Artículo de método

Un modelo de asfixia perinatal de lechón para estudiar la lesión cardíaca y la hemodinámica después de un paro cardíaco, reanimación y el retorno de la circulación espontánea

2.6K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/64788

⸱

13 de enero de 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Clinical Medicine, Faculty of Medicine, University of Oslo, 2Department of Neonatal Intensive Care, Division of Pediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 3Department of Pediatric Research, Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 4Department of Pediatrics, Vestfold Hospital Trust, 5Department of Anesthesiology, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 6Department of Pediatrics, Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 7Centre for the Studies of Asphyxia and Resuscitation, Neonatal Research Unit, Royal Alexandra Hospital, 8Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Institute of Clinical Medicine, University of Oslo, 9Department of Paediatrics and Adolescent Health, University of Botswana, 10Department of Pediatric Research, Oslo University Hospital, University of Oslo, 11Department of Pediatrics, Robert H Lurie Medical Research Center, Northwestern University Chicago

En este artículo

Resumen

Este modelo de lechón implica instrumentación quirúrgica, asfixia hasta el paro cardíaco, reanimación y observación posterior a la reanimación. El modelo permite múltiples muestreos por animal, y mediante el uso de presión arterial invasiva continua, ECG y monitoreo no invasivo del gasto cardíaco, proporciona conocimiento sobre hemodinámica y fisiopatología cardíaca en asfixia perinatal y reanimación cardiopulmonar neonatal.

Resumen

Los lechones neonatales se han utilizado ampliamente como modelos traslacionales para la asfixia perinatal. En 2007, adaptamos un modelo bien establecido de asfixia de lechones mediante la introducción de un paro cardíaco. Esto nos permitió estudiar el impacto de la asfixia grave en los resultados clave, incluido el tiempo necesario para el retorno de la circulación espontánea (ROSC), así como el efecto de las compresiones torácicas según protocolos alternativos para la reanimación cardiopulmonar. Debido a las similitudes anatómicas y fisiológicas entre lechones y neonatos humanos, los lechones sirven como buenos modelos en estudios de reanimación cardiopulmonar y monitorización hemodinámica. De hecho, este modelo de paro cardíaco ha proporcionado evidencia para el desarrollo de guías a través de la investigación sobre protocolos de reanimación, fisiopatología, biomarcadores y nuevos métodos para el monitoreo hemodinámico. En particular, el hallazgo incidental de que una fracción sustancial de lechones tienen actividad eléctrica sin pulso (PEA) durante el paro cardíaco puede aumentar la aplicabilidad del modelo (es decir, puede usarse para estudiar la fisiopatología que se extiende más allá del período perinatal). Sin embargo, la generación del modelo es técnicamente desafiante y requiere varios conjuntos de habilidades, personal dedicado y un buen equilibrio de las medidas, incluidos los protocolos quirúrgicos y el uso de sedantes / analgésicos, para garantizar una tasa razonable de supervivencia. En este documento, se describe en detalle el protocolo, así como las experiencias con adaptaciones al protocolo a lo largo de los años.

Introducción

La asfixia perinatal es causada por el intercambio gaseoso comprometido (hipoxemia e hipercapnia) antes, durante y/o después del nacimiento. Resulta en una reducción del flujo sanguíneo (isquemia) a los órganos vitales y posterior acidosis respiratoria y metabólica mixta. La asfixia perinatal es una complicación común del parto que causa anualmente 580.000 muertes infantiles en todo el mundo1. Disminuir este número es esencial para reducir las muertes en recién nacidos y niños menores de 5 años, como se establece en el Objetivo de Desarrollo Sostenible número 3.2 de las Naciones Unidas (es decir, mortalidad neonatal <12 por 1.000 nacidos vivos y mortalidad de menores de 5 años <25 por 1.000 nacidos vivos)2.

Clínicamente, la asfixia se presenta como encefalopatía hipóxico-isquémica (EHI), depresión respiratoria e insuficiencia circulatoria en el recién nacido3 (es decir, síntomas y signos de hipoxia-isquemia de órganos vitales)4. En consecuencia, un bebé asfixiado puede necesitar tratamiento para la encefalopatía, incluyendo convulsiones, y soporte respiratorio y circulatorio avanzado. A nivel mundial, cada año, hasta 10 millones de bebés requieren algún tipo de intervención, como la estimulación táctil, y 6-7 millones de bebés requieren ventilación asistida al nacer5. Por lo tanto, la asfixia perinatal ejerce una gran presión sobre el sistema de atención médica, con implicaciones socioeconómicas asociadas. Para reducir la carga mundial de morbilidad atribuida a la asfixia perinatal, nuestros grupos de investigación creen que las siguientes áreas de enfoque deben investigarse en estudios científicos: prevención, incluida la mejora de la atención prenatal y obstétrica y el seguimiento; biomarcadores pronósticos; y reanimación y estabilización optimizadas de la sala de partos6.

Los lechones recién nacidos y los bebés humanos en gestación a corto término tienen anatomía y fisiopatología similares7. Aunque ningún modelo animal de asfixia perinatal y paro cardíaco puede crear el aspecto completo de la transición perinatal fallida que conduce a la asfixia y el paro cardíaco, los lechones son buenos modelos traslacionales.

Ya en la década de 1970, desarrollamos un modelo de hipoxia en cerdos adultos8. Fue perfeccionado con éxito por los grupos de investigación9, proporcionando así un modelo de lechón de asfixia perinatal 10,11,12,13,14,15,16,17,18. En 2007, los primeros experimentos con paro cardíaco en lechones se realizaron en el Instituto de Investigación Quirúrgica del Hospital Universitario de Oslo11,13,15,16. El modelo de detención ha proporcionado evidencia para el desarrollo de directrices 10,13,15,16,19,20, así como vastas oportunidades para estudios fisiológicos y pruebas de equipos/herramientas de diagnóstico 14,21, protocolos de reanimación (estudios controlados aleatorios)13,15,16,22, y biomarcadores sanguíneos y tisulares 10,12,20. Por lo tanto, el modelo ha demostrado ser versátil, y una sola serie experimental se ha utilizado tradicionalmente para responder a varias preguntas de investigación. Esto es importante y está de acuerdo con las tres R (reducción, reemplazo y refinamiento) de la investigación experimental con animales23 (es decir, el principio de reducir el número de animales sacrificados con fines científicos).

En el siguiente protocolo, se describe en detalle el modelo de asfixia perinatal de lechón, incluida la forma de inducir, definir y determinar el paro cardíaco. El modelo se ha refinado para minimizar la exposición a sedantes e intervenciones quirúrgicas e incluye ventilación mecánica, asfixia, reanimación, observación posterior a la reanimación y la recolección de muestras de sangre, orina y líquido cefalorraquídeo. Nuestros grupos también recolectan tradicionalmente tejidos de órganos vitales postmortem, pero el procedimiento de recolección de tejido no se describe en detalle en este protocolo. El modelo simula un insulto hipóxico con acidosis respiratoria y metabólica mixta, que refleja la bioquímica de los recién nacidos humanos asfixiados. Mediante la estrecha monitorización de los lechones con evaluaciones invasivas de presión arterial (PA) y frecuencia cardíaca (FC), oximetría de pulso (PO), electrocardiograma (ECG), cardiografía de impedancia (ICG) y espectroscopia de infrarrojo cercano (NIRS), se puede estudiar en detalle la fisiología de la asfixia perinatal, con un enfoque particular en el corazón.

