Summary
Ett tillförlitligt och reproducerbart tillvägagångssätt för införande och underhåll av en tunnlad Hickman-kateter för långvarig vaskulär åtkomst hos svin beskrivs. Placeringen av en central venkateter möjliggör bekväm daglig provtagning av helblod från vakna djur och intravenös administrering av läkemedel och vätska.
Abstract
Centrala venkatetrar (CVK) är ovärderliga enheter i forskning på stora djur eftersom de underlättar ett brett spektrum av medicinska tillämpningar, inklusive blodövervakning och tillförlitlig intravenös vätske- och läkemedelsadministrering. Specifikt används den tunnlade Hickman-katetern (HC) med flera lumen ofta i svinmodeller på grund av dess lägre fritagnings- och komplikationsfrekvens. Trots färre komplikationer jämfört med andra CVK:er utgör HC-relaterad morbiditet en betydande utmaning, eftersom den avsevärt kan försena eller på annat sätt negativt påverka pågående studier. Korrekt insättning och underhåll av HC är av största vikt för att förhindra dessa komplikationer, men det finns ingen konsensus om bästa praxis. Syftet med detta protokoll är att på ett heltäckande sätt beskriva ett tillvägagångssätt för insättning och underhåll av en tunnlad HC hos svin som mildrar HC-relaterade komplikationer och sjuklighet. Användningen av dessa tekniker på >100 svin har resulterat i komplikationsfria patentlinjer upp till 8 månader och ingen kateterrelaterad dödlighet eller infektion i det ventrala kirurgiska området. Detta protokoll erbjuder en metod för att optimera livslängden för HC och vägledning för att närma sig problem under användning.
Introduction
Den oumbärliga roll som centrala venkatetrar (CVK) spelar i patientvården beror på deras bekvämlighet, gynnsamma säkerhetsprofil och mångsidighet1. Funktionerna hos en CVK inkluderar tillförlitlig åtkomst för total parenteral nutrition, hematopoetisk stamcellstransplantation, plasmaferes/aferes och effektiv administrering av vätska, blod eller samläkemedel2. Inom veterinärmedicinen minimerar CVK:er också obehag hos djur genom snabb utspädning av irriterande läkemedel och blodprovstagning utan upprepad venpunktion3. Trots deras breda tillämpningar innebär användningen av CVC:er i stordjursforskning fortfarande flera betydande utmaningar4.
Perkutan CVK-placering via en ledare eller introducerkateter kan vara svårt för icke-veterinärmedicinska forskare, särskilt hos djur med djupa venösa strukturer5. En felaktig CVK-installationsteknik kan resultera i oavsiktlig placering i närliggande strukturer, vilket kräver ultraljudsledd placering eller en röntgenundersökning av positioneringen6 efter proceduren. Men jämfört med mänskliga operationssalar är ultraljud inte lättillgängliga i många stora djurforskningslaboratorier. Vidare kan långvarig användning av kvarliggande katetrar leda till att djuren knäcker linjerna, punkterar, infekterar eller tar ut dem, vilket kan leda till att behandling, klinisk övervakning och forskningsresultat störs i rätt tid 4,7. Byte av CVK kräver ytterligare resurser, inklusive materialanskaffning, kirurgisk schemaläggning, fastetid och röntgenåtkomst. CVK-relaterade komplikationer kan därför skapa betydande tekniska och ekonomiska hinder eller störa produktiv translationell forskning, särskilt på svin. Kontaminering av mat eller avföring, klösande mot burväggar och sparkar på irritationsställen kan äventyra en CVK, och risken för CVC-relaterade komplikationer förstärks vid långvarig användning. Således kräver säkert och okomplicerat underhåll av en CVC hos svin noggrant övervägande av CVC-val, placering, säkring, skydd, sanering och övervakning.
Hickman-katetern (HC) som används i detta protokoll är en tunnlad CVK med en polyestermanschett och en till tre lumen, som vanligtvis används för långvarig intravenös åtkomst hos människor och djur 1,4,8,9. Metoden med tunnelkateter har förknippats med lägre komplikationsfrekvens och underhållskostnader jämfört med icke-tunnelvarianter10,11,12. Manschetten minskar HC-frigöring genom att inkorporera i de subkutana vävnaderna som omger hudutgången. Designen med flera lumen gör det också möjligt att separera läkemedelsadministrering och blodprover, vilket minimerar kontaminering och felaktigheter i blodprover. Trots detta är HC-användning inte utan utmaningar, varav de vanligaste inkluderar fraktur, migration, ocklusion och infektion13,14,15,16. Korrekt installation och underhåll av en HC är därför oumbärliga färdigheter när de används i translationell forskning. Den nuvarande litteraturen ger dock inte mycket vägledning för bästa praxis för användning av HC hos svin under långtidsförsök 5,6,17.
