Establecimiento de un modelo de lesión de la médula espinal por contusión en ratones basado en una técnica mínimamente invasiva

La lesión traumática de la médula espinal (LME) predispone fácilmente al individuo a consecuencias graves¹; Sin embargo, actualmente no existe un tratamiento eficaz ^1,2. Los modelos de contusión animal son uno de los principales métodos para estudiar la LME ^3,4.

De 2004 a 2014⁴, las ratas se utilizaron como organismos modelo en 289 de 407 estudios (71%) y ratones en 69 (16,9%). De hecho, la proporción de experimentos con ratones ha aumentado gradualmente a lo largo de los años debido a sus ventajas sobre otros modelos, especialmente el gran potencial para los estudios de regulación génica ^3,4,5. Por lo tanto, se requieren herramientas más compatibles para realizar más estudios utilizando el ratón como modelo debido a la gran importancia otorgada a la consistencia del modelo⁶. Los dispositivos comunes reportados en estudios anteriores se basan básicamente en el principio de impacto de la médula espinal de Allen, por ejemplo, el impactador básico de caída de peso^7,8, el impactador ^1,9 de la Universidad de Nueva York (NYU) / Multicenter Animal Spinal Cord Injury Studies (MASCIS) y el^{impactador Infinite} Horizon (IH)^10,11 . El impactador de pérdida de peso y el impactador NYU / MASCIS comparten el mismo principio de apuntar a la médula espinal objetivo y dejar caer un peso fijo desde diferentes alturas para hacer diferentes gravedades de lesión. El impactador IH crea la lesión de la médula espinal de acuerdo con diferentes fuerzas.

Para facilitar el uso del modelo de ratón en estudios de LME y para establecer las bases para métodos de tratamiento efectivos, se desarrolla una plataforma integrada de lesión por impacto de la médula espinal en ratones, llamada plataforma coaxial de lesión de la médula espinal (SCICP). La plataforma consta de cuatro componentes principales: (1) una mesa de operaciones para animales diseñada para una posición adecuada para ratones operados, que es muy compacta y proporciona comodidad sin restricción de posición; (2) un micro-retractor en ambos lados para sostener los músculos paravertebrales durante la operación; (3) un estabilizador vertebral para sostener la vértebra antes del procedimiento de LME (dos estabilizadores vertebrales están disponibles para operar en animales más grandes como ratas); (4) un manguito, una punta de impactador, pesas y un pasador de tracción. Las tres partes deben ensamblarse en un brazo extraíble X-Y-Z. Para una orientación precisa, se coloca una punta de impacto en la superficie de la médula espinal, y el brazo X-Y-Z se desciende suavemente a la altura esperada con la ayuda de la marca entre la punta del impactador y el manguito. La punta del impactador está hecha de una aleación de aluminio de 0,12 g para evitar daños en la médula espinal atribuidos a la compresión de gran peso antes del procedimiento. El pasador de tracción es para sostener los pesos en la parte superior de la manga para preparar la caída de peso (Figura 1).

En estudios anteriores, la división de la fuerza de impacto se definió de acuerdo con los datos de fuerza de impacto del dispositivo IH, que son 30 Kdyn, 50 Kdyn y 70 Kdyn, respectivamente ^6,10. Durante el proceso de investigación, se demostró que los grados seriados de los modelos de LME se establecieron con base en SCICP, que se pueden utilizar en diversos estudios. Por lo tanto, antes de comenzar oficialmente el experimento, las fuerzas de impacto generadas por varios pesos de diferentes masas se probaron utilizando un dispositivo de prueba de presión máxima. Como resultado, se seleccionaron tres modelos de ratón SCI representativos estandarizados como tres grados diferentes de lesión, incluidos los grupos leves, moderados y severos graduados, respectivamente ^6,10, y los pesos se liberaron a la misma altura, con un peso de 1,3 g para daño leve, 2,0 g para moderado y ^2,7 g para daño severo.