El modelo es técnicamente desafiante, ya que se requiere un equilibrio muy fino en los medicamentos, las intervenciones quirúrgicas y el método para inducir un paro cardíaco para garantizar una tasa razonable de supervivencia. La realización de los experimentos requiere una preparación minuciosa y un equipo dedicado y que funcione bien. La selección de animales de experimentación también parece desempeñar un papel importante para garantizar el éxito de los experimentos. En este documento, describimos el protocolo en detalle y nuestras experiencias con él.

Protocolo

El protocolo fue aprobado por la Autoridad Noruega de Seguridad Alimentaria (aprobación nr. 25030), y los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las regulaciones europeas, noruegas e institucionales. La replicación de este modelo requiere obtener la aprobación ética para los experimentos con animales de acuerdo con las regulaciones institucionales y nacionales y garantizar la realización de los experimentos de acuerdo con las tres Rs23. Todo el personal que maneje los animales debe estar certificado con las funciones A, B y D de acuerdo con el Artículo 23 y el Artículo 24 de la Directiva de la UE 2010/63/UE24, o equivalente. Controle cuidadosamente a los animales durante todo el experimento y ajuste la anestesia, la configuración del ventilador, la temperatura y la posición del animal para garantizar el bienestar de los animales. Evalúe críticamente el modelo y su aplicación regularmente, y refine según sea necesario y posible.

NOTA: Los lechones utilizados en este estudio tenían entre 12 y 36 h, pesaban entre 1,7 y 2,3 kg, tenían la misma distribución por género, eran de raza mixta noruega, durac y yorkshire, y no estaban modificados genéticamente. Los pasos 1 y 2 del protocolo incluyen anestesia general y procedimientos de muestreo de datos que se aplican durante todo el experimento, y los pasos 3-10 detallan los procedimientos experimentales, incluida la preparación de los animales, la intervención quirúrgica, la asfixia hasta el paro cardíaco, la reanimación y la observación posterior a la reanimación.

1. Protocolo de anestesia (TIME: se aplica a todo el experimento)

  1. Inducir la anestesia con un bolo de fentanilo IV (50 μg/kg) y pentobarbital (15-20 mg/kg) en un catéter venoso periférico en una vena del oído.
    PRECAUCIÓN: El fentanilo es dañino si se inhala o ingiere e irrita los ojos y la piel. También es una droga restringida. Su suministro y uso deben ser monitoreados y regulados de acuerdo con las regulaciones para medicamentos restringidos. El pentobarbital es dañino si se ingiere e irrita los ojos y la piel.
  2. Mantener la anestesia con fentanilo IV (50 μg/kg/h) hasta la asfixia, y luego detener durante la asfixia, y reinstaurar a 25 μg/kg/h después del retorno de la circulación espontánea (ROSC).
    NOTA: La anestesia de fentanilo de alta dosis utilizada en este modelo proviene de decenas de años de refinar el modelo en un esfuerzo de colaboración que involucra a neonatólogos y anestesiólogos pediátricos. La anestesia de fentanilo en dosis altas se asocia con estabilidad cardiovascular y hemodinámica25,26 en adultos humanos y neonatos. Sin embargo, un estudio en lechones recién nacidos mostró que el uso de fentanilo se asoció con una reducción de la FC y del gasto cardíaco (GC) y un aumento de la presión arterial media (PAM), la presión diastólica final del ventrículo izquierdo y el índice de resistencia periférica total27.
  3. Monitoree el bienestar del lechón durante todo el experimento. Verifique el tono muscular y evalúe los signos vitales para asegurarse de que el lechón esté completamente anestesiado. Si el lechón muestra signos de angustia, administre fentanilo IV adicional o pentobarbital IV de acuerdo con el criterio clínico.

2. Muestreo de datos y registros (TIME: se aplica a todo el experimento)

  1. Imprima un formulario de registro de caja de papel (CRF) para cada lechón. El CRF contiene información sobre la FC, la PA (incluida la PAM), la saturación de oxígeno (SpO2), la saturación regional de oxígeno cerebral (NIRS), la temperatura, la medicación adicional proporcionada y los escalofríos.
  2. En el CRF, dale al lechón un número de identificación y registra el peso y el sexo del lechón en la página principal.
  3. Realizar los registros cada 5 min durante el periodo de estabilización y justo antes de la inducción de la asfixia. Después de la inducción de la asfixia, haga el primer registro después de 10 min y luego cada 5 min hasta paro cardíaco. Si se logra ROSC, haga los registros tan pronto como sea posible después de ROSC, cada 5 minutos durante la primera hora después de ROSC, y luego cada 30 minutos durante el resto del período de observación.
  4. En el FCI, indique cuándo recolectar los diferentes especímenes.
    1. Recolectar sangre y plasma completos al inicio de la estabilización, justo antes de la inducción de la asfixia, en el paro cardíaco, en ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min y 540 min después de ROSC, y al final del estudio (570 min).
      NOTA: Es importante calcular cuánta sangre se puede extraer de cada lechón. Como ejemplo, se puede extraer menos sangre de lechones más pequeños, lechones inestables y lechones que han sufrido alguna pérdida de sangre por la cirugía de cuello. También es vital observar la hemoglobina (Hb) desde el estado ácido-base durante todo el experimento. En este estudio, se excluyeron los lechones con Hb <6 g/dL.
    2. Recoger la orina a los 240 min después de ROSC y al final del estudio (570 min).
    3. Tome el estado ácido-base al inicio de la estabilización, justo antes de la inducción de la asfixia, 10 minutos después de la inducción de la asfixia, y luego cada 5 minutos hasta el paro cardíaco. Tome el estado ácido-base en el paro cardíaco, en ROSC, 5 min, 15 min, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min y 540 min después de ROSC, y al final del estudio (570 min).
    4. Recolectar líquido cefalorraquídeo (LCR) al final del estudio (570 min).
  5. Recolectar sangre y plasma completos del catéter arterial central.
    1. Extraiga 2 ml de sangre del catéter arterial central en una jeringa heparinizada y colóquela a un lado.
    2. Luego, extraiga 2.5 ml de sangre en una nueva jeringa heparinizada. Coloque 0,5 ml de la última sangre completa extraída en un tubo de microcentrífuga y congele rápidamente en nitrógeno líquido.
    3. Colocar los 2 ml restantes en un vial de EDTA del tamaño adecuado y centrifugar a 1.700 x g a 4 °C durante 10 min. Pipetear el plasma (que se separa de la capa leucocitaria y los eritrocitos como capa superior) en tubos de microcentrífuga y congelar rápidamente en nitrógeno líquido.
    4. Extraiga otros 0,2 ml de sangre del catéter arterial central en una nueva jeringa heparinizada. Coloque la jeringa en la máquina ácido-base (consulte la Tabla de materiales) y complete la información relevante (la identificación, el punto de tiempo y la temperatura del lechón).
    5. Empuje la sangre extraída en la primera jeringa heparinizada de nuevo en el catéter arterial. Enjuague el catéter arterial con solución salina normal heparinizada para asegurarse de que toda la sangre regrese a la circulación del lechón.
  6. Recolectar orina por aspiración suprapúbica de orina.
    1. Localice los puntos de referencia: el área entre el tercer par de pezones más bajo y el segundo más bajo, aproximadamente 2 cm por debajo del ombligo y unos pocos milímetros laterales a la línea media.
    2. Use una jeringa de 10 ml con una cánula de 23 G. Avance la cánula verticalmente aproximadamente 1 cm y aspire hasta que la jeringa se llene de orina. Coloque la orina en un tubo criogénico y congele rápidamente en nitrógeno líquido.
  7. Recoger el LCR mediante una punción lumbar.
    1. Coloque el lechón de lado y dibuje las extremidades posteriores hacia el pecho. Localice los puntos de referencia: entre las marcas espinales al nivel de la cresta ilíaca del lechón.
    2. Avance una cánula de 21 G ligeramente cranealmente entre las marcas espinales hasta que emerja el LCR. Coloque el LCR en tubos de microcentrífuga y congele rápidamente en nitrógeno líquido.
    3. Recopile datos de ECG continuo y PA arterial invasiva (ver paso 6 y paso 7) utilizando un software de adquisición y análisis de datos (consulte la Tabla de materiales). Realice NIRS (consulte el paso 7) con una máquina NIRS disponible en el mercado (consulte la Tabla de materiales).