Syftet med denna studie är att beskriva ett optimerat tillvägagångssätt för HC-insättning i den inre jugularven (IJV), hudsäkring och varaktigt skydd som minimerar långsiktiga kateterrelaterade komplikationer och obehag hos svin. En diskussion om de viktiga övervägandena för HC-användning, potentiella utmaningar som kan uppstå och modifieringar som kan förbättra kvaliteten på detta tillvägagångssätt ingår.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurförsök utfördes i enlighet med ett djurprotokoll som godkänts av Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Stammar av han- och honsvin som genomgår HC-placering inkluderar miniatyrsvin från Massachusetts General Hospital (MGH) svinkoloni, Yucatan-svin och Yorkshire-korsade svin från en jordbruksleverantör (20-40 kg). Svinen var mellan 3 och 10 månader gamla när HC placerades. HC kan placeras när som helst i förhållande till djurets försöksförfarande. Det rekommenderas dock att placera den i förväg för att möjliggöra insamling av blodvärden vid baslinjen. Det rekommenderas också att ge svinen minst 1 veckas acklimatiseringsperiod innan de genomgår någon experimentell manipulation.
1. Preoperativ planering
- Före operationen, låt en veterinär utföra en grundlig klinisk utvärdering av alla djur.
- Fasta djuren (ingen fast föda) minst 12 timmar före ingreppet. Ge alltid vatten ad libitum . Väg djuren för kontrollerad läkemedelsadministrering.
- På operationsdagen sövs djuren med ketamin (20–30 mg/kg) och xylazin (2–3 mg/kg intramuskulärt [IM]) blandat i en enda spruta. Vid behov, administrera lugnande medel (ketamin och xylazin) långsamt intravenöst [IV]. Använd en steril oftalmisk salva på ögonen för att förhindra uttorkning under narkos.
- Placera en intravenös kateter i en marginell ven i örat och administrera underhållsvätska med 5-10 ml/(kg∙h) 0,9 % koksaltlösning eller lakterad ringerslösning (LRS) under hela proceduren.
- När djuret är i ryggläge, placera en endotrakealtub av lämplig storlek, anslut den till anestesimaskinen och placera den i handventilation (upprätthålls på isofluran vid 0,5-3 % med 1-2 L O2/min).
- Administrera förebyggande analgesi (0,02 mg/kg buprenorfin IV); Administrera ytterligare doser av buprenorfin intraoperativt vid behov. Administrera profylaktisk antibiotika (20-22 mg/kg cefazolin IV) 10 minuter före operationens början och igen var 90:e minut intraoperativt. Administrera protonix (0,5-1,0 mg/kg IV) och maropitantcitrat (1 mg/kg IV) en gång innan operationen påbörjas.
- Raka den ventrala och dorsala halsen, som kommer att fungera som plats för placeringen av den centrala venkatetern. Utför preliminär förberedelse av operationsområdet med klorhexidinskrubb.
- Bekräfta att grisen befinner sig inom ett lämpligt plan för kirurgisk anestesi. Utvärdera anestesidjupet genom att testa palpebral och käktonus. Om det behövs, öka inhalationsbedövningsmedlet eller administrera ytterligare lugnande medel (t.ex. ketamin) IV långsamt för att verka.
- Överför svinen till operationsbordet.
2. Intraoperativ övervakning
- Under underhållsanestesi, övervaka kontinuerligt hjärtfrekvensen och elektrokardiografin, det icke-invasiva blodtrycket, pulsoximetrin, kapnografi och matstrups- eller rektaltemperaturen, registrera minst var 15:e minut.
- Övervaka blodtrycket icke-invasivt via en blodtrycksmanschett på en extremitet eller svansen.
- Använd en ventilator för att mer exakt reglera administreringen av andning och inhalationsanestesi. För ventilatorparametrar, se till att tidalvolymen ligger i intervallet 5-10 ml/kg. Justera andningsfrekvensen under hela proceduren som svar på djurets bedövningsdjup; ställ in den maximala tryckgränsen till 20 mmHg.
- Använd en temperaturreglerad varmluftsfilt eller dyna under hela operationen för att förhindra hypotermi.
3. Kirurgisk förberedelse
- Utse minst två personer som ska vara sterila (kirurg och assistent) och minst två personer som ska vara icke-sterila (cirkulator och narkosläkare).
- Under narkos placeras svinet i ventralt liggande läge på operationsbordet med benen säkrade för stabilisering (Figur 1).
- Förbered operationsområdet aseptiskt med tre omväxlande skrubb med klorhexidin och 70 % etanol, följt av en jonofor på hudens yta under en kontakttid på minst 10 minuter. Utför en steril förberedelse av följande två områden:
- På den ventrala sidan, sträck dig från underkäkens vinkel till mitten av bröstbenet och sträck dig bilateralt till den laterala gränsen av sternocleidomastoideu. Placera sterila handdukar längs kanterna på det sterilt förberedda området.
- På ryggsidan, förbered den dorsolaterala nacken ipsilateralt mot mål-IJV. Placera sterila handdukar under rygghalsen och över ryggfältet för att bibehålla steriliteten när du arbetar i det ventrala fältet.
- Lägg ett sterilt draperi över svinen. Klipp ett rektangulärt område i draperingen för att exponera det ventrala fältet.
- På ett separat sterilt draperat bord ansluter du HC med dubbla lumen till ett långt introduktionsstycke.
- Skruva fast klaverna på luer lock-adaptrarna i slutet av varje lumenlinje (bred: röd; smal: vit). Spola de röda och vita linjerna med 10 ml 0,9 % saltlösning. Kläm sedan fast båda linjerna.