Como otro medio para garantizar la operatividad y la precisión, se informa de un enfoque operativo novedoso y mínimamente invasivo. A través de la investigación de la anatomía de ratones normales, se encuentra un nuevo método para localizar el espacio interespinoso de T12-T13. El método de localización de vértebras en los pasos de operación es fácil de dominar y preciso, lo que garantiza una localización precisa para operaciones mínimamente invasivas.

Con suerte, esta técnica de lesión por contusión puede ayudar a la investigación y comprensión de la lesión de la médula espinal, incluida la comprensión fisiopatológica, la evaluación del manejo, etc.

NOTA: Todos los experimentos fueron aprobados por el Comité de Ética y Bienestar de Animales de Laboratorio de la Facultad de Medicina Cheeloo de la Universidad de Shandong (número de aprobación: 21L60) y se realizaron de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio publicada por los Institutos Nacionales de Salud (NIH Publications No. 85-23, revisada en 1996).

1. Mecanismo de la lesión de la médula espinal plataforma coaxial y pruebas mecánicas

1. Ensamble la plataforma con una mesa de operaciones quirúrgica, un estabilizador vertebral y una punta de impactador (Figura 1).
   NOTA: Mantenga limpias las ranuras de caída de peso y escape, que evitan que el peso se encuentre con corrientes de aire, porque cualquier suciedad en la caída de peso o en el manguito podría afectar la precisión de la plataforma.
2. Coloque la punta, que permite la localización precisa de la médula espinal, en la manga.
3. Seleccione las masas adecuadas de las caídas de peso para el experimento, que son 1.3 g, 2.0 g y 2.7 g para los grupos leve, moderado y severo, respectivamente.
4. Enchufe el pasador de tracción en los orificios de la caída de peso.
5. Ensamble la caída de peso en la parte superior del manguito con el pasador de tracción instalado en la ranura del brazo X-Y-Z de modo que, una vez que se complete la localización, el peso se libere para golpear la punta del impactador, contencionando consecuentemente la médula espinal, y se observen cambios en la médula espinal bajo el microscopio.
6. Ajuste el brazo extraíble X-Y-Z de precisión de 0,1 mm para mayor comodidad del operador y proporcionar un espacio de trabajo adecuado (Figura 1D, E).
   NOTA: Para confirmar la consistencia de los resultados del estudio, antes de que comience el experimento, mida la fuerza generada cuando el peso se deja caer dentro del manguito utilizando un dispositivo de detección de presión máxima. No es necesario repetir la confirmación para estudios futuros.
7. Encienda el dispositivo, coloque el receptor de presión de metal debajo de la punta, ponga a cero el adaptador, suelte el pasador de tracción y registre la fuerza de impacto real.

2. Localización y laminectomía de la^9ª vértebra torácica (T9)

NOTA: Los ratones hembra C57BL / 6J de 9-10 semanas de edad fueron comprados a Jinan Pengyue Experimental Animal Company (Jinan, China).