3. Preparación (TIEMPO: semanas a meses, el tiempo que sea necesario)

  1. Obtener aprobación ética para los experimentos con animales.
  2. Póngase en contacto con un agricultor y organice la selección de lechones (edad: 12-36 h, distribución equitativa por género, peso: 1.7-2.3 kg), fecha de entrega y arreglos de transporte.
    NOTA: La selección de lechones de la misma raza (en este estudio, una mezcla de Norwegian Landrace, Duroc y Yorkshire) y granja, idealmente de la misma camada y dentro de un rango de edad estrecho, es importante para reducir la varianza biológica y fisiológica.
  3. Asegúrese de que el personal esté disponible en la(s) fecha(s) establecida(s).
  4. Compruebe que todo el equipo necesario está disponible y que todos los instrumentos y herramientas de observación están funcionando. Compruebe la fecha de caducidad del gas asfixiante (8% O2, 92%N2) y que no esté vacío.
  5. Configure el laboratorio y todo el equipo para que esté listo para la recepción de los lechones. Calibrar todo el equipo necesario.
  6. Realizar la estimación del tamaño de la muestra en el caso de un ensayo controlado aleatorio, y preparar la aleatorización de los lechones.

4. Recepción de lechones (TIEMPO: de 10 min a 2 h, dependiendo del número de lechones)

  1. Organice el transporte de los lechones domésticos desde la granja hasta la instalación quirúrgica el día de los experimentos. Cubra el "piso" del contenedor con astillas de madera fina y bolsas de agua caliente para mantener la temperatura de los lechones. Haga agujeros de rebabas en el recipiente para garantizar la circulación del aire.
  2. Obtenga información del agricultor sobre la edad y el peso de los lechones. Verifique su peso a su llegada.
  3. Mida la SpO2 y la FC colocando una sonda de oxímetro de pulso (PO) (consulte la Tabla de materiales) en la extremidad posterior del lechón mientras el lechón está tranquilo y a gusto en el recipiente.
  4. Prepare todos los instrumentos y encienda el calor en los colchones de calefacción eléctrica en la mesa quirúrgica.
  5. Deje que los lechones reposen en el recipiente hasta que todos en el equipo estén listos para la inducción de la anestesia y la intervención quirúrgica.

5. Inducción de anestesia, intubación y ventilación mecánica (TIEMPO: 15 min)

  1. Prepare el equipo para el acceso intravenoso y la intubación.
  2. Aplicar la sonda PO en una extremidad posterior para la monitorización de la oxigenación y la FC durante la inducción de la anestesia y la intubación.
  3. Asegúrese de que la persona sostenga al lechón envuelto quieto y tranquilo. Asegúrese de que la persona dos inserte un catéter intravenoso periférico en una vena del oído. Enjuague el catéter con aproximadamente 1 ml de solución salina normal para confirmar la colocación. Asegure el catéter con cinta adhesiva.
  4. Inyecte una dosis en bolo de fentanilo y pentobarbital en la vena del oído (como se describe en el paso 1.1). Enjuague el catéter con 1 ml de solución salina normal. Compruebe que el lechón está anestesiado evaluando los reflejos de abstinencia.
  5. Asegúrese de que la persona coloque el lechón en posición supina. Abra la boca y saque la lengua con un hisopo de gasa de 10 cm x 10 cm. Mantenga la laringe en línea recta.
  6. Asegúrese de que la persona dos use el laringoscopio (consulte la Tabla de materiales) para levantar la lengua. Avance el laringoscopio para levantar la epiglotis y visualizar las cuerdas vocales. Avance el tubo endotraqueal (ETT, consulte la Tabla de materiales) a través de las cuerdas vocales.
    NOTA: El uso de un ETT con manguito puede hacer que el avance del ETT a través de las cuerdas vocales sea más desafiante. Si la intubación es difícil, es particularmente importante observar los signos vitales del lechón. Si los signos vitales caen, coloque una máscara sobre el hocico del lechón, conecte la máscara a una bolsa autoinflable y ventile manualmente el lechón hasta que los signos vitales se normalicen. Luego, intente intubar nuevamente. Si todavía es un desafío, considere administrar una dosis adicional de pentobarbital. En casos raros (por ejemplo, anomalía de las vías respiratorias superiores), se debe realizar una traqueotomía. Sin embargo, con personal experimentado, la intubación generalmente se realiza fácilmente.
  7. Conecte el ETT a una bolsa autoinflable (consulte Tabla de materiales) e inicie la ventilación manual.
  8. Confirme la colocación correcta de ETT mediante 1) aumento torácico bilateral y simétrico durante la ventilación, 2) ruidos respiratorios bilaterales y simétricos sobre los campos pulmonares sin sonido de entrada de aire sobre el epigastrio, 3) respuestas SpO2 y HR, y 4) condensación dentro del ETT. ElCO2 expirado también podría medirse (semi)cuantitativamente en caso de duda.
  9. Infla el manguito ETT. Asegure el ETT a una profundidad de 12-13 cm (para un lechón de 2 kg) con cinta adhesiva que se haya partido longitudinalmente por la mitad. Coloque la cinta alrededor de la parte del ETT inmediatamente distal a los dientes frontales y continúe alrededor del hocico.
  10. Continúe ventilando manualmente el lechón hasta que se transfiera a la mesa de intervención quirúrgica donde se conecta a un ventilador mecánico. Sobre la mesa, conecte el ETT al ventilador mecánico (consulte Tabla de materiales) con los siguientes ajustes: P Insp = 15-20 cm H 2 O, Peep = 5.0 cm H2O, Flow Insp = 8.0 L/min, Frequency = 30 lpm y T Insp = 0.34 s.
    NOTA: Si el lechón tiene SpO 2 <90%, elP Insp y la frecuencia pueden aumentarse hasta que el SpO2 sea ≥90%. Se podría usar oxígeno suplementario si el protocolo de reanimación no implica la comparación de diferentesFiO2.
  11. Coloque un termómetro rectal y asegúrelo con cinta quirúrgica alrededor de la cola del lechón.
  12. Mantenga la temperatura del lechón (38.5-39.0 ° C) con mantas / toallas calientes alrededor del lechón como un nido, ajustando la temperatura del colchón de calefacción debajo del lechón y / o llenando guantes de goma / látex con agua caliente del grifo y colocándolos en las toallas que rodean al lechón. Observe la temperatura del lechón durante la intervención quirúrgica y realice medidas de estabilización de la temperatura según sea necesario.