4. Identifiering och beredning av inre halsvener
- I det ventrala fältet, gör ett 4 cm snitt mellan luftstrupen och den mediala kanten av sternocleidomastoidus (Figur 2). Dela platysma och dissekera bindväven för att avslöja IJV på den laterala gränsen av sternocleidomastoideusmuskeln.
- Isolera 3-4 cm av IJV genom att dela dess grenar med 4-0 belagda och flätade icke-absorberbara suturband. Dissekera perifert bort från den omgivande bindväven. Skapa två belagda och flätade icke-absorberbara suturband för att suspendera och stabilisera IJV under kateterinförandet (figur 3).
- Vid den kraniala änden av IJV, för en belagd och flätad icke-absorberbar suturbindning två gånger under kärlet för att skapa en ögla runt det.
- Vid den kaudala änden av IJV, passera en belagd och flätad icke-absorberbar suturbindning en gång under kärlet för att skapa en sele.
- Släpp dragkraften från suturbanden. Placera steril koksaltindränkt gasväv i operationsområdet för att skydda kärlet och bibehålla bindningsplatsen.
5. Förberedelse av kateterns utgångsställe
- Flytta svinen via sidolutning mot den icke-kirurgiska sidan för att exponera det ipsilaterala dorsala kirurgiska fältet. Fäst lemmarna igen (Figur 4).
- Med en #10-bladskalpell gör du en 0,5 cm stickning i huden vid önskad kateterutgångsplats - 3 cm lateralt om kotpelaren och 5 cm svansen till huvudet (Figur 5).
6. Införande och tunneldrivning av katetern
- I det ventrala fältet, ta bort den våta gasväven och återidentifiera det isolerade IJV-segmentet. Välj ett målställe för att föra in katetern subkutant. Se till att detta är på samma djup som IJV, djupare än sternocleidomastoideus, och mellan de två belagda och flätade icke-absorberbara suturbanden (figur 6).
OBS: Subkutikulära mönster bör ha suturknutor begravda under huden. Eftersom de djupa hudsuturerna knyts flera gånger för att säkerställa stabilitet och underhåll, upptar de ibland ett större utrymme än önskat och kan exponeras genom huden. Detta lilla exponeringsområde är inte av betydande betydelse, och huden bör läka på lämpligt sätt trots detta lilla exponeringsområde. - Placera den dominanta handen i det dorsala kirurgiska fältet och den icke-dominanta handen i det ventrala kirurgiska området. Håll HC-introduceraren i det dorsala kirurgiska området. Häng upp den återstående längden av katetern i luften ovanför det sterila fältet.
- Sätt in introduceraren i utgångspunkteringsstället med den dominanta handen och rikta spetsen på enheten mot den icke-dominanta handen i det ventrala fältet.
- Tryck på spetsen på introduceraren ytligt och medialt för att tunnla katetern genom fettvävnaden, känn efter spetsens utseende med den icke-dominanta handen. När spetsen kommer ut vid målingångsstället, dra introducern och katetern genom den subkutana tunneln tills manschetten på huvudlinjen är precis under hudytan i ryggfältet.
- Klipp av introduktören från linjen. Byt ut den våta gasbindan i det ventrala kirurgiska området.
7. Införande av katetern
- Placera svinen på ryggläge. Fäst lemmarna igen, byt ut sterila handskar och ta bort gasbindan från det ventrala kirurgiska området.
- Kläm fast ändarna på de kraniala och kaudala belagda och flätade icke-absorberbara suturbanden. Vila klämmorna på draperierna så att IJV-segmentet är något upphöjt.
- Skär av änden av katetern till ungefär den längd där den skulle nå ner till 1/3 av längden på svinets bröstben.
OBS: Minimera manipulation av kateterspetsen genom att transektera spetsen med ett enda snitt vinkelrätt mot linjen för att undvika fragmentering eller igensättning av linjen. När HC har satts in ska den ligga i den övre hålvenen, omedelbart kraniellt till höger förmak (figur 7). - Använd Adson-Brown-pincetten för att ta tag i mitten av det isolerade IJV-segmentet. Vid samma tidpunkt klipper du halvvägs genom kärlet med en böjd Metzenbaum-sax.
- Medan du håller IJV-segmentet med Adson-Brown-pincetten, sätt in venplockaren i kärlets stjärtsegment (figur 6). Medan spänningen på kraniets suturband bibehålls, för in och trä in kateterns ände i kärlet kaudalt. När katetern är helt införd, knyt den kaudala suturbindningen en gång för att tillfälligt säkra HC.
- Testa genomsläppligheten för båda linjerna utanför det sterila fältet via blodprov och spolningar med 3-5 ml 0,9 % normal koksaltlösning följt av 5 ml 100 USP-enheter/ml hepariniserad koksaltlösning.
- När patency har bekräftats, knyt den kaudala suturen en eller två gånger till för att säkra det distala IJV-segmentet runt den intravenösa katetern. Knyt kranialsuturbindningen en gång för att täppa till blodflödet i IJV-segmentet.
- Stäng det ventrala kirurgiska området i lager: platysma enkla avbrutna suturer med en 3-0 flätad absorberbar sutur och subkutikulära löpande suturer med en 3-0 monofilament absorberbar sutur.
8. Säkra katetern
- Lura svinen och placera dem i ryggläge. Säkra lemmarna igen.
- Fäst HC på djurets hud på mer än tre ställen för att undvika att katetern lossnar (Figur 8).
