Artículo de método

Ex Vivo Modelo experimental porcino para el estudio y la enseñanza de la mecánica pulmonar

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DOI:

10.3791/64850

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19 de abril de 2024

 ,  , 
1Faculdade de Medicina da, Universidade de São Paulo

En este artículo

Resumen

Presentamos un modelo pulmonar de cerdo ex vivo para la demostración de la mecánica pulmonar y las maniobras de reclutamiento alveolar con fines didácticos. Los pulmones se pueden utilizar durante más de un día (hasta cinco días) con cambios mínimos en las variables de la mecánica pulmonar.

Resumen

La ventilación mecánica es ampliamente utilizada y requiere conocimientos específicos para su comprensión y manejo. Los profesionales de la salud en este campo pueden sentirse inseguros y carecer de conocimientos debido a la formación y los métodos de enseñanza inadecuados. Por lo tanto, el objetivo de este artículo es esbozar los pasos involucrados en la generación de un modelo de pulmón porcino ex vivo para ser utilizado en el futuro, para estudiar y enseñar mecánica pulmonar. Para generar el modelo, cinco pulmones porcinos fueron cuidadosamente extraídos del tórax siguiendo las directrices del Comité de Ética de Investigación Animal con los cuidados adecuados y se conectaron al ventilador mecánico a través de una cánula traqueal. A continuación, estos pulmones se sometieron a la maniobra de reclutamiento alveolar. Se registraron los parámetros de la mecánica respiratoria y se utilizaron cámaras de video para obtener videos de los pulmones durante este proceso. Este proceso se repitió durante cinco días consecutivos. Cuando no se utilizaban, los pulmones se mantenían refrigerados. El modelo mostró una mecánica pulmonar diferente después de la maniobra de reclutamiento alveolar todos los días; no dejarse influenciar por los días, solo por la maniobra. Por lo tanto, concluimos que el modelo pulmonar ex vivo puede proporcionar una mejor comprensión de la mecánica pulmonar y sus efectos, e incluso de la maniobra de reclutamiento alveolar a través de la retroalimentación visual durante todas las etapas del proceso.

Introducción

La ventilación mecánica (VM) es ampliamente utilizada en unidades de cuidados intensivos (UCI) y centros quirúrgicos. Su monitorización es esencial para ayudar a reconocer asincronías y prevenir lesiones en todos los pacientes, especialmente cuando el paciente tiene lesiones pulmonares graves 1,2,3,4,5,6. La monitorización de la mecánica respiratoria también puede contribuir a la comprensión clínica de la progresión de la enfermedad y a las aplicaciones terapéuticas, como el uso de la presión positiva al final de la espiración (PEEP) o la maniobra de reclutamiento alveolar (ARM). Sin embargo, el uso de estas técnicas requiere una comprensión competente de las curvas y de la mecánica pulmonar básica 3,4.

Los estudiantes, residentes y profesionales médicos se sienten inseguros sobre el manejo de la VM, desde el encendido del ventilador y los ajustes iniciales hasta el monitoreo de la meseta y las presiones de conducción, y esta inseguridad se asocia a la falta de conocimiento y de formación previa adecuada 7,8,9,10. Observamos que los profesionales que participaron en simulaciones y utilizaron un modelo pulmonar relataron mayor confianza, comprensión de los parámetros y comprensión de los componentes de la mecánica pulmonar 8,11,12.

Los modelos para el estudio y entrenamiento de la VM con pulmones de prueba, fuelles y pistones pueden simular diferentes presiones y volúmenes, así como diferentes condiciones de la mecánica pulmonar 13,14,15. Los modelos computacionales y de software también contribuyen al estudio de la interacción cardiopulmonar mediante la generación de simulaciones que pueden ser utilizadas para enseñar los principios de la VM11 a los profesionales de la salud16,17.