6. Intervención quirúrgica (TIEMPO: 20 min)

  1. Prepare todo el equipo necesario y llene todos los catéteres con solución salina normal (Figura 1). Anote la hora en que comienza la intervención quirúrgica en el CRF.
  2. Esterilizar la piel del lechón anestesiado con 5 mg/ml de clorhexidina coloreada utilizando 3-5 esponjas quirúrgicas.
  3. Haga una incisión de piel de 2,5 cm de largo en el lado derecho del cuello del lechón con un bisturí.
  4. Use retractores de párpados para retraer la piel en ambos lados de la incisión.
  5. Use fórceps arteriales para diseccionar y exponer la vena yugular interna (Figura 2).
  6. Coloque dos hilos de sutura de nylon 3-0 debajo de la vena yugular para mantenerla estable.
  7. Sostenga una de las suturas en una mano y el catéter venoso central en la otra (Figura 3). Inserte el catéter venoso central y retire la aguja.
  8. Ate uno de los hilos de sutura que se usaron para sostener la vena alrededor de la vena (y el catéter) en el área donde el catéter está dentro de la vena (Figura 4).
    NOTA: Asegúrese de que la sutura de sutura de sujeción no esté demasiado atada alrededor del catéter y que el nudo esté proximal a la punta distal del catéter.
  9. Enjuague con 1 ml de solución salina normal para confirmar la colocación correcta del catéter.
  10. Cerrar la piel con suturas absorbibles 4-0.
  11. Conecte fentanilo 50 μg/kg/h y una solución equilibrada de carbohidratos y electrolitos (10 mg/ml de glucosa, ver Tabla de materiales) al catéter venoso central.
  12. Haga una incisión de piel de 2,5 cm de largo en el lado izquierdo del cuello del lechón con un bisturí. Haga la incisión ligeramente más medial que la incisión en el lado derecho del cuello.
  13. Use retractores de párpados para retraer la piel en ambos lados de la incisión.
  14. Luego, use fórceps arteriales para diseccionar y exponer la arteria carótida común (medial al músculo esternocleidomastoideo).
  15. Coloque dos hilos de sutura de nylon 3-0 debajo de la arteria carótida común para mantenerla estable.
  16. Sostenga una de las suturas en una mano y el catéter arterial central en la otra. Inserte el catéter arterial central y retire la aguja.
  17. Ate uno de los hilos de sutura que se usaron para sostener la arteria alrededor de la arteria (y el catéter) en el área donde el catéter está dentro de la arteria.
    NOTA: Asegúrese de que la sutura de sutura de sujeción no esté demasiado atada alrededor del catéter y que el nudo esté proximal a la punta distal del catéter.
  18. Enjuague con 1 ml de solución salina normal para confirmar la colocación correcta del catéter.
  19. Use suturas 4-0 absorbibles para asegurar las alas del catéter a la piel y cerrar la piel.
  20. Conéctese a la monitorización invasiva de la PA arterial (consulte la Tabla de materiales) y comience a registrar utilizando el software de adquisición y análisis de datos.
    NOTA: Asegúrese de que el transductor de presión arterial invasiva esté calibrado a nivel del corazón para obtener lecturas correctas de la PA.
  21. Cubrir con un apósito transparente. Ahora, el catéter arterial central está en su lugar.
  22. Anote en el CRF la hora en que terminó la cirugía.

7. Estabilización (TIEMPO: Mínimo 1 h, pero el tiempo que sea necesario para estabilizar el lechón después de la cirugía y para que el personal se prepare para la inducción de la asfixia)

  1. Conecte el lechón al equipo de monitoreo de ECG (consulte la Tabla de materiales).
    1. Afeitar y eliminar el vello según sea necesario antes de colocar los electrodos. Coloque dos electrodos a cada lado del tórax, en el lado medial de cada miembro superior. Coloque el tercer electrodo en el lado izquierdo del ombligo.
    2. Conecte los cables a los electrodos y comience a grabar utilizando el software de adquisición y análisis de datos.
  2. Conecte el lechón a un dispositivo de monitoreo de CO no invasivo (consulte la Tabla de materiales).
    1. Afeite y retire el vello según sea necesario antes de colocar los electrodos (consulte la Tabla de materiales). Coloque el primer electrodo en la parte superior de la cabeza del lechón, justo detrás de los ojos, el segundo en el lado izquierdo del cuello, el tercero en el lado izquierdo del abdomen, el axilar medio al nivel del ombligo y el cuarto electrodo en el muslo izquierdo.
    2. Complete la información relevante en el dispositivo y comience a grabar. Debido a la memoria interna limitada, ajuste la frecuencia de muestreo de acuerdo con la duración del experimento.
  3. Conecte el lechón al monitoreo NIRS.
    1. Afeitar y eliminar el vello según sea necesario antes de colocar los electrodos. Coloque los electrodos NIRS (consulte la Tabla de materiales) en la parte superior de la cabeza del lechón, detrás del electrodo de CO no invasivo, y asegúrelos con cinta no transparente para protegerlos de la luz.
  4. Conecte el lechón a un equipo de monitoreo adicional, si corresponde, y realice una ecocardiografía si esto es parte del protocolo experimental.
  5. Coloque el lechón en una posición cómoda, preferiblemente prona.
  6. Realizar las mediciones y registros, y registrar en el FCI durante el período de estabilización (véase el paso 2).
  7. Observe al lechón con respecto a la temperatura, SpO2, HR, BP y temblores durante el período de estabilización. Ajuste la configuración del ventilador mecánico y la temperatura del lechón, y administre anestesia adicional según corresponda.

8. Inducción de asfixia y paro cardíaco (TIEMPO: 15-60 min, varía entre lechones)

NOTA: Todo el personal involucrado necesita conocer sus roles antes de la inducción de la asfixia.