- Orientera HC så att den bildar en "U"-form.
- Identifiera punkterna: se till att den första punkten är inom 2 cm från utgångsstället, den andra punkten är över den delade delen av katetern, där de röda och vita linjerna divergerar, och den tredje punkten är högst upp på "U" mellan de två första punkterna.
- Vid varje punkt placerar du en ~3 cm bit 1 tum (tum) medicinsk tejp över katetern för att skapa en vinge på varje sida. Med en 0 syntetisk, monofilament, icke-absorberbar polypropensutur, fäst varje vinge på huden via en enda enkel avbruten sutur. Vid den andra punkten över den kluvna delen, lägg till en enda avbruten sutur genom springan mellan de två linjerna och se till att knuten ligger ovanpå tejpen för att förhindra irritation.
OBS: Beroende på storleken på punktionsstället för dorsalhalsen kan en enkel avbruten sutur placeras för att minska storleken och minimera risken för oavsiktlig kateterförskjutning ut ur huden. Se till att manschetten runt katetern förblir subkutan. - Testa genomsläppligheten av både de vita och röda linjerna utanför det sterila fältet via blodprov och blodspolningar med 10 ml 0,9 % normal koksaltlösning och 10 ml hepariniserad koksaltlösning.
- Skapa en skyddande krage.
- Vira 4 i bomullsvaddering runt halsen tre eller fyra gånger på följande sätt:
- Börja på rygghalsen i det vänstra kraniala hörnet och linda diagonalt mot det högra stjärthörnet, gå över eller under de röda och vita linjerna. Linda under halsen mot den vänstra stjärtfenan. Radbryt diagonalt mot det högra kraniala hörnet, ovanför eller under de röda och vita linjerna, och linda sedan till startpunkten vid det vänstra kranialhörnet. Växla mellan att gå över och under de röda och vita linjerna för varje efterföljande omslag.
OBS: Kragen ska helt täcka hudfästena och huvudlinjen på HC. Endast de röda och vita linjerna ska utelämnas och vara tillgängliga.
- Börja på rygghalsen i det vänstra kraniala hörnet och linda diagonalt mot det högra stjärthörnet, gå över eller under de röda och vita linjerna. Linda under halsen mot den vänstra stjärtfenan. Radbryt diagonalt mot det högra kraniala hörnet, ovanför eller under de röda och vita linjerna, och linda sedan till startpunkten vid det vänstra kranialhörnet. Växla mellan att gå över och under de röda och vita linjerna för varje efterföljande omslag.
- Vira 3 eller 4 med elastisk tejp runt halsen tre eller fyra gånger på samma sätt som bomullsvadderingen (steg 8.4.1). Om bandaget täcker linjerna, skapa en slits i bandaget för att rymma dem.
OBS: Var noga med att inte linda detta lager för hårt - ett finger ska lätt kunna glidas in under skyddskragen omkrets. - Med en 0 syntetisk, monofilament, icke-absorberbar polypropensutur, sutur varje hörn i slutet av bandaget till de underliggande lagren för att behålla sin position.
- Med en 0 syntetisk, monofilament, icke-absorberbar polypropensutur, fäst kragen vid huden genom att knyta en horisontell madrasssutur lateralt till ryggraden på både kranial- och kaudaländen. Se till att knutarna ligger ovanpå bandaget.
- Skapa en kateterpåse för att skydda och förvara de röda och vita linjerna (Figur 9).
- Klipp till en bit elastisk tejp som mäter ~100 cm i längd och ~7,5 cm i bredd.
- Mät ett segment på ~16 cm tejp. Vik tejpen över sig själv så att de självhäftande sidorna är vända mot varandra för att skapa en 16 cm flik med två lager tejp. Med den återstående tejpen upprepar du denna process två gånger till för att skapa tre flikar av samma längd i en "W"-form (Figur 10).
- Vik den återstående tejpsvansen över kanten på de tre flikarna. Med svansen orienterad på toppen, numrera flikarna 1-3 uppifrån och ner. Numrera sidorna 1-4, börja från bakkanten och rör dig medurs.
- På sida 4 tar du bort en längsgående flisa från flik 2, exklusive 1 cm i vardera änden. Se till att flisans bredd är ~1 cm.
- Använd en 0 belagd och flätad icke-absorberbar sutur för att utföra löpande suturer: sy ihop flikarna 1 och 3 på sida 4, flikarna 1, 2 och 3 tillsammans på sida 3 och flikarna 1 och 2 tillsammans på sida 2. Skär ett 2 cm hål genom mitten av flik 1.
- Med flik 1 nedåt riktar du in hålet mot den punkt där linjerna går ut ur kragen och orienterar påsen så att öppningen är svansen. Se till att påsen är på mittlinjen eller något lateralt om rygghalsen.
- Dra de röda och vita linjerna genom hålet i flik 1. Se till att linjerna ligger plant mellan flik 1 och 2, med flik 3 uppåt (figur 8).
- Använd en 0 syntetisk, monofilament, icke-absorberbar polypropensutur, fäst påsen på kragen med en enkel avbruten sutur i varje hörn och halvvägs längs varje kant. Suturera inte genom huden.
