In vitro Método para estudiar las diferencias basadas en el sexo en las células caliciformes conjuntivales

Resumen

El medio libre de rojo fenol/fetal libre de suero bovino es una mejor opción que el RPMI avanzado para eliminar hormonas exógenas sin alterar la función normal de las células caliciformes conjuntivales en el estudio de las diferencias basadas en el sexo.

Resumen

El ojo seco es una enfermedad multifactorial que afecta a la salud de la superficie ocular, con una prevalencia profundamente mayor en las mujeres. La alteración de la mucina gelificadora que secretan las células caliciformes conjuntivales (CGC) en la superficie ocular contribuye a múltiples enfermedades de la superficie ocular. La eliminación de hormonas sexuales exógenas es esencial para obtener resultados consistentes durante el estudio in vitro de las diferencias basadas en el sexo en las CGC. En este trabajo se describe un método para minimizar la presencia de hormonas exógenas en el estudio de las diferencias basadas en el sexo en los CGC, manteniendo su función fisiológica. Los CGC de donantes humanos postmortem de ambos sexos se cultivaron a partir de trozos de la conjuntiva en medio RPMI con un 10% de suero fetal bovino (FBS) (denominado medio completo) hasta la confluencia. Casi 48 h antes del inicio de los experimentos, los CGC se transfirieron al medio RPMI sin rojo de fenol o FBS, pero con un 1% de BSA (lo que se conoce como medio libre de rojo de fenol). La función celular normal se estudió midiendo el aumento de [Ca 2+] ([Ca ²⁺]i) intracelular después de la estimulación con carbachol (Cch, 1 x ^10-4 M) mediante microscopía de fura 2/acetoximetilo (AM). El resultado muestra que los CGC mantuvieron una función normal en los medios libres de rojo de fenol después de 48 h. No se observaron diferencias significativas en la respuesta [Ca²⁺]_i entre el medio RPMI libre de rojo de fenol y el medio completo tras la estimulación con Cc. Por lo tanto, recomendamos utilizar el medio RPMI libre de rojo fenol con BSA al 1% para eliminar hormonas exógenas sin alterar la función normal de las CGC en el estudio de las diferencias basadas en el sexo.

Introducción

Las diferencias basadas en el sexo afectan a múltiples procesos de la superficie ocular ^1,2,3. La manifestación clínica de estas diferencias basadas en el sexo es la diferencia en la prevalencia de muchas enfermedades de la superficie ocular entre hombres y mujeres, como el ojo seco y la conjuntivitis ^4,5,6. La evidencia sugiere que las diferencias basadas en el sexo surgen de múltiples niveles biológicos, incluidos los diferentes perfiles de genes en los cromosomas X e Y⁷ y los efectos de las hormonas⁸. El estudio de las bases moleculares de las diferencias basadas en el sexo puede proporcionar una mejor comprensión de la enfermedad y, eventualmente, mejorar la medicina personalizada.

La superficie ocular comprende la película lagrimal suprayacente, la córnea y la conjuntiva. Se observan diferencias basadas en el sexo en múltiples componentes de la superficie ocular, incluyendo la película lagrimal 9,10, la córnea 11, la glándula lagrimal ^12,13 y las glándulas de Meibomio que también secretan lágrimas ¹². Numerosos estudios mecanicistas han investigado el efecto de las hormonas sexuales sobre la córnea y sus componentes asociados^14,15; Sin embargo, se sabe poco sobre las diferencias basadas en el sexo en la conjuntiva y sus células caliciformes. La conjuntiva es una membrana mucosa que recubre la esclerótica y la superficie interna del párpado. El epitelio de la conjuntiva está compuesto por células escamosas estratificadas, estratificadas, no queratinizantes¹⁶.

Entre las células escamosas estratificadas de la conjuntiva, hay células caliciformes (CGC) intercaladas en la superficie apical del epitelio. Estas células caliciformes se caracterizan por el gran número de gránulos secretores localizados en el polo apical¹⁷. Los CGC sintetizan y secretan la mucina gelificadora MUC5AC para hidratar la superficie ocular y lubricarla durante el parpadeo¹⁷. La secreción de mucina está estrechamente regulada por la [Ca 2+] intracelular ([Ca ²⁺]i) y la activación de la quinasa regulada por señales extracelulares dependiente de Ras (ERK1/2)¹⁸. La incapacidad para secretar mucina provoca sequedad de la superficie ocular y secuelas de anomalías patológicas. Sin embargo, en una superficie ocular inflamada, la secreción extensa de mucina estimulada por mediadores inflamatorios conduce a una percepción de pegajosidad y picazón del ojo¹⁹. Estas condiciones con alteración de la secreción de mucina eventualmente conducirán al deterioro de la superficie ocular.