  1. Decida un momento para comenzar la asfixia (basado en la duración de la estabilización y la disponibilidad de personal), y anótelo en el CRF.
  2. Anote las medidas fisiológicas del lechón en el CRF y tome muestras de sangre justo antes de la inducción de la asfixia.
  3. Detenga el fentanilo IV justo antes del inicio de la asfixia.
  4. Para iniciar la asfixia, gire el dial de oxígeno del ventilador mecánico al 100% y cambie la manguera de oxígeno del ventilador al gas asfixiante (8% O 2, 92% N2).
  5. Reduzca la tasa del ventilador en 10 inflaciones/min.
  6. Asegúrese de que el SpO2 del lechón esté cayendo para asegurarse de que la inducción sea exitosa.
  7. Después de 10 minutos de asfixia, reduzca la tasa del ventilador en otros 10 inflados / min.
  8. Después de 10 minutos de asfixia, y luego cada 5 minutos, tome el estado ácido-base y anote las medidas fisiológicas del lechón en el CRF. Continúe hasta un paro cardíaco.
  9. Después de 20 minutos de asfixia, reduzca la tasa del ventilador en otros 10 inflados / min.
  10. Después de 30 minutos de asfixia, sujete el ETT con fórceps arteriales.
  11. Cuando la PAM cae por debajo de 20 mm Hg, comience la auscultación continua del corazón.
    NOTA: El paro cardíaco se define como un latido cardíaco no audible por auscultación y/o pérdida de la pulsación de la línea arterial. Tenga en cuenta que puede ocurrir actividad eléctrica sin pulso (PEA) en el ECG.
  12. Asegúrese de que esa persona ausculta el corazón. Llame en voz alta cuando el latido del corazón ya no sea audible (paro cardíaco) mientras retira la pinza ETT. Asegúrese de que la persona dos cambie la manguera de gas de asfixia en el ventilador a la salida de oxígeno. Registre la hora del paro cardíaco en el CRF y encienda un temporizador.
  13. Establecer el FiO 2 como asignado por protocolo (en este estudio, los lechones fueron aleatorizados para recibir un FiO2 de 0.21 o 1.0). Ajuste los ajustes del ventilador de la siguiente manera: P Insp = 30 cm H 2 O,Peep = 5.0 cmH2O, Flow Insp = 8.0 L/min, Frequency = 40 lpm y TInsp = 0.34 s.
  14. Extraer muestras de sangre del punto de tiempo del paro cardíaco, como se describe en el paso 2.5.

9. Reanimación cardiopulmonar (RCP) (TIEMPO: 0-15 min)

NOTA: La RCP se puede realizar de acuerdo con las directrices28 del Comité Internacional de Enlace con la Reanimación (ILCOR), con una relación de compresión torácica a ventilación de 3:1 o diferentes proporciones de compresiones torácicas a ventilaciones según el objetivo del estudio.

  1. Si utiliza la RCP 3:1 recomendada por ILCOR, siga estos pasos.
    1. Ventilar mecánicamente el lechón durante 30 s después de un paro cardíaco. Luego, comience las compresiones torácicas y apunte a una relación de compresión torácica a ventilación de 3: 1.
      NOTA: Como el ventilador realiza las ventilaciones y no una persona, las compresiones torácicas y las ventilaciones a veces pueden ser simultáneas / descoordinadas.
    2. Comprima el tórax a una profundidad de 1/3 del diámetro anteroposterior torácico, permita el retroceso total del pecho y use la técnica de manos que rodean los dos pulgares. Tratar de generar una presión arterial sistólica ≥20 mm Hg.
    3. Administrar adrenalina (0,02-0,03 mg/kg) IV después de 30 s de compresiones torácicas y luego cada 3 min de RCP (máximo cuatro dosis). Enjuague con 1 ml de solución salina normal después de cada administración de adrenalina.
  2. Determinar ROSC observando los trazados de la PA arterial y ECG, y confirmar por auscultación cardíaca. La definición de ROSC es una FC estable y sin asistencia ≥100 lpm.
  3. Continuar los esfuerzos de reanimación hasta ROSC o por un máximo de 15 min. Si la RCP no tiene éxito dentro de los 15 minutos, detenga los esfuerzos de reanimación, indique la hora de la muerte y registre en el CRF.
  4. Si los esfuerzos de reanimación tienen éxito, anote en el CRF el tiempo de ROSC, la duración de la RCP en segundos y el número de dosis de adrenalina administradas.
  5. Tome muestras de sangre y registros de CRF tan pronto como sea posible después de ROSC, y continúe con los registros como se describe en el paso 2 durante otras 9.5 h (570 min).

10. Observación post-ROSC (TIEMPO: 9.5 h)

  1. Restablecer la infusión de fentanilo IV, inicialmente a 25 μg/kg/h, y valorar de acuerdo con los efectos/requisitos clínicos.
    NOTA: Durante y después de la asfixia, la tasa metabólica se reduce, de ahí la dosis más baja de fentanilo IV. Sin embargo, algunos lechones pueden necesitar velocidades de infusión más altas y, por lo tanto, es importante observar los signos vitales y los reflejos del lechón.
  2. Controle cuidadosamente el lechón durante 9,5 h. Ajuste la configuración del ventilador mecánico según sea necesario para mantener el SpO 2 ≥90% y mantener la normocapnia (presión parcial ajustada a la temperatura de CO 2 (pCO2) de 5-7.5 kPa).
  3. Mantener la temperatura del lechón a 38.5-39.0 °C y realizar medidas correctivas de temperatura según lo indicado.
    NOTA: Los lechones tienden a tener hipotermia durante y después de la asfixia.
  4. Tome muestras y registros de CRF en puntos de tiempo predeterminados según lo dictado por el CRF (paso 2).
  5. A las 9,5 h de observación post-ROSC, sacrificar al lechón (paso 11).
    NOTA: Es posible que algunos lechones no sobrevivan las 9,5 h de observación post-ROSC. Si el lechón muestra signos de angustia significativa y una condición que empeora, realice la eutanasia antes.

11. Eutanasia (TIEMPO: 10 min)

  1. Prepare la mesa de disección con el equipo quirúrgico necesario, viales para almacenar las muestras de tejido y nitrógeno líquido para congelar rápidamente las muestras.
  2. Recoja las muestras de fin de estudio (570 min) como se describe en el paso 2.
  3. Administrar pentobarbital IV 150 mg/kg. Realice la disección, coloque las muestras de órganos en tubos criogénicos marcados y congele rápidamente en nitrógeno líquido. Guarde una mitad cerebral en formalina si lo desea.
  4. Coloque las muestras del experimento (sangre completa, plasma, orina, LCR y muestras de órganos) en un congelador de -80 °C, o guárdelas de otra manera según lo dicten los análisis planificados.

figure-protocol-1
Figura 1: Mesa estéril con herramientas quirúrgicas. Las herramientas quirúrgicas se preparan y almacenan en una mesa estéril antes del inicio de la cirugía de cuello. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-2
Figura 2: Vena yugular interna. La vena yugular interna después de que se ha diseccionado libre y expuesta. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-3
Figura 3: Inserción del catéter venoso central. Los hilos de sutura se sostienen justo antes de la inserción del catéter venoso central. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-4
Figura 4: Suturas para asegurar el catéter venoso central. Las suturas se atan alrededor de la vena (y el catéter) para asegurar el catéter dentro de la vena. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Resultados

Después de que los lechones han sido instrumentados y estabilizados, las mediciones de ECG y PA se recopilan continuamente utilizando un software de adquisición y análisis de datos. Los cambios hemodinámicos durante la asfixia se pueden ver fácilmente en el software (Figura 5). La PA disminuye gradualmente durante la asfixia hasta un paro cardíaco cuando la PA = 0. Después de que se logra ROSC, la PA aumenta, y luego, después de algún tiempo, se normaliza nuevamente. Los datos de PA y ECG se pueden utilizar para diferentes tipos de análisis, por ejemplo, el cálculo de la presión de perfusión coronaria durante la RCP y los cambios en el ritmo y la morfología de la PA y el ECG antes, durante y / o después de la asfixia.

El volumen sistólico cardíaco y el índice cardíaco se monitorizan continuamente con cardiografía de impedancia (una medición no invasiva del gasto cardíaco)21. Para estudiar la lesión cardíaca, se miden marcadores miocárdicos de estrés oxidativo y metabolismo anaeróbico19. Además, las enzimas cardíacas, incluida la troponina T cardíaca, se pueden medir en el plasma (resultados aún no publicados).

