosis.
NOTA: Los ratones operados con simulacro (cirugía de control sin constricción) muestran una velocidad de flujo sanguíneo de ~ 600-900 mm / s. Además, un ORAB exitoso también resulta en una mayor relación de flujo de velocidad entre la carótida derecha (~ 150 mm / s) (RC, Figura 4A) y la carótida izquierda (~ 300 mm / s) LC, Figura 4B) en el ratón.
- Use el Doppler color para visualizar el flujo sanguíneo en la aorta y medir con la onda pulsada la velocidad del flujo sanguíneo Doppler sobre la estenosis.
- Visualice la arteria interna derecha e izquierda mediante imágenes bidimensionales (2D) (modo B). Coloque la cabeza del transductor horizontal en los lados izquierdo y derecho del cuello en un ángulo de 45° y use el Doppler de onda pulsada para determinar la velocidad del flujo sanguíneo.
NOTA: En ratones operados con simulacro, el flujo de velocidad en ambas arterias es similar.
Figura 4: Confirmación de la ligadura transversa de la aorta mediante la medición de la velocidad Doppler de onda pulsada en las arterias carótidas. (A) Señales representativas de velocidad Doppler de onda pulsada de la arteria carótida derecha. (B) La estenosis resulta en una mayor velocidad de flujo en la arteria carótida derecha que en la izquierda. (C) La estenosis inducida por constricción da como resultado una velocidad de flujo en la aorta descendente de más de 2.400 mm/s. Los ratones simulados muestran una velocidad de flujo de 600-900 mm / s. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Resultados
En general, la banda aórtica imita la estenosis aórtica humana e induce hipertrofia cardíaca en ratones. Un procedimiento exitoso se caracteriza por la remodelación del tejido cardíaco reflejada por hipertrofia cardíaca y función cardíaca reducida 5,6.
Directamente 1 día después de la operación, el efecto de la constricción de la junta tórica de la aorta transversa puede determinarse in vivo por ecocardiografía
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Discusión
La banda aórtica basada en hilo / sutura se ha utilizado durante muchos años para inducir hipertrofia cardíaca por sobrecarga de presión en ratones. Es un método establecido para investigar los mecanismos patológicos de la remodelación cardíaca y la progresión de la enfermedad in vivo. Las limitaciones son la varianza relativamente alta en el grado de estenosis y, en consecuencia, la remodelación. La técnica ORAB recientemente introducida descrita por primera vez por Melleby et al.10 opt...
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Este trabajo fue apoyado por el Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) a L.L., N.F., y O.J.M. (IVOLADMT-HF; FKZ 01KC2006A).
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 1 x Fijadores largos, 6 cm | 18200-01 | ||
| 2 x Retractores romos, 5 mm de ancho | 18200-11 | ||
| 2 x Fijadores cortos, 3 cm | 18200-02 | ||
| 2 x pinzas angulares de punta fina de 45 grados; | FST (herramientas de ciencia fina) | 11160-10 | |
| 3 x Retractores romos, 2,5 mm de ancho | 18200-10 | ||
| 3 x Cables retractores | 18200-05 | ||
| Sutura reabsorbible 4-0 (Vicryl) | ETHICON | SABBKLT0 | Se utiliza para suturar la piel |
| Sutura 6-0 (Prolene), tamaño de la aguja:13 mm | ETHICON | JDP879 | Se utiliza para suturar el músculo pectoral |
| 8-0 sutura (Prolene), tamaño de la aguja: 6,5 mm | ETHICON | RHBECH | Se utiliza para sujetar el anillo |
| Caja de anestesia, pequeño | aparato Havard | 50-0108 | |
| Ratones C57BL/6N | Charles River | ||
| Fluosorber Bote de filtro de carbón activado | Aparato Havard | 34-0415 | Se utiliza para inducir y mantener la anestesia |
| Laringsopcope hecho a mano | Las intubaciones ayudan a | ||
| Harvard Aparato Vaporizador anestésico | Aparato Havard | Se utiliza para inducir y mantener la anestesia | |
| Almohadilla térmica + sonda rectal (LSI Letica Scientific Instruments:Unidad de control de temperatura HB 101/2 ) | Aparato Panlab/ Havard | Se utiliza para controlar y mantener la temperatura corporal | |
| cánula intravenosa azul de calibre 22 (Vasofix Braunü le 0.9 x 25 mm) | B/Braunsharing Expertise | 4268091B | intubación |
| isoflurano | Baxter | Anestesia Kodan | |
| (solución de betadine); | lke | 20003960-A | Desinfección |
| ayuda para la ligadura | FST (fine sience tools) | 18062-12 | Se utiliza para realizar la vinculación con juntas tóricas |
| Iluminación de microscopios: Schott VisiLED Set MC1500/S80-55 (+ controlador) | SCHOTT | Ligth | |
| Microscope cámara (Leica IC80 HD) | Leica | Se utiliza para el campo operativo de visualización | |
| Sistemas de anestesia completa MiniVac para pequeños roedores | , aparato de Havard | 75-0233 | Se utiliza para inducir y mantener la anestesia |
| Ventilador de ratón MiniVent tipo 845 | Havard Apparatus | 73-0044 | Utilizado para ventilación durante cirugía |
| Portaagujas | FST (herramientas de ciencia fina) | TE-10804 | |
| Junta tórica, goma antideslizante (0,0018 mm x 0,020 mm) | Apple Rubber Products | Liagción del arco aórtico | |
| Tijeras | FST (fine sience tools) | 14040-09 | Se utiliza para cortar la piel y los hilos |
| Sistema de Retracción para Animales Pequeños (Kit para Animales de hasta 200 g) | FST (herramientas de ciencia fina) | 18200-20 | |
| Placa Base Pequeña, 20 x 30 cm | 18200-03 | ||
| Mesa integrada con almohadilla térmica + sonda rectal + ECG y trípode transductor | Sistema de imágenes | Ecocardiografía | |
| Temgesic (Buprenorfina) | Indivior UK Limited | 997.00.00 | Premedicación para el dolor |
| grifo de parada de tres vías (azul) | |||
| Tramal (Tamadol) | Grü nental | Dolor post-medicación | |
| sonda de transductor MS400 (Visual Sonics) | de imágenes FujiFilm Visual Sonics | Ecocardiografía | |
| Sistema de ultrasonido con paquete de cardiología | de imágenes FujiFilm Visual Sonics | Ecocardiografía | |
| Tijeras de resorte Vannas - 2,5 mm Cutting Edge | FST (herramientas de ciencia fina) | 15000-08 | Se utiliza para cortar el músculo intercostal del pecho |
| ungüento veterinario | Bepanten | Se utiliza para prevenir la sequedad de los ojos |
Referencias
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Reimpresiones y permisos