1. Autoclave: un conjunto de instrumentos quirúrgicos para el experimento y esterilizar la mesa de operaciones con alcohol al 75% antes de la cirugía.
2. Inyecte buprenorfina para analgesia (0.05-2.0 mg / kg, SQ) 30 minutos antes de la anestesia para operaciones de lesión. Luego, anestesiar al ratón con isoflurano (inducción: ~ 3% -5%, mantenimiento: ~ 1.5% -2%). Compruebe si el animal está completamente anestesiado por los reflejos del pellizco de la cola o del dedo del pie. Una vez que la anestesia esté en efecto, coloque el ratón en una posición prona en una parte designada de la mesa de operaciones y cubra la córnea con ungüento oftálmico (aplique ungüento oftálmico a las córneas para proteger los ojos de la sequedad durante la cirugía).
   1. Afeite el cabello desde la caudal hasta el rostral con una afeitadora eléctrica sobre la columna toracolumbar. Esterilizar la piel varias veces con movimientos circulares con yodóforo durante 30 s y seguido de alcohol al 75%. Aplique un paño quirúrgico estéril y haga una incisión longitudinal de aproximadamente 1,5 cm sobre la piel de aproximadamente T6 a T13 con un bisturí y una cuchilla.
      NOTA: Palpar a lo largo del margen costal hasta la línea media, donde se encuentra el espacio interespinoso T12-T13. Haga una incisión de 1,5 cm en el rostral, y la incisión está aproximadamente al ras con vértebras T6-T13.
3. Explore la costilla 13 en un lado de la porción ósea bajo el microscopio operativo. Explore el proceso espinoso en la línea media tocando ligeramente el área del ángulo costovertebral y luego hacia el rostral para localizar el espacio interespinoso del T12-T13. Explore el espacio interespinoso de la T9-T10 desde el espacio de la T12-T13 hasta el lado rostral. (Figura 2A, 3A)
4. Diseccionar el músculo paraespinal a lo largo de la apófisis espinosa de la T9 hasta las articulaciones facetarias anterior y posterior de ambos lados con microtijeras (Figura 3B). Retraiga los músculos paraespinales con micro-retractores y limpie el tejido blando en la lámina y en el espacio interespinoso de la T8-T9 y T9-T10 con micro tijeras.
5. Realice la laminectomía T9, sujete el proceso espinoso de T9 con pinzas de microcirugía, levántelo ligeramente, inserte las micro tijeras paralelamente a lo largo del lado dorsolateral derecho de la lámina, evitando daños en la médula espinal, y corte la lámina con micro tijeras. Repita en el lado izquierdo y la médula espinal puede quedar expuesta (Figura 2B, 3C).
6. Antes de fijar la vértebra, afloje el brazo universal y sujete lentamente las articulaciones facetarias 9 a 10 a ambos lados de la vértebra con las pinzas de micromosquito del estabilizador vertebral. Apriete los tornillos de las pinzas de micromosquito y la vértebra se estabilizará. Ajuste la médula espinal al plano horizontal, apriete el brazo universal y la vértebra se fija (Figura 3D).

3. Lesión por contusión T9

1. Una vez que la médula espinal de nivel T9 esté expuesta y la vértebra esté fija, apunte a la médula espinal por la punta dentro de la manga debajo del microscopio operativo (Figura 3E).
2. Compruebe si la superficie de la punta es paralela a la médula espinal desde los aspectos posterior y lateral de la médula espinal, ya que es fácil observar la relación entre la médula espinal y la punta bajo el microscopio, y que la mesa de operaciones se puede girar fácilmente.
3. Compruebe si la superficie de la punta es paralela a los bordes bilaterales de la lámina preservada antes de que la punta esté en contacto con la médula espinal después de la laminectomía, ya que es un plano de referencia natural paralelo a la médula espinal.
4. Después de localizar el espacio interespinoso del T12-T13, baje el manguito hasta que el extremo del impactador sea consistente con la marca en la ventana de observación y se alcance la altura especificada de 22 mm. Saque el pasador de tracción para liberar el peso (1,3 g, 2,0 g o 2,7 g según el grupo, con cada grupo incluyendo 3 ratones y cada grupo con un ratón para cada punto de tiempo).
   NOTA: La médula espinal debe ser paralela al suelo y perpendicular a la punta; Mueva la mesa de operaciones para garantizar el campo visual microscópico, ya que la mesa es muy compacta.
5. Retire el impactador cuando se realice la contusión y observe el grado de LME bajo el microscopio de operación. En el grupo leve, se puede observar una alteración del color rojo claro, mientras que en el grupo moderado, el sitio de la lesión exhibe rojo oscuro en 3-4 s y, posiblemente, se puede observar eminencia. En el grupo severo, las manifestaciones de color rojo oscuro pueden aparecer inmediatamente, y se manifiesta una eminencia obvia en la duramadre, pero la duramadre todavía está en una forma consistente (Figura 3F).
6. Sutura la fascia superficial y la piel con suturas (sutura no absorbible de polipropileno, tamaño: 6-0).
7. Después de completar la sutura, esterilice el área quirúrgica, coloque al ratón en una almohadilla con temperatura controlada hasta que se restaure la plena conciencia y luego coloque al ratón en las jaulas del ratón.