La asfixia cambia la fisiología del lechón. La Figura 6 muestra un ejemplo de cómo la FC (Figura 6A), la PAM (Figura 6B), el pH (Figura 6C), el pCO2 (Figura 6D), el exceso de base (Figura 6E) y el lactato (Figura 6F) cambian a lo largo del experimento. Como era de esperar, la PAM, el pH y el exceso de base disminuyen durante la asfixia, mientras que el pCO2 y el lactato aumentan (acidosis respiratoria y metabólica mixta). Hacia el final del experimento, los valores se normalizan.

Históricamente, los experimentos se realizaron con lechones traqueostomizados 11,13,15,16,19 (es decir, con una vía aérea libre de fugas). Para limitar el estrés quirúrgico, los lechones fueron intubados endotraquealmente con ETT sin esposas en experimentos de 2019. En esos experimentos21, se observaron tasas de ROSC notablemente más bajas. Por lo tanto, en experimentos recientes, comparamos las tasas de ROSC utilizando ETT sin manguito versus con manguito. Cuando se utilizaron ETT sin esposa, 7/19 lechones lograron ROSC, y cuando se usaron ETT con manguitos, 5/5 lechones lograron ROSC (p = 0,012) (resultados no publicados). Este hallazgo apoya la importancia de una vía aérea libre de fugas en este modelo.

figure-results-1
Figura 5: Muestreo continuo de datos utilizando el software de adquisición y análisis de datos. Un ejemplo de cómo se ve el muestreo continuo de datos en el software de adquisición y análisis de datos. (A) BP para todo el experimento. (B) Complejos latido a latido de PA y ECG. Las diferentes partes del experimento están marcadas en el panel (A): 1) inicio de la asfixia, 2) paro cardíaco y RCP, 3) ROSC. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-2
Figura 6: Cambios en las variables cardiovasculares y metabólicas a lo largo del experimento. Una demostración de cómo cambian las diferentes variables a lo largo del experimento. Los seis puntos de tiempo que se muestran son los siguientes: justo antes del inicio de la hipoxia (línea de base), 10 minutos de hipoxia, paro cardíaco, ROSC, 120 min después de ROSC y el final del estudio (570 min después de ROSC). (A) Frecuencia cardíaca (FC), (B) presión arterial media (PAM), (C) pH, (D) presión parcial deCO2 (pCO2), (E) exceso de base y (F) lactato. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

Este modelo de lechón requiere mucho tiempo y es técnicamente desafiante, con varios pasos críticos. Se requiere un buen equilibrio en los medicamentos, las intervenciones quirúrgicas y el método para inducir un paro cardíaco para garantizar una tasa razonable de supervivencia. Como el protocolo es de una duración relativamente larga e incluye varios pasos críticos, la realización de los experimentos requiere una preparación minuciosa y un equipo dedicado y que funcione bien, y los experimentos deben llevarse a cabo en instalaciones que tengan experiencia con la investigación con animales grandes. Nuestros equipos de investigación han realizado experimentos en uno a tres lechones en paralelo. Se recomienda tener al menos dos personas presentes en todo momento durante los experimentos y al menos tres personas si los experimentos se van a realizar con tres lechones al mismo tiempo.

Las partes particularmente críticas y técnicamente desafiantes de los experimentos incluyen las siguientes: 1) asegurarse de que todo el equipo esté funcionando y que todas las herramientas de muestreo de datos estén disponibles, funcionando y calibradas; 2) ventilación mecánica buena y satisfactoria, particularmente antes de la asfixia y durante la RCP; 3) intervención quirúrgica; 4) la inducción de la asfixia; 5) determinar el paro cardíaco; 6) RCP; y 7) el muestreo de muestras, especialmente en puntos críticos en el tiempo como paro cardíaco y ROSC. Los pasos más críticos en el protocolo son la inducción de la asfixia y la determinación de un paro cardíaco. En los primeros experimentos, se añadióCO2 al gas asfixiante para imitar de cerca la acidosis respiratoria y metabólica mixta de la asfixia perinatal 10,11,13,14,15,16,20. Sin embargo, en experimentos posteriores 7,21,22 donde el gasCO2 no estaba disponible, también se observó que la reducción de la velocidad de ventilación mecánica seguida por el pinzamiento de la ETT después de 20-30 min daba lugar a acidosis respiratoria y metabólica mixta. Los niveles altos deCO2 en el paro cardíaco no solo son importantes para imitar la situación clínica, sino que también pueden influir en ROSC. La razón de esto podría ser que el paro cardíaco parece ocurrir a un pH específico, y el pH depende tanto del lactato como delCO2. Dado que la hipercapnia se revierte más fácilmente que la acidosis láctica, la acidosis predominantemente respiratoria versus metabólica puede determinar qué tan rápido se recuperan los lechones de la asfixia. Otros modelos de lechones de asfixia perinatal o HIE a menudo comienzan la reoxigenación/reanimación antes del paro cardíaco, generalmente de acuerdo con los valores de MAP o la duración de la asfixia (por ejemplo, 45 min de asfixia 29, 2h de asfixia 30, MAP de 20 mmHg 31, MAP de 30-35 mmHg 30, MAP 70% por debajo de la línea de base29,32). La ventaja de este modelo es que al inducir un paro cardíaco, es posible estudiar la RCP neonatal y los datos de la muestra antes, durante e inmediatamente después del paro cardíaco. En particular, el hallazgo incidental de que una fracción sustancial de lechones tienen PEA 7,33 durante el paro cardíaco puede aumentar la aplicabilidad del modelo más allá del campo de la perinatología34.

A lo largo de los años, el modelo se ha perfeccionado para minimizar la exposición de los lechones a sedantes e intervención quirúrgica y mejorar el muestreo de datos y los registros. Los protocolos previos 10,11,13,14,15,16,20 incluían la inducción de la anestesia con sevoflurano. Esto ahora se ha abandonado, ya que el protocolo actual implica establecer directamente el acceso IV a través de una vena del oído y medicamentos intravenosos. Esto es posible ya que la angustia del lechón se evita simplemente envolviendo al lechón en una toalla antes de la inserción del catéter intravenoso periférico por un proveedor capacitado. El midazolam también se utilizó en los primeros protocolos experimentales; sin embargo, la evaluación subjetiva del investigador (R.S.) que realizó la gran mayoría de las autopsias fue que el cerebro estaba en peores condiciones durante la autopsia si se usaba midazolam como infusión continua. Por lo tanto, ahora solo usamos fentanilo IV para mantener la anestesia. Midazolam puede usarse en dosis en bolo si el lechón muestra signos de sufrimiento y el fentanilo y/o pentobarbital no muestran ningún efecto; Sin embargo, casi nunca hemos tenido que administrarlo.