Mientras que los modelos computacionales pueden presentar dificultades en la representación de la histéresis pulmonar16, los modelos con pulmón de prueba y fuelle 13,14,15 pueden producir curvas de presión-volumen similares a la curva fisiológica y demostrar la dinámica pulmonar. Como ventaja, el pulmón porcino ex vivo presenta una anatomía similar a la de los humanos18, produciendo también curvas MV, histéresis pulmonar y proporcionando retroalimentación visual de los pulmones dentro de la caja acrílica durante el análisis de la mecánica pulmonar. Los modelos visuales son importantes y pueden ayudar a comprender componentes y conceptos difíciles de imaginar. Por lo tanto, los modelos pulmonares ex vivo representan una forma práctica de enseñanza.

Los estudios con pulmones porcinos ex vivo, como los de VM con presión positiva y negativa 19,20,21, el análisis de la distribución de aerosoles22,23, las simulaciones pediátricas24 y la perfusión pulmonar25 pueden mejorar el conocimiento sobre la VM. Estudios recientes que analizan modelos en presión positiva y negativa han demostrado que la ventilación con presión positiva puede conducir a un reclutamiento abrupto con mayor deformación local, mayor distensión, diferencias en la curva de histéresis y posibles lesiones tisulares en comparación con la presión de presión negativa 19,20,21. Sin embargo, los modelos de presión positiva son necesarios porque los pacientes están bajo presión positiva durante la presión de la VM 19,20,21. El desarrollo de un modelo pulmonar para estudios preclínicos abre posibilidades para nuevas investigaciones y aplicaciones, incluida la enseñanza y la formación de MV.

Aquí, presentamos un modelo de pulmón porcino ex vivo para fines de estudio y entrenamiento. Nuestro objetivo principal es describir los pasos para la generación de este modelo de pulmón porcino ex vivo bajo presión positiva MV. Se puede utilizar en el futuro para estudiar y enseñar mecánica pulmonar.

Protocolo

El protocolo fue aprobado por el Comité de Ética en Investigación Animal de nuestra Institución (protocolo nº 1610/2021).

1. Anestesia y preparación animal

  1. Inicialmente, coloque al animal en una báscula y verifique el peso para ajustar los medicamentos y la sedación necesarios para el procedimiento.
  2. Administrar ketamina 5 mg/kg y midazolam 0,25 mg/kg por vía intramuscular.
  3. Punción de la vena marginal del oído con un catéter venoso de 20 G y administración de propofol intravenoso (5 mg/kg) para la inducción de la anestesia.
  4. Administrar 3 mL de heparina por vía intravenosa en el acceso a la vena marginal del oído para ayudar en la extracción cardiopulmonar y perfusión.
  5. Después de la anestesia, realizar la intubación orotraqueal con una cánula orotraqueal (OTC) de 6,5 mm y fijar la OTC con cinta adhesiva, dejándola firmemente fijada para evitar desplazamientos durante el procedimiento.
    NOTA: La profundidad de la sedación se comprueba mediante la monitorización de parámetros hemodinámicos y el uso de un analizador de gases, como la presión arterial media, la frecuencia cardíaca y la concentración de isoflurano inspirado/espirado.

2. Ventilación mecánica intraoperatoria

  1. Conectar el animal vía OTC a MV, manteniendo la sedación con isoflurano al 1,5% al 50% de la fracción inspirada de oxígeno (FiO2) y fentanilo 10 mcg/kg bolo + 10 mcg/kg/h infusión continua.
    1. Toque la pantalla del ventilador mecánico y seleccione el modo de ventilación controlada por volumen (VCV), seleccione el botón de volumen corriente (TV) y gire la rueda de desplazamiento hasta que el valor del volumen corriente corresponda a 8 mL/kg.
    2. Toque la pantalla del ventilador mecánico. Seleccione el FiO2 y gire la rueda de desplazamiento hasta alcanzar el valor del 50%.
    3. Toque la pantalla del ventilador mecánico y seleccione la frecuencia respiratoria (RR). Gire la rueda hasta que alcance el valor ideal para mantener un CO2 espirado final de 35-45 mmHg medido por capnografía acoplada al ventilador mecánico.
      NOTA: La profundidad de la sedación se comprueba mediante la monitorización de parámetros hemodinámicos y el uso de un analizador de gases, como la presión arterial media, la frecuencia cardíaca y la concentración de isoflurano inspirado/espirado.