4. Cuidado de los animales

1. Coloque al animal en la almohadilla térmica para su recuperación y observe el movimiento de ambas extremidades posteriores.
   NOTA: Los animales que se han sometido a cirugía no deben ser devueltos a la compañía de otros animales hasta que estén completamente recuperados.
2. Ponga una dieta alta en agua en el piso de la jaula para que los animales puedan alcanzar fácilmente la comida. Alternativamente, use una jaula con una mesa de alimentación más baja.
3. Vacíe las vejigas de los ratones dos veces al día después de la operación porque es difícil para los grupos de lesiones moderadas y graves recuperar la función de la vejiga. Inyecte buprenorfina para analgesia (0.05-2.0 mg/kg, SQ) 8-12 h/día durante 3 días.

5. Perfusión transcárdica, tinción e inmunotinción

1. En los días 1, 28 y 56 después de la lesión, sacrifique un ratón de cada grupo, respectivamente, por perfusión.
   1. Perfundir los ratones con 60 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) y 20 ml de paraformaldehído al 4% después de la anestesia excesiva (4% -6% de isoflurano).
   2. Recoja la columna vertebral con micro tijeras, extendiéndose rostralmente y caudalmente 1 cm, respectivamente, desde el centro de la lesión.
   3. Resecar el exceso de músculo, reservar los segmentos intactos de la columna vertebral con costillas parciales para que los instrumentos se mantengan en el paso 5.1.4 y remojarlo en paraformaldehído al 4% durante 24 h.
   4. Sujetar las costillas con pinzas hemostáticas para la fijación y definir el centro de la lesión bajo el microscopio de acuerdo con la lámina resecada y la alteración del color en el centro de la lesión de la médula espinal.
   5. Resecar todas las láminas y procesos articulares con microtijeras desde el caudal.
   6. Cortar las raíces nerviosas con micro tijeras y sacar la médula espinal.
   7. Recoger 0,5 cm de la médula espinal extendiéndose caudal y rostralmente, respectivamente, desde el centro de la lesión con micro tijeras.
   8. Poner la médula espinal en sacarosa al 30% a 4 °C durante 48 h.
2. Cortar los tejidos en secciones de 6 μm de espesor después de la congelación de acuerdo con el tipo de examen histológico.
3. Realizar tinción de hematoxilina y eosina (H&E).
   1. Vuelva a calentar las secciones a temperatura ambiente y remoje las secciones de 6 μm de espesor en formaldehído al 4% durante aproximadamente 15 minutos, seguido de remojo en 1x PBS durante 1 minuto cuatro veces para eliminar la OCT residual.
   2. Manchar las secciones con hematoxilina durante 90 s y enjuagar con agua de doble destilación.
   3. Luego, lave las secciones con agua corriente durante 3 minutos.
   4. Manchar con eosina durante 4 min y remojar en alcohol al 95% durante 30 s dos veces para enjuagar el exceso de eosina.
   5. Finalmente, deshidratar con alcohol degradado (95% alcohol y 50% alcohol una vez, sucesivamente) durante 30 s y remojar en xileno para mayor transparencia durante 2 min. Luego, selle las muestras con gel de resina (sección del plano coronal: Figura 4; sección del plano sagital: Figura 5).
4. Realizar tinción inmunofluorescente.
   1. Vuelva a calentar las secciones a temperatura ambiente y remoje las secciones de 6 μm de espesor en formaldehído al 4% durante aproximadamente 2 min.
   2. Lave las secciones en TBST durante 5 minutos durante tres veces.
   3. Incubar las secciones con solución bloqueante (suero normal de cabra al 10% en PBS) y bloquear durante 1 h para bloquear la unión no específica de inmunoglobulina.
   4. Incubar las secciones de la médula espinal durante la noche a 4 °C con proteína ácida fibrilar anti-glía de ratón (GFAP, un marcador de astrocitos reactivos), anticuerpo policlonal (1:600) y anticuerpo anti-NF200 de conejo (1:2000), un marcador de neurofilamento en 0,4 ml de solución de bloqueo.
   5. Enjuague las secciones con PBS y agregue 0,4 ml de solución de bloqueo con anticuerpos secundarios IgG conjugada con Alexa 594 (1:1,000) y Alexa 488 conjugada IgG (1:1.000) de cabra durante 1 h a temperatura ambiente.
   6. Tome imágenes con un microscopio fluorescente a 10x mediante barrido panorámico automático a longitudes de onda de 594 nm y 488 nm, respectivamente (Figura 6).
      1. Encienda el microscopio de fluorescencia, coloque el portaobjetos en la platina del microscopio, cambie al canal de fluorescencia, use la tecla de posicionamiento para colocar de tres a cuatro puntos en el tejido y enfoque para completar el disparo. Después de terminar de disparar, guarde las imágenes de diferentes canales en el formato deseado y luego guarde la imagen combinada.