- Vira 4 i bomullsvaddering runt halsen tre eller fyra gånger på följande sätt:
9. Postoperativ vård
- Efter återhämtning från narkos ska grisen återföras till sin hembur. På grund av svinens tuggande natur ska du se till att grisen hålls ensam för att förhindra att en artfrände gris tar bort katetern. Om den hålls intill andra svin ska den placeras på en barriär för att förhindra att katetern tuggas mellan burarna.
- Under den omedelbara postoperativa perioden ska djuret övervakas minst dagligen för tecken på smärta, infektion och läkning. Andningsfrekvens, hjärtfrekvens, temperatur, energi, aptit och vattenkonsumtion är bra hälsoindikatorer under denna tid. Administrera ytterligare doser av ett smärtstillande medel (t.ex. 0,12 mg/kg buprenorfin fördröjd frisättning [SR] LAB var 48:e timme) om tecken på smärta utvecklas. Utför kateterunderhåll (steg 10) och visuell inspektion av operationsområdet dagligen, med början på postoperativ dag (POD) 1.
OBS: Forskare som väljer att använda denna Hickman-kateterinföringsteknik kan modifiera denna procedur med multimodal analgesi; NSAID kan dock ändra studieresultaten beroende på andra delar av den experimentella designen. Detta bör övervägas innan man planerar smärtlindringen. - När kateterns operationsställe har läkt ska du utföra underhållsövervakningskontroller på djuret: utföra veckovisa kroppsviktsmätningar och utföra visuella kontroller under det dagliga kateterunderhållet. Rådgör med en veterinär om tecken på infektion, såsom minskad aptit eller minskad energi, utvecklas. Om fullständig blodstatus behövs, samla in blod från den röda linjen.
OBS: En leukocytos som kännetecknas av neutrofili observeras ofta hos djur med infektion.
10. Underhåll av kateter
- Ange den bredare röda linjen enbart för blodprovstagning och den smalare vita linjen enbart för läkemedelsadministrering. Hantera alltid katetern med handskar.
OBS: Dessa roller kan vara olika beroende på studiedesignen. - Spola den röda linjen (avsedd blodprovstagning) dagligen för att bedöma öppenheten och förhindra koagulering enligt följande:
- Använd aseptisk teknik: Torka av klaven och sprutspetsen med en spritkudde mellan varje steg. Om klaven eller sprutan blir osteril, byt ut det kontaminerade materialet innan du fortsätter.
- Spola ner 1 ml 0,9 % saltlösning i tråden. Kontrollera att vätskan kan spolas utan överdriven kraft för att förhindra att blodproppar trycks in i djuret.
- Dra tillbaka 2 ml vätska. Bekräfta att linjen är öppen genom att observera att vätskan som dras tillbaka är mörkrött blod.
- Om blodprov är nödvändigt, fäst en tom spruta för att dra tillbaka lämplig mängd blod.
OBS: Om överflödigt blod tas kan blod återföras till djuret genom att trycka tillbaka det genom slangen för att minska blodförlusten. Detta ska endast göras om sprutan som innehåller blod fortsätter att hanteras med aseptisk teknik. Sätt inte tillbaka kontaminerat blod i mittlinjen. - Spola ledningen med 5 ml 100 USP/ml hepariniserad koksaltlösning, eller en mängd som behövs för att spola hela linjen. Kläm fast linan. Lägg tillbaka linan i skyddspåsen, var noga med att inte böja eller knyta linan.
- Spola den vita (designad läkemedelsadministrering) linjen dagligen för att bedöma öppenheten och förhindra koagulering enligt följande:
- Använd aseptisk teknik: torka av klaven och sprutspetsen med en spritkudde mellan varje steg. Om klaven eller sprutan blir osteril, byt ut det kontaminerade materialet innan du fortsätter.
- Spola ner 1 ml 0,9 % saltlösning i tråden. Kontrollera att vätskan kan spolas utan överdriven kraft för att förhindra att blodproppar trycks in i djuret.
- Administrera läkemedel med hjälp av denna linje med en läkemedelsspecifik hastighet och utspädning. Spola slangen med 1-3 ml 0,9 % saltlösning mellan medicinerna.
- Spola ledningen med 5 ml 100 USP/ml hepariniserad koksaltlösning, eller en mängd som behövs för att spola hela linjen. Kläm fast linan. Lägg tillbaka linan i skyddspåsen, var noga med att inte böja eller knyta linan.
- Kontrollera klaverna dagligen för tecken på dysfunktion, brott eller uppenbar kontaminering med blod, mat eller avföring. Byt i så fall ut klaven omedelbart. Inspektera visuellt Hickman-påsen och skyddskragen dagligen för att säkerställa att suturerna som placeras i steg 8.2 och 8.3 förblir intakta.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Över 100 svin har genomgått en lyckad HC-insättning i vårt labb. HC kan placeras och säkras på ett säkert och korrekt sätt på mindre än 1 timme med en kirurg, assistent, cirkulator och narkosläkare. Kateterpåsen tar ungefär 15-20 minuter att göra. Tekniken är enkel och lätt att lära ut och har utförts av veterinärer, kirurger och läkarstudenter efter övervakade instruktioner.