3. Disección de tejidos e intercambio de OTC

  1. Realizar una incisión esteral medial desde 2 cm por encima del manubrio hasta 2 cm por debajo de la apófisis xifoides del esternón para acceder a la cavidad torácica. Coloque los retractores de costillas, ampliando el campo de visión durante el procedimiento.
  2. Con un bisturí se realiza una incisión traqueal horizontal a la altura del cartílago cricoides (justo en los primeros anillos traqueales) lo suficientemente ancha como para introducir una nueva cánula traqueal.
  3. Desinfle el manguito de venta libre que se encuentra dentro de las vías respiratorias y tire lentamente para retirarlo. Mientras tanto, inserte el nuevo OTC en la incisión realizada en la tráquea después de retirar el OTC anterior. Es posible que se produzcan fugas debido a que el manguito se desinfla, cesando al volver a colocar el nuevo OTC.
  4. Infle el manguito del tubo traqueal recién insertado conectando una jeringa de 20 ml al balón piloto. La jeringa suministra aire a presión e infla el globo piloto y el manguito. Una vez que el manguito se infle, retire la jeringa.
  5. Ate la nueva cánula traqueal directamente a la tráquea con poliéster 2-0 para evitar fugas y movimientos mientras coloca el pulmón en la caja de ventilación de plexiglás.
  6. Con el bisturí, disecciona los tejidos para extraer los órganos cardiopulmonares del tórax.

4. Eutanasia animal

  1. Aumentar la concentración de isoflurano al 5% y administrar 10 mL de cloruro potásico al 19,1%. Posteriormente, comprobar la ausencia de signos vitales.
    NOTA: Este procedimiento se realizó de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud.

5. Extracción cardiopulmonar

  1. Después de la eutanasia, diseccionar el ligamento respiratorio para extirpar los pulmones.
  2. Después de la disección del tejido, pinza el OTC con las pinzas Kelly adecuadas durante el final de la inspiración, manteniendo los pulmones inflados.
  3. Desconecte el OTC del ventilador mecánico, pero manténgalo sujeto.
  4. Seccionar la arteria aórtica, colocar el aspirador dentro de la cavidad torácica para extraer la sangre extravasada, mantener la visualización de la cavidad mientras se terminan las disecciones y liberar los órganos que se van a extraer de la cavidad torácica.
    NOTA: El ligamento pulmonar inferior debe liberarse con cuidado para evitar laceraciones pulmonares.
  5. Retire el corazón y el pulmón de la caja torácica con el OTC sujeto, sin separarlos, y colóquelos en una bandeja.

6. Preparación cardiopulmonar

  1. Con el pulmón en una bandeja, canula la arteria pulmonar con un catéter de un solo lumen de gran calibre y conéctelo al equipo de infusión para administrar continuamente 2.000 ml de solución salina fría al 0,9 % o hasta que fluya un líquido transparente de la aorta.
    NOTA: El SS debe administrarse a una velocidad normal, evite apretar la bolsa intravenosa (IV).
  2. Después de despejar el flujo, suturar la arteria aórtica con poliéster 2-0 y administrar otros 100 ml de SS al 0,9%. Cierre la salida del catéter de un solo lumen, ya que el líquido permanecerá dentro hasta el final del experimento.
  3. Suelte el OTC, tenga en cuenta que los pulmones se desinflarán y permanecerán cerrados, listos para recibir la VM y el ARM.