Para probar la precisión del dispositivo, se midió la fuerza que tres masas diferentes de pesos hicieron desde la misma altura utilizando un dispositivo de prueba de presión máxima. Se realizaron veinticuatro pruebas con diferentes grupos de pesos, resultando en (media ± DE) 0,323 N ± 0,02 N para pesos de 1,3 g, 0,543 N ± 0,15 N para pesos de 2,0 g y 0,723 N ± 0,26 N para pesos de 2,7 g (Figura 7). Estudios previos adoptaron dyne (dyn) o Kilodyne (Kdyn) como unidades para medir las intensidades de contusión. Para una mejor comparación con estudios previos, se enumeran las conversiones entre Newtons (N) y dina/Kilodina (1 N = 1 kg × 1 m/s 2 = 1 × 10 3 g × 1 × 100 cm/s2 = 1 × 105 dina; 0,323 N = 32,3 Kdyn; 0,543 N = 54,3 Kdyn; 0,723 N = 72,3 Kdyn).

La Tabla 1 y la Figura 4 muestran datos de las lesiones de los grupos leve, moderado y severo en secciones coronales. A juzgar por la Figura 4, en el día 28 después de la lesión, la continuidad de los límites distinguibles de la materia gris y blanca en los grupos leve, moderado y severo disminuyó sucesivamente, con el área de tejido cicatricial creciendo y una proporción creciente en la sección transversal del centro de la lesión. Hubo diferencias morfológicas obvias en todos los grupos experimentales en comparación con el grupo normal. Esto demostró la racionalidad de la división de los grados de lesión en los grupos experimentales.

La Tabla 2 y la Figura 5 describen la lesión de la médula espinal en el 1er y 56º día después de la lesión en las secciones sagitales. Se puede ver que el área de la lesión aumentó gradualmente significativamente de los grupos leves a severos en el 1er día después de la lesión. Mientras tanto, la continuidad de la sustancia blanca en ambos lados de la médula espinal fue mejor en el grupo leve, con pequeñas vacuolas redondas observables, que son las características del edema intersticial. En el grupo moderado, la sustancia blanca mostró poca continuidad, y la estructura de la sustancia blanca ventral no fue ordenada. En el grupo severo, la sustancia blanca ventral exhibió una interrupción más severa, y apareció una gran área de la cavidad en el centro de la lesión. Además, el tejido circundante mostró un llenado obvio de los glóbulos rojos, y los glóbulos rojos cerca del canal central se reunieron en tiras. En el día 56 después de la lesión, se observó formación de cicatrices en el centro de lesiones de los tres grupos, cuya área aumentó de acuerdo con la gravedad de la lesión.