HC har funnits kvar utan komplikationer eller revidering i upp till 8 månader. I en nyligen genomförd representativ kohort av 32 svin med effektmått från 8 till 132 dagar förblev 78,13 % av HC patenterade fram till det experimentella effektmåttet (figur 11). Av de svin som hade kliniska indikationer som krävde avlivning och diagnostisk obduktion dokumenterades HC med korrekt placering i IJV utan tromber, skräp eller tecken på infektion. Komplikationsfrekvensen som krävde ingrepp var blygsam: 9,38 % av HC behövde avlägsnas eller bytas ut före 30 dagar och 12,5 % krävde borttagning eller utbyte efter 30 dagar eller senare. Dessutom krävde 9,38 % av HC små reparationer av den ursprungliga HC under sedering (Figur 11). Orsakerna till linjekompromisserna klarlades inte alltid, men etiologierna inkluderade förskjutning, punktering och interna blockeringar (tabell 1). Reparation och utbyte av ledningar i rätt tid har visat en 100 % funktionell framgångsfrekvens utan betydande störningar i studiens datainsamling. Vid misstanke om infektion i den centrala linjen genomgick svinen omedelbart lämplig medicinsk behandling utan ytterligare komplikationer. Det har inte förekommit någon HC-relaterad dödlighet hos svin.
Figur 1: Djuret placerat i ventralt liggläge. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Ventralt snitt genom hud och platysma för att exponera den inre halsvenen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Åtkomst till den inre halsvenen . (A) Snitt av platysma, avslöjande sternocleidomastoidus. (B) Inre jugularven medialt till sternocleidomastoid och lateralt till sternohyoid. C) Belagda och flätade icke-absorberbara suturband placeras vid de kaudala och kraniala ändarna av den isolerade delen av IJV. D) Våt gasväv placeras i snittet för att hålla kärlet skyddat och bibehålla den belagda och flätade icke-absorberbara suturpositioneringen vid ompositionering av svinen. Förkortningar: SCM = sternocleidomastoidus; IJV = inre halsven; SH = sternohyoid. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Djuret är placerat i sidolutning för att ge tillgång till både dorsalkateterns utgångsställe och ventrala snittet. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Dorsal punktion genom huden för att fungera som kateterns utgångsställe. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Kateterns placering . (A) Punktering av huden vid kateterns utgångsställe på den dorsolaterala halsen ipsilateralt mot mål-IJV. (B) Kateter som kommer in i operationsområdet lateralt om IJV. C) Införande av katetern i den distala änden av IJV med hjälp av en venplockare. (D) Venen fästs runt katetern distalt och det proximala segmentet är ockluderat med ett belagt och flätat icke-absorberbart suturband. E) Stängning av platysma. (F) Stängning av huden. Förkortning: IJV = inre halsven. Observera att djupa dorsala suturer som är i stor utsträckning knutna för säkerhet kan sticka ut genom stängningen; Detta bör inte störa sårläkningen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 7: Lateral röntgenbild av Hickman-kateterns placering. Pilen visar dess korrekta placering ovanför det högra atriet. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 8: Fastsättning av katetern och bandagekragen . (A) Katetern är inklämd mellan lager om 1 i medicinsk tejp och vid gaffeln där de två lumen delar sig. (B) Bomullsrulle lindas runt halsen, omväxlande mellan kraniell och kaudal till lumen. (C) Det elastiska självhäftande bandaget lindas runt halsen med slitsar skurna för att säkra lumen centralt. (D) De två lumen är uppträdda genom hålet i kateterpåsen och påsen är fäst vid det elastiska självhäftande bandaget. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Bild 9: Kateterpåse . (A) Ovansidan av påsen. (B) Toppklaff (klaff 3) lyfts för att visa mittfliken (klaff 2). Den djupa delen av fickan visar den skurna kanten på flik 2. (C) Påsens botten med ett hål i bottenfliken (flik 1) för att avslöja flik 2. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 10: Utformning och montering av kateterpåsen . (A) En lång remsa av elastisk tejp viks för att skapa tre flikar av samma längd, med en kvarvarande lös svans. (B) Svansen viks över påsens ände för att säkra de exponerade klibbiga vecken. (C) Med svansen på toppen är flikarna numrerade 1-3 uppifrån och ner. En remsa av den långa kanten på mittfliken (flik 2) skärs för att skapa en innerficka. (D) Suturer används för att sammanfoga flikarna i enlighet med numren och suturpositionerna runt påsen. (E) Ett hål skärs i mitten av klaff 3. (F) Toppen av påsen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 11: Hickman-kateterutfall hos svin. N = 32. Experimentella effektmått varierade från 8 till 132 dagar. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Tabell 1: Hickman-kateterresultat och komplikationer hos svin. Förkortning: HC = Hickman-kateter. Klicka här för att ladda ner denna tabell.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Även om CVC:er fyller ett spektrum av funktioner i stordjursforskning, saknar den nuvarande litteraturen en konsensusstrategi för säker och hållbar användning i långtidsstudier under 30 dagar. Detta protokolls stegvisa procedur för HC-insättning, hudsäkring och förvaring i en handgjord påse har genomgått betydande justeringar för kvalitetsförbättring. Som sådant presenterar detta protokoll en teknik för HC-användning som möjliggör effektiv intravenös åtkomst samtidigt som djurens välbefinnande säkerställs och komplikationer minimeras.