En términos de otros refinamientos, en experimentos anteriores, los lechones fueron traqueostomizados con un tubo endotraqueal bien asegurado colocado a través de una incisión subglótica. Este procedimiento proporciona una vía aérea libre de fugas, pero causa estrés quirúrgico para el lechón. Por otro lado, debido a las vías respiratorias superiores más grandes del lechón, la intubación endotraqueal se asocia con fugas significativas cuando se usan ETT sin manguito. Por lo tanto, hemos comenzado a usar ETT con manguito, lo que ha resultado en cero fugas y tasas de ROSC significativamente más altas, comparables a los experimentos con lechones traqueostomizados. Además, se han realizado algunos ajustes con respecto al muestreo de datos. Algunos de los experimentos previos 7,19,22,33,35,36 involucraron el uso de una sonda de flujo colocada alrededor de la arteria carótida común izquierda. Esta sonda de flujo no ha estado disponible en nuestro instituto en Oslo en los últimos años. Nuestro laboratorio en Edmonton todavía utiliza una sonda de flujo carotídeo, y su uso podría proporcionar valiosos datos hemodinámicos adicionales al modelo. Algunos experimentos previos también involucraron el uso de un catéter de presión-volumen colocado en el ventrículo izquierdo haciéndolo avanzar a través de una de las carótidas. La administración de compresiones torácicas confundió los registros de catéter de presión-volumen y, en algunos casos, incluso causó falla y rotura del catéter. Por lo tanto, su uso fue abandonado en el modelo de arresto. Recientemente, se han agregado monitores de CO no invasivos al protocolo, y nos estamos enfocando en optimizar las señales de ECG durante el paro cardíaco y la RCP, ya que podrían proporcionar información valiosa sobre la morfología del ECG y la PEA. Finalmente, el tiempo de observación post-ROSC se ha ampliado de 4 h a 9,5 h, porque 4 h es demasiado corto para poder detectar cambios histopatológicos, muerte celular y cambios en algunos biomarcadores.

Una de las limitaciones más importantes de este modelo, y del uso de lechones en general como modelo traslacional, es que, a diferencia de la RCP en la sala de partos, la transición cardiopulmonar postnatal ya ha tenido lugar en los lechones. Es improbable que los lechones tengan derivaciones cardiovasculares fetales abiertas y presiones pulmonares altas, como sería el caso en un neonato asfixiado. Aunque un estudio de Fugelseth et al.37, que utilizó una versión previa de este modelo de asfixia de lechones (no paro cardíaco), mostró que es probable que las derivaciones vasculares se vuelvan a abrir en los lechones durante la asfixia, sus respuestas a la ventilación y al soporte hemodinámico pueden diferir. Por lo tanto, las mediciones fisiológicas no siempre pueden ser representativas de un recién nacido humano en transición. También están presentes algunas diferencias anatómicas entre lechones y neonatos, como las vías respiratorias superiores más grandes en los lechones, que causan fugas de ETT (lo que significa que es importante usar ETT con manguito) y una temperatura basal más alta.

A pesar de estas limitaciones, existe una larga tradición en la comunidad de investigación global de usar lechones como modelo traslacional para la asfixia perinatal. El cerdo es similar a los humanos en términos de anatomía, fisiología, histología, bioquímica e inflamación38, y aparte de los pesos más bajos al nacer a término (1,5-2,5 kg), el lechón recién nacido tiene un tamaño bastante similar al neonato humano. El tamaño y la anatomía permiten la instrumentación, el monitoreo, la obtención de imágenes y la recolección de especímenes biológicos comparables al neonato humano. Este modelo también permite estudios de reanimación, ya que las compresiones torácicas son relativamente fáciles de realizar de la misma manera que en los recién nacidos humanos, y los cerdos tienen una anatomía y fisiología cardíacas similares a las de los humanos39, incluida la distribución de la sangre coronaria, el suministro de sangre al sistema de conducción, la apariencia histológica del miocardio y las respuestas bioquímicas y metabólicas a la lesión isquémica40. Otro factor importante es que el lechón recién nacido tiene un desarrollo cerebral perinatal comparable al neonato humano41, y la asfixia resulta en una respuesta bioquímica con hipercapnia y acidosis respiratoria y metabólica mixta, que se asemeja a la del neonato asfixiado.

Para concluir, este modelo de asfixia perinatal es técnicamente desafiante y requiere mucho tiempo. Sin embargo, proporciona información valiosa sobre los cambios fisiológicos y hemodinámicos durante la asfixia perinatal, permite estudios de reanimación neonatal y proporciona información valiosa sobre los cambios fisiológicos antes, durante y después del paro cardíaco, que también podría ser de interés para otras áreas de investigación en medicina además de la perinatología.

Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses relevantes para este artículo para divulgar.