7. MV dentro de una caja acrílica

  1. Después de la preparación, abra la caja de acrílico y coloque los pulmones verticalmente dentro de la caja. Pase el OTC a través del orificio de la tapa y conecte la cánula traqueal al ventilador mecánico.
    NOTA: Asegúrese de que la cánula traqueal esté firmemente asegurada en la tráquea.
  2. Seleccione el botón Iniciar ventilación .
    1. Toque la pantalla del ventilador mecánico y seleccione el ventilador mecánico para VCV.
    2. Toque la pantalla de configuración del modo VCV y seleccione el botón TV , gire la rueda hasta que alcance el valor de 6 mL/kg. Haz lo mismo para ajustar la PEEP a 5 cm H2O, la FiO2 al 21%, la RR a 15 respiraciones por minuto y el tiempo de pausa inspiratoria al 10%.

8. BRAZO

  1. Para iniciar el reclutamiento, aumente la PEEP de 5 cm H2O a 6 cm H2O y luego aumente en incrementos paso a paso de 2 cm H2O hasta llegar a 14 cm H2O. PEEP se incrementa usando el botón en pantalla debajo del valor PEEP que se muestra en la pantalla. Gire la rueda para aumentar el valor.
    1. Para cada PEEP, anote los valores de presión máxima, presión de meseta, distensibilidad dinámica y resistencia de las vías respiratorias que se muestran en la pantalla del ventilador mecánico. Anote la presión de conducción, que es el valor de la presión de meseta menos el valor de PEEP ajustado en ese momento.
  2. Después de alcanzar los 14 cm H2O, reduzca la PEEP en decrementos graduales de 2 cm H2O hasta alcanzar 6 cm H2O, luego redúzcala a 5 cm H2O. La PEEP se reduce usando el botón en pantalla debajo del valor PEEP que se muestra en la pantalla. Gire la rueda para disminuir el valor.
    1. Para cada PEEP, anote los valores de presión máxima, presión de meseta, distensibilidad dinámica y resistencia de las vías respiratorias que se muestran en la pantalla del ventilador mecánico. Anote la presión de conducción, que es el valor de la presión de meseta menos el valor de PEEP ajustado en ese momento.
      NOTA: Mantenga cada valor de PEEP durante 10 minutos durante el incremento y durante 5 minutos en cada paso durante el decremento.

9. Mantenimiento cardiopulmonar

  1. Al final de la etapa de reclutamiento, pinza suavemente la cánula traqueal con la pinza durante la inspiración, manteniendo los pulmones inflados. Abre la caja de acrílico.
  2. Retire los pulmones de la caja acrílica y colóquelos con cuidado en un recipiente de vidrio.
    NOTA: Asegúrese de que la cánula traqueal esté firmemente asegurada en la tráquea.
  3. Vierta 500 mL de acero inoxidable al 0,9%.
  4. Guárdelo en el refrigerador en un recipiente de vidrio envuelto en plástico a una temperatura de 2 a 8 °C durante 24 h.
  5. Repita los pasos 7, 8 y 9 durante cinco días consecutivos.

Diagrama de flujo de extracción de bloqueo cardiopulmonar; evaluación de la mecánica pulmonar; condiciones de almacenamiento/ambiente.
Figura 1: Diagrama de flujo del estudio. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Resultados

Se utilizaron cinco cerdas con un peso de entre 23,4 y 26,9 kg y se siguió el protocolo descrito para la extracción cardiopulmonar y el análisis de la mecánica pulmonar. Nuestra intención es que el modelo sea útil para el estudio de la mecánica pulmonar mediante el análisis de la presión máxima, la presión de meseta, la resistencia, la presión de conducción y las variables de cumplimiento dinámico recogidas directamente de la pantalla del ventilador mecánico. El diagrama de flujo del modelo se muestra en la Figura 1.

Los pulmones fueron analizados durante cinco días consecutivos, repitiendo todo el proceso descrito en los ítems 7.2, 8.1, 8.2, 9.1, 9.2 y 9.3 del protocolo. Se buscó mostrar cómo se comportaron las variables pulmonares antes y después del reclutamiento y verificar la durabilidad del modelo pulmonar ex vivo en el período establecido.