La integridad del neurofilamento de la médula espinal en el día 56 después de la lesión también se puede derivar del análisis de los resultados de la tinción de inmunofluorescencia (Figura 6). La figura también muestra que los astrocitos formadores de cicatrices superpuestos eran visibles en el centro de los tres grupos de lesiones, con la longitud del área de la lesión aumentando con la gravedad de la lesión, mientras que el diámetro de la cicatriz disminuyó. Esto sugiere la presencia de contractura cicatricial, que puede conducir a una disminución en el diámetro de la médula espinal.

Figura 1: Una exposición completa y parcial de la plataforma coaxial de la lesión de la médula espinal. (A) El brazo X-Y-Z y la mesa de operaciones se pueden separar, lo que deja espacio adecuado para el procedimiento de operación durante el cual la médula espinal de un animal pequeño está expuesta. La mesa de operaciones se puede mover libremente durante la operación, lo que reduce la posible dificultad operativa atribuida a las limitaciones de posición. El cuerpo del estabilizador vertebral tiene un brazo universal de tres articulaciones para la asistencia de dirección, lo que aumenta su flexibilidad. (B) Coloque la punta del impactador en el manguito y ensamble este último en el brazo X-Y-Z. Coloque la punta del pasador de tracción en los orificios del peso para evitar que el peso caiga y coloque el peso en la manga. Con las piezas ensambladas, ubique el área de lesión objetivo bajo el microscopio. Luego, baje el brazo X-Y-Z hasta que el extremo de la punta del impactador sea consistente con el nivel inferior de la ventana de observación, lo que indica que se ha alcanzado una altura de contusión unificada (la altura entre el peso y la punta del impactador es de 22 mm cuando comienza la caída). Tire del pasador de tracción y el impacto estará hecho. (C) Después de que el área de la lesión esté expuesta, use los clips para sujetar y fijar la columna vertebral del ratón y el perno de apriete para estabilizar el estabilizador vertebral. (D) Funciones recomendadas para ranuras en la mesa de operaciones. Se supone que el animal experimental debe colocarse en el surco medio, con la cabeza hacia la parte torácica anterior en la pendiente. El brazo X-Y-Z está separado de la mesa de operaciones. (E) Una exhibición del SCICP ensamblado. Las flechas indican las piezas. Con la punta apuntando al área de contusión objetivo, para iniciar la contusión, saque el pasador de tracción y el peso caerá sobre la punta del impactador para conusar la médula espinal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Un gráfico de imágenes del método de localización de vértebras costovertebrales T13. (A) La 13ª costilla y T13 son estructuras anatómicas relativamente constantes. El ángulo costovertebral T13 se puede detectar fácilmente bajo el microscopio, desde el cual el operador puede sondear hacia el proceso espinoso y encontrar el espacio interespinoso T12-T13. Luego, sondee hacia el lado rostral sucesivamente para encontrar la vértebra de la lesión objetivo (por ejemplo, T9). (B) Una 9ª laminectomía torácica mínimamente invasiva puede preservar la lámina adecuada y las articulaciones facetarias entre los cuerpos vertebrales adyacentes. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Exposición y contusión de la médula espinal a nivel de T9 en ratones . (A) Sondear el ángulo costovertebral T13. (B) Con el músculo paraespinal retraído por micro-retractores para hacer espacio adecuado para la operación, exponga el T9. (C) Realizar laminectomía T9 con micro tijeras. (D) Estabilizar la vértebra con los clips del estabilizador vertebral. (E) Apunte al área de contusión objetivo con la punta del impactador. (F) Se observa edema y congestión en el área de la lesión después de la contusión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Secciones representativas en el día 28 después de diferentes grados de LME en ratones (secciones coronales). (A) Médula espinal torácica normal del ratón. Barra de escala = 500 μm. (B) Para el grupo leve, se puede observar una lesión leve en la cara dorsal de la médula espinal, mientras que la morfología de la sustancia blanca