Kliniska och forskningstillämpningar av detta protokoll
Svin används inom många områden av biomedicinsk forskning, och deras användning som prekliniska modeller har ökat dramatiskt sedan början av 1980-talet18. Noterbart är att många anatomiska och fysiologiska egenskaper hos svin liknar människor, vilket gör dem till en lämplig modell för många sjukdomar och en dominerande försöksdjurart för kirurgiska och interventionella protokoll19. Kardiovaskulära, integumentära, urin-, matsmältnings- och njursystem är de vanligaste modellerna hos svin på grund av de jämförande överlappningarna med människor. Svin är en av de primära modellerna för kirurgisk utbildning i laparoskopiska och endoskopiska tekniker, organtransplantation, toxikologi, farmaci och bedömning av biomedicinsk utrustning 18,20,21,22. HC:s mångsidighet gör den till ett ovärderligt verktyg i dessa kliniska och forskningsmiljöer. De möjliggör tillförlitlig åtkomst för seriellt blodprov och är ett effektivt sätt att administrera intravenös vätska och läkemedel4, vilket undviker flera sederingar som kan introducera förväxlingsvariabler i studier och äventyra försökspersonernas hälsa. Flera studier har också visat deras användbarhet när det gäller att regelbundet övervaka läkemedelsnivåer i blodet, såsom takrolimusvärden i immunsuppressionsprotokoll23. En del av de svin som ingick i detta protokoll hade HC för övervakning av immunsuppressiv läkemedelsnivå och intravenös administrering av immunsuppressiva och/eller immunmodulerande läkemedel till svin som genomgick vaskulariserad kompositallotransplantation (VCA), inklusive en heterotopisk bakbenstransplantationsmodell24, en modell för dissektion och transplantation av hemifacetransplantat hos svin och en modell för renal autotransplantation.
Kritiska steg i protokollet
Lämplig ledningslängd och tillförlitlig skötsel av ledningen är avgörande för att förlänga livslängden på HC. Katetern måste skäras av där den når en tredjedel av bröstbenets längd (protokollsteg 7.4), eftersom kortare slangar riskerar att förskjutas och längre slangar riskerar att träffa kärlväggen. För att bibehålla öppenheten och förhindra blockeringar måste båda slangarna spolas dagligen med normal och hepariniserad koksaltlösning (protokollsteg 9.2-9.3). Linjerna bör också systematiskt identifieras med färg före varje användning för att undvika att byta roller för de röda (blodprov) och vita (läkemedelsadministrering) linjerna för att undvika skador. Till exempel kan högt undertryck under blodprovstagning kollapsa den vita linjen och orsaka koagulering, medan läkemedelsadministrering genom den röda linjen kan orsaka att kvarvarande läkemedel kvarstår i linjen eller klaven, vilket artificiellt höjer det uppmätta läkemedelsinnehållet i draget blod. Trots den säkra förbandsteknik som beskrivs i detta manuskript kan svin ibland komma åt linorna och orsaka mekaniska skador, som att tugga eller klia sig. Om en av linorna blir oanvändbar, bör den dysfunktionella linan blockeras på ett säkert sätt genom att knyta en dubbelknut i linan efter gaffeln (för att behålla tillgången till den återstående patentlinjen) för att förhindra oavsiktlig användning eller lossning av blockeringen i cirkulationen. Den återstående patentlinjen kan användas för att uppfylla båda linjerollerna tillfälligt, men den dysfunktionella linjen bör bytas ut så snart som möjligt via ett Hickman Repair Kit. Det är också viktigt att skydda linorna genom att förvara dem säkert i påsen (protokollsteg 8.3.5) efter varje användning. För att säkerställa att påsen fixeras ordentligt måste kragen fästas i huden i både kranial- och stjärtänden (protokollsteg 8.3.4) och påsen fästas i kragen längs varje kant (protokollsteg 8.3.8). Trasiga suturer bör bytas ut snabbt.
Protokollutmaningar och lösningar
HC-relaterade komplikationer inkluderar migration, förskjutning och infektion i den centrala linjen. Om det misstänks att kateterns inre spets har migrerat distalt för att trycka mot den högra förmaksväggen, kan vanliga röntgenbilder hjälpa till att lokalisera kateterspetsen. Denna komplikation hanteras med avlägsnande och utbyte av HC med hjälp av den kontralaterala IJV. Hos svin som har HC placerade enligt detta protokoll har användningen av det kontralaterala IJV inte lett till några komplikationer relaterade till djurhälsa eller forskningsresultat. Detta beror sannolikt på att svin har ett robust intrakraniellt och facialt venöst nätverk som tillåter dränering av huvudet via bilaterala yttre jugularvener, medan IJV har ett jämförelsevis litet bidrag till huvudets dränering25,26. I andra fall där HC förskjuts från sin kirurgiska position på grund av att katetern eller kragens fästen lossnar i huden, bör trasiga suturer omedelbart ersättas. Om den subkutana manschetten lämnar huden ska HC bytas ut. När det gäller infektion i den centrala urinvägsinfektionen kan tecken och symtom hos svin inkludera slöhet, nytillkommen hosta, minskad aptit, feber, leukocytos och upphöjda eller ouppfostrade petekier. Eventuella tecken på infektion ska omedelbart åtgärdas med antibiotika under ledning av en veterinär, och odling av eventuell abscessvätska bör övervägas om djuret står på immunsuppressiv behandling. Risken för infektion i den centrala urinvägsinfektionen minskas genom att skapa säkra kateterpåsar, regelbundet desinficera och spola slangarna, använda sterila metoder och vara vaksam när det gäller att identifiera subtila eller tidiga tecken på HC-dysfunktion. Dessa inkluderar läckage av lina, bubblor under blodprov och ökande svårigheter att spola linjer.