Se observaron diferencias significativas (p < 0,05) para todas las variables entre pre y post-ARM. La presión máxima, la presión de meseta (Figura 2) y la presión de conducción (Figura 3) disminuyeron después de la maniobra (p = 0,0005), mientras que la distensibilidad dinámica (p = 0,0007) aumentó (Figura 4), lo que demuestra un colapso abierto de los alvéolos y la ganancia del área pulmonar. La resistencia (Figura 5) también aumentó después del reclutamiento (p = 0,0348). Ninguna de las variables se vio influenciada significativamente por el día.

Sobre la base de estos resultados, demostramos que el modelo es eficaz para demostrar los cambios en la mecánica pulmonar visual a través de la ARM (Figura 6) y en el estudio y la enseñanza de la mecánica pulmonar (Figura 7). Además, demostramos que el modelo se puede utilizar durante al menos cinco días consecutivos. Como no evaluamos el modelo más allá de este período, no podemos confirmar la durabilidad final del modelo pulmonar.

Gráficos de presión máxima y meseta, cmH2O vs. días, comparación p=0,0005, análisis respiratorio.
Figura 2: Presiones. (A) Presión máxima. El pico pre-ARM varió de 21 ± 3,2 a 23 ± 2,3cmH2O, mientras que el Ppeak post-ARM varió entre 9 ± 0,6 y 12,6 ± 1,4 cmH2O en los cinco pulmones. Se utilizó el análisis estadístico ANOVA de dos factores para calcular el valor de p de 0,0005, que se consideró significativo. (B) Presión de meseta. La meseta pre-ARM varió de 21 ± 3,2 a 22 ± 2,3cmH2O, mientras que la Pplateau post-ARM osciló entre 8,8 ± 0,4 y 11,6 ± 1,6 cmH2O en los cinco pulmones. Se utilizó el análisis estadístico ANOVA de dos factores para calcular el valor de p de 0,0005, que se consideró significativo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Gráfico de presión de conducción durante 5 días; cmH2O vs. días; datos estadísticos con un valor de p 0,0005.
Figura 3: Presión de conducción. La presión de conducción previa a la ARM osciló entre 16 ± 3,2 y 17 ± 2,3cmH2O, mientras que la presión de conducción posterior a la ARM osciló entre 3,8 ± 0,4 y 6,6 ± 1,6cmH2O en los cinco pulmones. Se utilizó el análisis estadístico ANOVA de dos factores para calcular el valor de p de 0,0005, que se consideró significativo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Gráfico de cumplimiento dinámico; mL/cmH2O vs. días; resultado estadístico p=0,0007; análisis de datos.
Figura 4: Cumplimiento dinámico. La distensibilidad dinámica pre-ARM varió de 9,1 ± 1,2 a 10,2 ± 2,6 mL/cmH2O, mientras que la distensibilidad dinámica post-ARM osciló entre 23,6 ± 3,5 y 43,8 ± 11,3mL/cmH2 O en los cinco pulmones. Se utilizó el análisis estadístico ANOVA de dos vías para calcular el valor de p de 0,0007, que se consideró significativo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Cambio de resistencia en 5 días; gráfico de líneas; mediciones pre y post ARM; Análisis de valor p.
Figura 5: Resistencia. La resistencia pre-ARM osciló entre 1,4 ± 1,0 a 7 ± 3,2 cmH2O/L/seg, mientras que la resistencia post-ARM osciló entre 2,4 ± 0,4 y 6,6 ± 5,1 cmH2O/L/seg en los cinco pulmones. Se utilizó el análisis estadístico ANOVA de dos vías para calcular el valor p de 0,0348, que se consideró significativo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Experimento comparativo de inflado pulmonar; seis etapas; estudio respiratorio; análisis anatómico.
Figura 6: Modelo de pulmón. (A) Pulmón con PEEP de 5 cm. (B) Pulmón con PEEP de 6 cm. (C) Pulmón con PEEP de 8 cm. (D) Pulmón con PEEP de 10 cm. (E) Pulmón con PEEP de 12 cm. (F) Pulmón con PEEP de 14 cm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Pantalla de monitoreo del ventilador con curvas de volumen-presión, gráfico de frecuencia respiratoria, datos de volumen corriente.
Figura 7. Tablas de ventilación mecánica. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