El papel de las células caliciformes como la principal fuente de mucina ocular ha sido reconocido desde hace mucho tiempo²⁰, sin embargo, las diferencias basadas en el sexo en la regulación de la mucina tanto en estados fisiológicos como patológicos siguen sin descubrirse. Un sistema in vitro sería útil para monitorizar la función de las células caliciformes sin el efecto hormonal o con un nivel de hormonas sexuales controlado con precisión. A pesar de que se ha desarrollado una línea celular epitelial conjuntival²¹, no hay ninguna línea celular caliciforme con secreción funcional de mucina disponible. Por lo tanto, modificamos nuestro cultivo primario de CGC humano desarrollado para establecer un método para analizar la diferencia basada en el sexo in vitro¹⁶, y la presentamos como se muestra a continuación.

Protocolo

Todo el tejido humano fue donado al banco de ojos con el consentimiento informado previo y la autorización del donante para su uso en investigación científica. El uso del tejido conjuntival humano fue revisado por el Comité de Estudios Humanos de Ojos y Oídos de Massachusetts y se determinó que estaba exento y no cumplía con la definición de investigación con sujetos humanos.

1. Cultivo primario de células caliciformes humanas

1. Del banco de ojos, obtener tejido conjuntival humano¹⁶.
2. Prepare el medio de cultivo, medio de cultivo RPMI-1640 suplementado con suero fetal bovino (FBS) al 10%, 2 mM de glutamina, 2 mM de aminoácidos no esenciales (NEAA), 2 mM de piruvato de sodio, 100 μg/mL de penicilina-estreptomicina y 2 mM de ácido 4-(2-hidroxietil)-1-piperazinaetanosulfónico (HEPES).
3. Realice el cultivo celular primario como se describe a continuación.
   1. Picar el tejido en^{trozos de 1 mm y 3} con un bisturí estéril y sembrar en placas de cultivo en una campana de cultivo. Siembre cuatro piezas en cada pocillo de una placa de 6 pocillos, en 1 mL de medio RPMI completo. Aunque la orientación de la pieza de tejido no afecta al crecimiento celular, asegúrese de que las piezas se adhieran a la placa de cultivo para asegurar el crecimiento con la hoja de bisturí.
   2. Coloque los trozos de tejido en la incubadora que contenga un 95% de aire y un 5% de CO₂ a 37 °C. Refresque el mismo medio de cultivo cada dos días hasta que las células caliciformes alcancen el 70%-80% de confluencia en aproximadamente 14 días. Retire el tapón de tejido aproximadamente 72 h después de la siembra.
      NOTA: El epitelio conjuntival humano contiene principalmente células escamosas estratificadas y células caliciformes. RPMI es un medio selectivo para las células caliciformes. En raras ocasiones, en el cultivo humano de CGC, los fibroblastos pueden crecer alrededor del día 7. El método para purificar el cultivo fue descrito en una publicación anterior ²².
   3. Verificar la pureza del cultivo de GC mediante microscopía de inmunofluorescencia (IFM) dirigida a la citoqueratina (CK)7 y a la lectina-1 de Helix pomatia (HPA-1)²² siguiendo el método estándar de IFM descrito en¹⁹; Ver resultados representativos.

2. Paso de células caliciformes conjuntivales humanas y preparación experimental

1. Enjuagar las células con PBS (pH = 7,4) y separar las células con tripsinización utilizando tripsina al 0,05% en 1x EDTA. Observa las células cada minuto bajo un microscopio. Una vez que las células se desprenden de la parte inferior, desactive la tripsina utilizando medios RPMI completos.
2. Centrifugar las células a 150 × g durante 5 min a temperatura ambiente. Vuelva a suspender el gránulo celular en el medio de cultivo RPMI completo y vuelva a sembrar en placas de cultivo con fondo de vidrio para la medición de [Ca²⁺]_i . El volumen total del medio es de 300 μL por plato. Mantenga el medio en el centro de la parte de vidrio del plato.
3. Eliminación de hormonas en medios de cultivo: El medio de cultivo puede contener hormonas sexuales, especialmente el FBS. Como el rojo de fenol contenido en RPMI-1640 tiene actividad estrogénica ^23,24, reemplace el medio RPMI con medio RPMI sin rojo de fenol y ajuste el pH a 7.45 usando tiras de pH después de preparar el medio completo. El HEPES contenido en el medio completo mantiene el pH en un rango relativamente pequeño.