Jämförelse med andra CVC-protokoll hos svin
Perkutana metoder för att få central venös access i den yttre halsvenen (EJV) via palperbara landmärken har beskrivits. Detta ger fördelen av en minskning av mjukdelsstörningar och postoperativ smärta men kan leda till komplikationer, såsom oavsiktlig karotisartärpunktion och hematombildning27. Till skillnad från perkutana modaliteter möjliggör protokollet som beskrivs i detta manuskript direkt visualisering av målstrukturerna, vilket kan bidra till att minska skador på närliggande vävnader. Även om öppna förfaranden för kanylering av EJV har rapporterats28 är tillgången till djupare strukturer som IJV och detaljerad vägledning om placering och felsökning begränsad. En annan studie använde ett liknande tillvägagångssätt med ett paratrakealt snitt för att komma åt halsbålen, men använde istället en laparoskopisk suganordning för att skapa en subkutan tunnel för att passera HC och skyddade den yttre delen med en monterad jacka29. Resultaten från denna studie visade en högre infektionsfrekvens och tromboemboliska komplikationer hos svin med tunnlade HC jämfört med en annan grupp med en subkutan vaskulär accessport. Även om källan till dessa komplikationer sannolikt är multifaktoriell, har protokollet som beskrivs i detta manuskript visat få infektiösa komplikationer och hjälper till att mildra potentiella orsaker genom att säkra den externa katetern på flera punkter, skapa en flerskiktskrage och använda en kateterpåse för linjeskydd.
Begränsningar
Denna studie har vissa begränsningar. Medan användningen av tre olika svinstammar visar HC-procedurframgång i en varierad kohort, har svin liten anatomisk variabilitet och låga frekvenser av avvikande vaskulatur19. Användningen av sternocleidomastoidus och sternum som kirurgiska landmärken gav en konsekvent teknik för snitt- respektive kateterlängd. Utvecklingen av ett optimerat tillvägagångssätt för HC-placering, hudsäkring och skyddande förvaring har skett under flera år parallellt med protokollbaserade studier på svin. Sekventiella ändringar har gjorts som svar på djurobservationer och kreativ felsökning. Därför inkluderades inte en detaljerad rapport om misslyckade modifieringar, eller den process genom vilken den föreslagna tekniken fastställdes. I dataanalysen ingår inte heller någon jämförelsegrupp i kontrollgruppen, till exempel svin som genomgått venpunktion under sedering. Dessutom, som med alla ingrepp, kräver denna teknik kirurgisk erfarenhet, övning och lämplig utbildning av mindre erfarna teammedlemmar. Monteringen av kateterpåsen kan också vara föremål för användarfel. Detaljerade diagram ingår som syftar till att effektivt illustrera denna teknik. Dessutom, eftersom denna teknik involverar profylaktiska antibiotika, kanske den inte är lämplig för studier som skulle påverkas av antibiotikaadministrering. Slutligen är detta tillvägagångssätt för HC-placering och resultat begränsat till användning på svin. Denna teknik kanske inte visar samma effekt på andra stora djur med varierande anatomi. HC har använts på andra arter, men ytterligare forskning behövs för att anpassa denna teknik till andra djur.
Slutsatser
HC är en effektiv metod för regelbunden blodövervakning och intravenös läkemedelsadministrering hos svin. Denna studie beskriver våra bästa metoder för HC-insättning, hudskydd och hållbart skydd som minimerar HC-relaterade komplikationer och obehag hos djur. Genom år av teknikmodifiering och felsökning beskriver detta protokoll ett optimerat tillvägagångssätt för HC-användning hos svin, med hög reproducerbarhet och minimala komplikationer. Slutligen erbjuds vägledning för att förebygga och lösa problem som kan uppstå under HC:s livstid.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen av författarna har ett ekonomiskt intresse i någon av de produkter, apparater eller läkemedel som nämns i detta manuskript.
Acknowledgments
Vi vill tacka för stödet från armén, marinen NIH, flygvapnet, VA och hälsofrågor när det gäller AFIRM II-insatsen under tilldelning CTA05: W81XWH-13-2-0052 och CTA06: W81XWH-13-2-0053. U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, är det tilldelande och administrerande förvärvskontoret. Åsikter, tolkningar, slutsatser och rekommendationer är författarens egna och stöds inte nödvändigtvis av försvarsdepartementet. Dessutom vill vi tacka för stöd från försvarsdepartementets kongressstyrda medicinska forskningsprogram (CDMRP), Reconstructive Transplantation Research Program (RTRP), genom utmärkelserna W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 och W81XWH18-1-0795. Vi vill också uppmärksamma Institutionen för plastik- och rekonstruktiv kirurgi och Johns Hopkins University School of Medicine. Dessutom vill vi tacka hela veterinärpersonalen, inklusive Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky och Victoria Manahan.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M.
- Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M.
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C.
- Svendsen, O.
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