y gris preservadas se conserva sustancialmente. (C) Para el grupo moderado, se observa tejido cicatricial obvio en la médula espinal (indicado por el asterisco rojo). Las características diferenciadoras entre la materia blanca y la materia gris apenas se pueden distinguir. (D) Comparativamente, la médula espinal del grupo severo casi ha perdido su morfología original y casi ha sido reemplazada por tejido cicatricial. La línea discontinua verde indica el área de daño, y la línea discontinua negra indica el límite de la materia gris observable. A medida que aumentaba la gravedad de la lesión, apareció una lesión más grande y una estructura menos preservada en la médula espinal del ratón, con el borde de la materia gris apenas distinguible. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5: Secciones representativas en los días 1 y 56 después de la lesión de la médula espinal de ratones (secciones sagitales). (A) Médula espinal torácica normal del ratón. (B) B1-B3 representan, respectivamente, la médula espinal en el primer día después de la lesión en los grupos leve, moderado y grave. Se puede ver que, a medida que aumentaba el daño, un área más grande se interrumpía o licuaba en el centro de la lesión. La continuidad de la sustancia blanca en la médula espinal ventral difirió debido a diferentes intensidades de lesión. B1 muestra que la sustancia blanca en la médula espinal ventral tiene una mejor continuidad con un ligero edema. B2 muestra una continuidad más pobre de la sustancia blanca en la médula espinal ventral y un edema más severo. El tejido en el centro de la LME B3 ha perdido casi toda continuidad, y hay edema extenso en el área fuera del centro de la lesión. (C) C1-C3 representan, respectivamente, la médula espinal en el día 56 después de la lesión en los grupos leve, moderado y grave. Diferentes grados de contractura cicatricial se manifestaron en el centro de lesión entre diferentes grupos, y hubo una diferencia significativa en el diámetro del área de la lesión. Barra de escala = 500 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 6: Secciones representativas en el día 56 después de la lesión de la médula espinal en ratones (secciones sagitales). (A) Sección representativa del grupo leve. NF200 indica el neurofilamento, mientras que GFAP indica astrocitos. Se observan astrocitos superpuestos en el epicentro de la lesión, mientras que el neurofilamento en la parte ventral de la médula espinal está en buena continuidad. (B) Sección representativa del grupo moderado. Se pueden observar dos centros cicatriciales (indicados con asteriscos rojos) además de astrocitos superpuestos, mientras que el neurofilamento en la cara ventral tiene continuidad. (C) Sección representativa del grupo severo, con un amplio rango de lesiones y astrocitos formadores de cicatrices masivas. No se observa un centro de cicatriz obvio, y el neurofilamento tiene poca continuidad. Barra de escala = 500 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 7: Fuerza generada desde la misma altura pero con diferentes pesos. Antes del experimento, la fuerza generada por diferentes masas de pesos liberadas desde la misma altura se detectaba utilizando un dispositivo de detección de presión máxima. Después de que cada grupo completó 24 detecciones, se obtuvieron datos de gravedad más confiables para la referencia de la fuerza de golpeo. Los datos fueron analizados utilizando el software estadístico SPSS19.0. Los datos se presentan como media ± DE, n = 24 en cada grupo. Las comparaciones entre más grupos se basaron en un análisis unidireccional de varianza (ANOVA) utilizado para probar las diferencias; p < 0,05 fue considerado estadísticamente significativo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Tabla 1: Tasa de sustancia blanca, materia gris y daño en el día 28 después de la lesión. Abreviaturas: dpi = días después de la lesión, DA = área dañada; GMR = tasa de materia gris; WMR = tasa de sustancia blanca; DR = tasa de daños.

Tabla 2: Comparaciones entre la lesión en secciones sagitales en el 1er y 56º día después de la lesión.

El profesor Shiqing Feng es propietario de la plataforma coaxial de la lesión de la médula espinal.