El protocolo descrito es útil para producir un modelo de pulmón porcino ex vivo bajo presión positiva MV. Se puede utilizar para estudiar y enseñar mecánica pulmonar a través de la retroalimentación visual de los pulmones durante el reclutamiento y el análisis de las curvas y valores proyectados en la pantalla del dispositivo. Para lograr este resultado, se necesitan estudios piloto para comprender el comportamiento de los pulmones fuera de la caja torácica e identificar la necesidad de adaptaciones.

Se identificó que el punto crítico fue la formación de burbujas, fístulas y lesiones en la pleura que se visualizaron al conectar el ventilador mecánico, con diferencia entre TV inspirada y espirada y cambios en la curva de volumen. Así, una de las primeras modificaciones del protocolo fue utilizar una amplia abertura quirúrgica del tórax, con incisión en el diafragma al inicio del procedimiento durante la disección de los órganos cardiopulmonares, lo que puede mejorar la visualización de las estructuras y ayudar a la liberación cuidadosa del ligamento pulmonar inferior, manteniendo la integridad pulmonar. Además, el inflado manual de los pulmones piloto después de la disección de las estructuras mostró que este inflado excede los límites de presión y contribuye a la formación de ampollas y fístulas. Algunos estudios con pulmones ex vivo presentaron la posibilidad de utilizar pegamento de fibrina para fugas, con resultados positivos; A pesar de que no utilizamos este enfoque en el estudio, podría ser una alternativa para mejorar el modelo 26,27. Otro punto relevante es que los pulmones fueron extraídos y completamente desinflados en el estudio piloto, manteniéndolos totalmente colapsados desde la preparación del órgano hasta el inicio de la VM, lo que dificultó la apertura de los pulmones a la VM y aumentó la posibilidad de formación de fístula. Por lo tanto, comenzamos a pinzar el OTC y a mantener los pulmones inflados durante la disección hasta que se administró SS. Posteriormente, se liberó el OTC, se desinfló y se conectaron los pulmones al ventilador mecánico para poner en marcha el ARM, y se realizó un análisis de la mecánica pulmonar para demostrar la curva de histéresis pulmonar. Esto no comprometió el reclutamiento pulmonar ni el análisis de la mecánica pulmonar, ya que los pacientes anestesiados presentan atelectasia y distensibilidad pulmonar reducida incluso durante la VM 28,29,30,31.

En el estudio piloto, se utilizó una PEEP inicial de 5 cm H2O y se incrementó en incrementos de 5 cm H2O hasta 25 cm H2O32,33. Sin embargo, las presiones pico y meseta alcanzaron valores superiores a 40 y 30 cmH2O, respectivamente, con formación de fístula. Por lo tanto, se realizó un aumento gradual en incrementos de 2 cm de H2O para analizar mejor el comportamiento de las presiones a lo largo del tiempo y comprender los límites de PEEP en nuestro modelo pulmonar ex vivo. No hubo diferencia en la mortalidad entre la inflación sostenida y la incremental, pero la inflación incremental es la más utilizada y puede facilitar el análisis escalonado de la mecánica pulmonar34. En cuanto al uso de presión negativa 20,21, el modelo fue probado solamente bajo presión positiva, ya que los pacientes en VM son sometidos a presión positiva. No descartamos el uso de presión negativa en el futuro, pero requeriría cambios en la carcasa del acrílico.