Agradecimientos

Nos gustaría agradecer a todos los becarios de investigación e investigadores que han ayudado a establecer, desarrollar y refinar este modelo de lechón de asfixia perinatal y paro cardíaco en nuestras instalaciones. Nos gustaría agradecer al personal de las instalaciones de investigación animal en el Instituto de Investigación Quirúrgica y el Instituto de Medicina Comparada de la Universidad de Oslo, Noruega, y a los técnicos de investigación de la Universidad de Alberta, Edmonton, Canadá, por su colaboración durante los años. Agradecemos al Programa de Investigación de Estudiantes de Medicina de la Universidad de Oslo, al Consejo de Investigación de Noruega y a la Sociedad Noruega de SMSL y Mortinatalidad por el apoyo económico a esta publicación.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Máquina ácido-base (ABL 800 Flex)Radiometer Medical ApS, Brø nshø j, Dinamarca989-963
Software AcqKnowledge 4.0 para PCBiopac Systems Inc., Goleta, CA, EE. UU. ACK100W
Cortina de apertura adhesivaOneMed Group Oy, Helsinki, Finlandia1505-01
Adrenalina (1 mg/mL)Takeda AS, Asker, NoruegaVnr 00 58 50Diluir 1:10 en solución salina normal a 0,1 mg/mL
Cánula arterial 20 G 1,10 mm x 45 mmBecton Dickinson Terapia de infusión, Helsingborg, Suecia682245
Pinzas arterialesCualquiera
Gas de asfixia, 8% de oxígeno en nitrógenoLinde Gas AS (AGA AS), Oslo, Noruega110093
Benelyte, 500 mLFresenius Kabi, Norge AS, Halden, Noruega79011
Biopac ECG y módulos invasivos de presión arterial, modelo MP 150Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, Estados UnidosECG100C, MP150WSW
Caja de cartón para almacenamiento de muestrasSyhehuspartner HF, Oslo, Noruega2000076
Cánula, 23G x 1 1/4"- Nr.14Beckton Dickinson S.A., Fraga, España300700
Cánula, 18G x 2"Beckton Dickinson S.A., Fraga, España301900
Cánula, 21G x 1 1/2"- Nr.2Beckton Dickinson S.A., Fraga, Centrífuga 304432
(Megafuge 1.0R) Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Alemania75003060
Clorhexidina coloreada 5 mg/mLFresenius Kabi Norge AS, Halden, Noruega00 73 24
Combi-StopperB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania4495101
Formulario CRFRetractor
13 cm x 18 mmCualquier
termómetro digital de un dígito 15 Amarell, Kreuzwertheim, Alemania9243101
Electrodos de ECG, SkintactLeonhard Lang, Innsbruck, AustriaFS-TC1 /10
Colchón calefactor eléctricoAny
Extension setCodan Medizinische Gerä te GmbH & Co KG, Lensahn, Alemania71.4021
Fentanilo (50 y micro; g/mL)Hameln, Saksa, Alemania00 70 16
Astillas de madera finasCualquier
Finnpipette F1, 100-1000 µ LVWR, PA, EE. UU613-5550
Quirófano
Manguera de gasCualquier
hisopos de gasa 5 cm x 5 cmBastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal
Heparina, heparinnatium 5000 IE/a.e./mLLEO Pharma AS, Ballerup, Dinamarca46 43 27
Bastoncillos no tejidos HighClean, 10 cm x 10 cmSelefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finlandia223003
ICON Osypka Medical GmbH, Berlín, AlemaniaCardiómetro portátil no invasivo
ICON electrodos/Electrodos de ECG, Ambu WhiteSensor WSP25Ambu A/S, Ballerup, DinamarcaWsP25-00-S/50
Infusomat Space bomba médicaB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania8713050
Sistema invasivo de monitorización de la presión arterialCodan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Alemania74.6604
Laringoscopio SunMed Greenlinen hoja n.º 2 KaWe Medical, Asperg, Alemania
Leoni plus ventilador mecánico Lö wenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Alemania
Nitrógeno líquido 230 LLinde Gas AS (AGA AS), Oslo, Noruega102730
Tubos de microcentrífuga, 1,5 mlForsyningssenteret, Trondheim, Noruega72.690.001
Tubo endotraqueal Microcuff, tamaño 3.5Avanos, GA, USA35162
PortaagujasCualquiera
Neoflon, catéter venoso periférico, 24 G 0,7 mm x 19 mmBecton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Suecia391350
Lechones neonatos de 12 a 36 h de edadElectrodos NIRS lo más jóvenes posible
,  FORE-SIGHT Kit de sensor único no adhesivo PequeñoCas Medical systems Inc., Branford Connecticut, EE. UU.01-07-2000
Máquina NIRS, FORE-SIGHT Universal, Oxímetro cerebral MC-202, Oxímetro regional de sobremesa  FORE-SIGHTCas Medical systems Inc., Branford Connecticut, EE. UU01-06-2020También puede usar INVOS, solución salina Covidien
Normal, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.Fresenius Kabi Norge AS, Halden, NoruegaVare nr. 141387solución
salina normal sin mezclar, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Noruega141388Para el control de la presión arterial intravenosa, agregue heparina (0,2 ml de heparina 5000 IE/a.e./mL en 500 mL de NaCl al 0,9%)
Tubos criogénicos Nunc 1,8 mLVWR, PA, EE. UU479-6847
Línea de perfusor original, I PE estándarB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania8723060
Monitor de saturación de oxígeno, MasimoSET, Rad 5Masimo, Neuchâ tel, Suiza9196
Monitor de saturación de oxígeno, OxiMax N-65Covidien LP (anteriormente Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, EE. UUN65-PDN1
Pentobarbital (100 mg/mL)Norges Apotekerforening, Oslo, NoruegaPnr 811602
Puntas de pipetaVWR, PA, USA732-2383
Recipiente de plástico con agujerosCualquieraTiene que permitir la circulación del aire
Etiquetas de impresora B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 etiquetasVWR, PA, USAPara tubos nunc
Maquinilla de afeitar, desechable de un solo usoCualquier
Guantes de gomaCualquier
Bolsas de agua caliente de gomaCualquier
bolsa pediátrica de silicona autoinflable 500 mlLaerdal Medical, Stavanger, Noruega86005000
Juego de extensión de puerto en T de diámetro pequeñoB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania471954
Guantes quirúrgicos estériles de látex, Sempermed supremeSemperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Viena, Austriatalla 7: 822751701Diferentes tamaños
Estetoscopio Cualquier
llave de paso, de 3 vías, DiscofixB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania16494C
Estilete tamaño 3.5 Cualquier
hoja de laringoscopio SunMed Greenlinen Nº 2 KaWe Medical, Asperg, Alemania
Cuchilla quirúrgica, tamaño 15Swann Morton LTD, Sheffield Inglaterra205
Pinzas quirúrgicasCualquier
tijera quirúrgicaCualquier
Esponjas quirúrgicas, estérilesMö lnlycke Cuidado de la Salud, Gö teborg, SueciaC0130-3025
Hisopos quirúrgicosMö lnlycke Cuidado de la Salud, Gö teborg, Suecia159860-00
Cinta quirúrgica Micropore 2,5 cm x 9,1 m 3M Norge AS, Lillestrø m, Noruega153.5
Sutura, Monsoft Monofilamento Nylon 3-0Covidien LP (anteriormente Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, EE. UUSutura SN653
, Polysorb Trenzado AbsorbibleCovidien LP (anteriormente Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, EE. UUJeringa GL884
0.01-1 mL Omnifix F Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania9161406VSe utiliza para la toma de muestras de sangre ácido-base. Enjuague con heparina
Jeringa 10 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania4616103V
Jeringa 2.5 mL BD PlastipakBeckton Dickinson S.A., Madrid, España300185Se utiliza para la toma de muestras de sangre. Enjuague con jeringa de NaCl heparinizada
20 mL Omnifix Luer Loc SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania4617207V
Jeringa 20 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania4616200V
Jeringa 5 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania4616057V
Jeringa 50 mL Omnifix Luer Lock SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania4617509F
Jeringa 50 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Alemania4616502F Sábana
cortina de mesa, asap drytopAsap Norway AS, Skien, Noruega
Tensoplast 2,5 cm x 4,5 m BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, Carolina del Norte, EE. UU. 66005305, 72067-00
TemporizadorCualquier
toalla
fijación intravenosa transparenteMediplast AB, Malmö, Suecia60902106
Gel de ultrasonidoOptimu Medical Solutions Ltd. Leeds, Reino Unido1157
Ecógrafo, LOGIQ eGE Healthcare, GE Medical Systems, WI, EE. UU.5417728-100
Cortina utilitaria, estérilOneMed Group Oy, Helsinki, Finlandia1415-01
Vacuette K3E K3EEDTA 2mLGreiner Bio-One GmbH, Kremsmü nster, Austria454222
Venflon Pro Safety 22 G 0,9 mm x 25 mmBecton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Suecia393222
Máscara de ventilación hecha para ajustarse firmemente alrededor del hocico de un lechónCualquieraTípicamente en forma de cono
PesoCualquiera
España de párpados Desmarres de fabricación propia. totalmente equipado. . . BRDY805911 . . de Cinta 83010705 Cualquier

Referencias

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , Geneva, Switzerland. (2015).
  3. Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
  4. Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
  5. Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, Suppl 3 12(2011).
  6. Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
  7. Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506(2019).
  8. Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
  9. Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
  10. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
  11. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
  12. Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123(2016).
  13. Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
  14. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
  15. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
  16. Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
  17. Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
  18. Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
  19. Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
  20. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest - The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
  21. Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353(2022).
  22. Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
  23. The Three Rs. Norecopa. , Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022).
  24. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union. , Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010).
  25. Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
  26. Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
  27. Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
  28. Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
  29. Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454(2015).
  30. Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166(2011).
  31. Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601(2018).
  32. Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
  33. Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
  34. Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
  35. Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets - A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
  36. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
  37. Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
  38. Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
  39. Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
  40. Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, Suppl 5 44-46 (2012).
  41. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Reanimaci n cardiopulmonarmonitoreo hemodin micomodelo de lech nactividad el ctrica sin pulsocompresiones tor cicascateterismo arterialan lisis de gases sangu neos
Un modelo de asfixia perinatal de lechón para estudiar la lesión cardíaca y la hemodinámica después de un paro cardíaco, reanimación y el retorno de la circulación espontánea
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.