En este trabajo se describe un método sencillo y rápido para realizar inyecciones intracerebroventriculares en ratones mediante un abordaje a mano alzada (es decir, sin dispositivo estereotáxico).
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Artículo de método
Inyecciones intracerebroventriculares a mano alzada en ratones
En este artículo
Resumen
Resumen
La investigación de los sistemas neuroendocrinos a menudo requiere la administración de fármacos, virus u otros agentes experimentales directamente en el cerebro de los ratones. Una inyección intracerebroventricular (ICV) permite la administración generalizada del agente experimental en todo el cerebro (particularmente en las estructuras cercanas a los ventrículos). Aquí, se describen los métodos para realizar inyecciones de ICV a mano alzada en ratones adultos. Mediante el uso de puntos de referencia visuales y táctiles en las cabezas de los ratones, las inyecciones en los ventrículos laterales se pueden realizar de forma rápida y fiable. Las inyecciones se realizan con una jeringa de vidrio sostenida en la mano del experimentador y colocada a distancias aproximadas de los puntos de referencia. Por lo tanto, esta técnica no requiere un marco estereotáxico. Además, esta técnica solo requiere una breve anestesia con isoflurano, lo que permite la evaluación posterior del comportamiento y/o la fisiología del ratón en ratones despiertos y de comportamiento libre. La inyección de ICV a mano alzada es una herramienta poderosa para la administración eficiente de agentes experimentales en el cerebro de ratones vivos y se puede combinar con otras técnicas como la toma frecuente de muestras de sangre, la manipulación de circuitos neuronales o el registro in vivo para investigar procesos neuroendocrinos.
Introducción
La administración de agentes experimentales, como fármacos1, virus2 o células3, al cerebro suele ser necesaria para la investigación neuroendocrina. Si el agente no cruza fácilmente la barrera hematoencefálica o el objetivo experimental es probar específicamente los efectos centrales del agente, es importante tener un método confiable para administrar inyecciones en el cerebro. Además, la inyección en el espacio intracerebroventricular (VCI) brinda la oportunidad de distribuir el agente ampliamente en el cerebro y proporciona una gran área diana, lo que aumenta la probabilidad de éxito de la inyec....
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Protocolo
Todos los procedimientos fueron aprobados por los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Estatal de Colorado (#3960) y de la Universidad de California en San Diego, donde se recolectaron los datos representativos (S13235, PI Kellie Breen Church). Los datos de cinco ratones hembra adulta y dos machos adultos C57/BL6 (9-16 semanas de edad) se muestran en la sección de datos representativos. Los ratones hembra fueron ovariectomizados 3-4 semanas antes de la inyección del ICV y la extracción de sangre como se describió anteriormente7. Antes de la experimentación, estos ratones fueron alojados con un ciclo de luz de 1....
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Resultados
Cuando se realiza con éxito, esta técnica permite la administración rápida de un agente experimental en el sistema ventricular. En la Figura 2A se muestra un perfil de pulso de hormona luteinizante (LH) de un ratón ovariectomizado que recibió una inyección de ICV de 3 μL de solución salina isotónica estéril, el vehículo de muchos compuestos farmacológicos. Este ejemplo demuestra que la exposición breve a la anestesia gaseosa y la inyección de 3 μL de líquido en el sistema ventricular por sí .......
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Discusión
Aquí, se describe un medio simple y efectivo para hacer inyecciones de ICV en ratones. Dado que esta técnica no requiere un marco estereotáxico, este enfoque para la administración central de fármacos y agentes experimentales es accesible para más investigadores. Además, este enfoque tiene un rendimiento relativamente alto, ya que el procedimiento de preparación e inyección se puede realizar rápidamente.
Dado que este procedimiento requiere la manipulación manual de agujas y una jeringa de vid.......
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Nos gustaría agradecer a la Dra. Kellie Breen Church, al Sr. Michael Kreisman y a la Sra. Jessica Jang por sus contribuciones a la recopilación de los datos que se muestran en los resultados representativos. Este trabajo fue apoyado por los Institutos Nacionales de Salud (NIH, por sus siglas en inglés) R00 HD104994 (R.B.M.).
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Agujas romas de calibre 18 | SAI Infusion | B18-150 | |
| Agujas de calibre 18 | BD Medical | 305195 | |
| Almohadillas de alcohol | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Almohadilla de banco | Fisher Scientific | 14-206-62AC22 | |
| Solución de betadine | Fisher Scientific | NC1696484 | |
| Buprenorfina | Patterson Vet Supply | 07-892-5235 | Sustancia controlada |
| Eyelube | Fisher Scientific | 50-218-8442 | |
| Jeringa de vidrio | Hamilton | 7634-01 | |
| inyección | Hamilton | 7803-01 | calibre 27, aguja RN de cubo pequeño, estilo de punta: 4, Longitud de la aguja: 10 cm, Ángulo: 45 |
| Isoflurano | Patterson Vet Supply | 07-893-8441 | |
| Vaporizador de isoflurano | Vet Equip | V-10 | |
| Cinta de laboratorio | VWR | 89098-128 | |
| Oxígeno de grado médico | Airgas | OX USPEA | |
| Paraformaldehído | Millipore-Sigma | 8.18715.1000 | |
| Solución salina tamponada con fosfato | Fisher Scientific | J67802. K2 | |
| PulsaR Software | Código abierto, Universidad de Otago | Ver ref 9 | |
| Regla | Fisher Scientific | 12-00-152 | |
| Tubo silástico (0.040" I.D.) | DOW | 508-005 | |
| Tubo silástico (0.078" de diámetro interior) | DOW | 508-009 | |
| Solución salina estéril | VWR | 101320-574 | |
| Sacarosa | Fisher Scientific | S5-500 |
Referencias
- Roseweir, A. K., et al. Discovery of potent kisspeptin antagonists delineate physiological mechanisms of gonadotropin regulation. Journal of Neuroscience. 29 (12), 3920-3929 (2009).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L.
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Reimpresiones y permisos