En la literatura se presentan algunos modelos producidos con un pulmón de prueba, pistones y un modelo ex vivo 13,14 que fueron colocados en cajas herméticamente cerradas que simulaban la caja torácica. Nuestro modelo se colocó en una caja acrílica convencional, que, a pesar de reducir la posibilidad de aplicar presión negativa, puede facilitar la producción del modelo. Otro modelo producido para estudios preclínicos18 es similar al nuestro, pero los pulmones se colocaron horizontalmente mientras que los nuestros se mantuvieron verticalmente, recibiendo la acción de la gravedad sin el apoyo de los órganos y la caja torácica. Estos pulmones se utilizaron durante experimentos dentro de las 48 horas posteriores a la eutanasia 18,19,20,21,35. Nuestro modelo se utilizó durante un total de 120 h, manteniéndose a una temperatura de 2-8 °C durante las 24 h del experimento, mostrando los resultados positivos descritos en la sección de resultados representativos.

La brecha en la enseñanza y la formación no se abordó en este primer momento, pero el modelo es eficaz para analizar la mecánica pulmonar y puede utilizarse como herramienta para la investigación y la docencia. Además, no pretendemos estudiar soluciones de perfusión, pero de la misma manera que infundimos SS en el paso 6.1, se pueden utilizar soluciones de perfusión y preservación, abriendo nuevas posibilidades para estudios con el mismo modelo presentado.

Esta técnica tiene algunas limitaciones: 1) conocimiento de la anatomía animal para asegurar que los pulmones se extraen correctamente; 2) el modelo no fue evaluado más allá de cinco días; 3) el modelo parece ser apropiado para la enseñanza de la ventilación, pero no ha sido probado en un contexto de enseñanza; 4) Es un modelo animal, por lo que es importante considerar sus limitaciones de aplicabilidad en humanos.

Divulgaciones

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Agradecimientos

Agradecemos a todos los colegas y profesionales que contribuyeron y apoyaron la construcción de este protocolo modelo de pulmón porcino ex vivo .

Este estudio no contó con fuentes de financiamiento.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
salina al 0,9%2500ml
Máquina de anestesia - PrimusDragerREF 8603800-18 Estación de trabajo deanestesia utilizada en el procedimiento
AspiradorPara la aspiración de sangre del tórax
Monitor de cabecera - Life ScopeNihon KohdenBSM-7363Monitor multiparamétrico utilizado durante el procedimiento
Pinzas de tejido BonneyCualquier pinza de tejido es adecuada
Scalper desechable, #23Cualquier scalper es adecuado
Agujas de jeringa desechables, 18G x 1 1/2", 23G x 1"BD302814 Ampliamente disponible
Jeringas desechables, 10 mlAmpliamente disponible
Unidad electroquirúrgica - SS-501WEMPara el corte y la coagulación durante incisión en el tórax
Fentanilo10 mcg/kg bolo + 10 mcg/kg/hora infusión continua
FinochiettoCualquier retractor finochietto es adecuado
Heparina3ml
de infusiónCualquier set de infusión es adecuado
Isoflurano1.5%
Pinzas Kelly CurvadasCualquier pinza Kelly es adecuada
Ketamina5mg/kg
Ringer Lactato500ml
Ventilador mecánico - Servo IMaquetREF 6449701Ventilador mecánico utilizado en el procedimiento
Tijera Metzenbaum (recta y curva)Cualquier tijera metzenbaum es adecuada
Midazolam0,25 mg/kg
Cánula de intubación orotraqueal, # 6.5Rusch112282
PlexiglásCaja de plexiglás hecha a medida: 30x45x60cm
Sutura de poliéster, 2-0Ampliamente disponible
Chorida10 ml, cloruro de potasio 19,1%.
propofol5mg/kg
Llave deAmpliamente disponible
Catéter venoso, G20 x 1"BD38183314Ampliamente disponible
Solución Retractor Set Solución ampliamente disponible de potasio paso de tres vías

Referencias

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