3. Ensayo de fura-2/acetoximetilo (AM) para la medición de [Ca²⁺]_i

1. Realice la carga de Fura-2/AM como se describe a continuación.
   1. Incubar las células en placas con fondo de vidrio durante 1 h a 37 °C, atmósfera ambiente, y protegidas de la luz con tampón de bicarbonato Krebs-Ringer (KRB; que contiene 119 mM de NaCl, 4,8 mM de KCl, 1,0 mM de CaCl 2, 1,2 mM de MgSO₄ y 25 mM de NaHCO₃) con 0,5 % de HEPES (Tabla 1), más 0,5 % de BSA, 0,5 μM de fura-2/AM, 8 μM de ácido plurónico F127 y 250 μM de sulfinpirazona.
   2. Ajuste el pH a 7.45 usando un medidor de pH antes de usar. Después de cargar con fura-2/AM, lavar las células con KRB que contenga 250 μM de sulfinpirazona inmediatamente antes de la medición de [Ca²⁺]_i .
2. Realice la medición [Ca²⁺]_i como se describe a continuación.
   1. Coloque las placas que contienen las células cargadas con fura-2 bajo el microscopio, localice un campo representativo que contenga entre 20 y 50 células con un aumento de 200x, y utilice la función Mano alzada para dibujar un contorno alrededor de cada célula para indicar al software qué es y qué no es fluorescencia de fondo.
   2. Espere a que el software reste automáticamente la fluorescencia de fondo de la medición y haga clic en el botón Iniciar experimento .
   3. A continuación, espere entre 8 s y 15 s para establecer los niveles de calcio basal en las células antes de pipetear cuidadosamente el agonista de interés. Continúe midiendo durante al menos 120 s después de agregar el agonista o hasta que los niveles de calcio hayan regresado a la línea de base.
3. Realice el análisis de datos como se describe a continuación.
   1. Utilice el cambio en el pico [Ca²⁺]_i para representar las acciones de los estímulos. Calcule el nivel medio de calcio basal en cada célula a partir de los primeros 8-15 s de mediciones. Si ese número es igual o superior a 500 nM, elimine esa celda del conjunto de datos, ya que está experimentando apoptosis o necrosis.
   2. Una vez que se ha calculado el nivel basal de cada celda, reste esa cantidad del máximo medido [Ca²⁺]_i para la misma celda. Promedie el cambio en el pico [Ca²⁺]_I para todas las celdas de un plato dado.
   3. Para garantizar la coherencia, registre las respuestas de cada estímulo por duplicado y calcule el valor medio de los cambios en el pico [Ca²⁺]_i obtenidos a partir de los duplicados como un punto de datos de la muestra humana individual. Compare los datos de diferentes grupos utilizando un método de análisis de datos apropiado basado en el diseño del estudio.

Resultados

Los CGC humanos en cultivo primario crecen hasta el 80% de confluencia en aproximadamente 14 días. El tipo de célula se confirmó mediante tinción por inmunofluorescencia con anticuerpos contra los marcadores caliciformes CK7 y HPA-1²⁵ (Figura 1). A pesar de que la eliminación de FBS del medio puede eliminar las hormonas sexuales, la falta de FBS podría afectar potencialmente la respuesta celular. Para verificar el método de eliminación hormonal, se utilizó un agonista...

Discusión

La investigación de las diferencias basadas en el sexo en los tejidos oculares ayuda a comprender los procesos de las enfermedades, especialmente el ojo seco y la conjuntivitis alérgica, que afectan de manera desproporcionada a un sexo ^4,5,6. Aunque se pueden utilizar modelos animales para estos estudios, los datos obtenidos directamente de tejido humano son esenciales debido a la mayor similitud con las células humanas in v...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
0,05% de tripsina con 1x EDTA	Gibco (Grand Island, NY)	25300-054
Ácido 4-(2-hidroxietil)-1-piperazinaetanosulfónico	Biorreactivo Fisher (Pittsburgh, PA)	BP310-500
Medios RPMI avanzados	Gibco (Grand Island, NY)	12633020
carbachol	Cayman Chemical (Ann Arbor, MI)	144.86
Suero fetal Bovin	R& D (Minneapolis, MN)	S11150H
Fura-2-acetoximetil éster	Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, EE. UU.)	F1221
Tejido conjuntival humano	Banco de ojos Eversight (Ann Arbor, MI)	N/A
para tampón KRB	Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)		Cualquier marca funcionará
con L-glutamina	Grupo Lonza (Basilea, Suiza)	17-605F
aminoácidos no esenciales	Gibco (Grand Island, NY)	11140-050
penicilina/estreptomicina	Gibco (Grand Island, NY)	15140-122
RPMI sin rojo fenol	Gibco (Grand Island, NY)	11835055
Ácido plurónico F127	MilliporeSigma (Burlington, MA, EE. UU.)	P2443-250G
RPMI-1640 medio de cultivo	Gibco (Grand Island, NY)	21875034
bisturí	Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, EE. UU.)	12460451	Cualquier bisturí quirúrgico estéril puede funcionar
piruvato de sodio	Gibco (Grand Island, NY)	11360-070
sulfinpirazona	MilliporeSigma (Burlington, MA, EE. UU.)	S9509-5G