Enfoques complementarios para interrogar el flujo de mitofagia en las células β pancreáticas

Las células β pancreáticas producen y secretan insulina para satisfacer las demandas metabólicas, y la disfunción de las células β es responsable de la hiperglucemia y la aparición de diabetes tanto en la diabetes tipo 1 como en la diabetes tipo 2. Las células β acoplan el metabolismo de la glucosa con la secreción de insulina a través de la energía mitocondrial y la producción metabólica, que dependen de una reserva de masa mitocondrial funcional ^1,2,3. Para mantener una función óptima de las células β, las células β dependen de los mecanismos de control de calidad mitocondrial para eliminar las mitocondrias envejecidas o dañadas y preservar^{la masa} mitocondrial funcional. La autofagia mitocondrial selectiva, también conocida como mitofagia, es un componente clave de la vía de control de calidad mitocondrial.

Las evaluaciones de la mitofagia en células vivas a menudo se basan en los cambios en el pH mitocondrial que ocurren durante la mitofagia. Las mitocondrias tienen un pH ligeramente alcalino, y las mitocondrias sanas normalmente residen en el citosol de pH neutro. Durante la mitofagia, las mitocondrias dañadas o disfuncionales se incorporan selectivamente a los autofagosomas y, finalmente, se eliminan dentro de los lisosomas ácidos⁵. Varios modelos de ratones reporteros de mitofagia transgénica in vivo, como mt-Keima⁶, mitoQC⁷ y CMMR⁸, así como sondas de mitofagia transfectables, como el plásmido Cox8-EGFP-mCherry⁹, utilizan este cambio de pH para proporcionar evaluaciones cuantitativas de la mitofagia. El uso de ratones transgénicos que expresan la sonda radiométrica de doble excitación sensible al pH mt-Keima se ha optimizado para las evaluaciones de mitofagia en islotes y células β mediante citometría de flujo^10,11. La relación entre las emisiones de longitud de onda mt-Keima ácidas y neutras (la relación entre la excitación ácida de 561 nm y la neutra de 480 nm) puede utilizarse para cuantificar de forma robusta la mitofagia ^6,12.

Este protocolo describe un enfoque optimizado para evaluar el flujo mitofagia en islotes primarios y células β aisladas de ratones transgénicos mt-Keima^10,11. Si bien mt-Keima es una sonda altamente sensible, requiere complicados esquemas de cría de animales o la transfección de células, lo que a menudo puede ser un desafío cuando se trabaja en combinación con otros modelos genéticos o con islotes humanos primarios. Además, el uso de múltiples láseres y detectores de fluorescencia para identificar poblaciones celulares neutras y ácidas puede limitar el uso combinatorio de otros reporteros fluorescentes.

Para superar estos desafíos, este protocolo también describe un método complementario, basado en colorantes de un solo canal fluorescente, para la detección robusta de mitofagia en células β de islotes de ratón aislados. Este enfoque, conocido como el método MtPhagy, utiliza una combinación de tres colorantes permeables a las células para seleccionar las células β, cuantificar las poblaciones celulares que se someten activamente a la mitofagia y evaluar el potencial de membrana mitocondrial (MMP o Δψm) simultáneamente.

El primero de estos colorantes es Fluozin-3-AM, un indicador de Zn²⁺ permeable a las células con un Ex/Em 494/516 nm¹³. Los islotes de ratón comprenden una población heterogénea de células funcionalmente distintas, incluidas las células α, β, δ y PP. Las células β comprenden aproximadamente el 80% de las células dentro del islote de ratón y se pueden distinguir de otros tipos de células de islotes debido a su alta concentración de Zn²⁺ dentro de los gránulos de insulina^14,15, lo que permite la identificación de las células β como la^alta población de Fluozin-3-AM. El colorante MtPhagy, un colorante sensible al pH que se inmoviliza en las mitocondrias a través de un enlace químico y emite fluorescencia débil, también se utiliza en este protocolo¹⁶. Tras la inducción de la mitofagia, las mitocondrias dañadas se incorporan al lisosoma ácido, y el colorante MtPhagy aumenta su intensidad de fluorescencia en el entorno de pH bajo (Ex/Em 561/570-700 nm).

Además, la tetrametilrodamina, éster etílico (TMRE), se utiliza para evaluar la MMP. TMRE es un colorante permeable a las células con carga positiva (Ex/Em 552/575 nm) que es secuestrado por las mitocondrias sanas debido a la carga negativa relativa sostenida por su potencial de membrana¹⁷. Las mitocondrias dañadas o poco saludables disipan su potencial de membrana, lo que resulta en una disminución de la capacidad para secuestrar TMRE. Utilizando estos colorantes juntos, las células de β que se someten a mitofagia se pueden identificar como la población^altade Fluozin MtPhagy^altaTMRE^baja a través de la citometría de flujo. Dado que la mitofagia es un proceso dinámico y no estático, este protocolo se optimizó para evaluar el flujo de mitofagia utilizando valinomicina, un ionóforo de K⁺ que induce la mitofagia después de la disipación de MMP¹⁸. La comparación de la mitofagia en presencia y ausencia de valinomicina permite evaluar el flujo de mitofagia en diferentes grupos de muestras.

La naturaleza basada en colorantes del enfoque actual permite extrapolarlo a islotes humanos y otros tipos de células difíciles de transfectar y evita la necesidad de complicados esquemas de cría de animales, a diferencia del protocolo mt-Keima. El objetivo general de este protocolo es cuantificar la mitofagia en células β a nivel de una sola célula a través de dos métodos independientes basados en citometría de flujo. En conjunto, este protocolo describe dos métodos potentes y complementarios que permiten tanto precisión como flexibilidad en el estudio cuantitativo del control de calidad mitocondrial.

Los estudios en animales presentados en este protocolo fueron revisados y aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Michigan. Para este estudio se utilizaron ratones machos C57BL/6J de veinte semanas de edad, ya sea con una dieta regular de grasas (RFD) de 15 semanas o una dieta alta en grasas (HFD).

1. Evaluación de la mitofagia a través del enfoque MtPhagy basado en colorantes (Método 1)

1. Preparación y tratamiento de los islotes de ratón
   1. Realice el cultivo de islotes y la exposición a valinomicina siguiendo los pasos que se indican a continuación.
      1. Aislar islotes de ratones con dieta regular en grasas (RFD) o en ratones con dieta alta en grasas (HFD, 60 kcal% Fat¹⁹), siguiendo los métodos descritos anteriormente ^2,10.
      2. Muestras de islotes de cultivo durante la noche a 37 °C en medio RPMI suplementado con 100 unidades/mL de antibiótico-antibiótico, 50 unidades/mL de penicilina-estreptomicina, 1 mM de piruvato de sodio, 10 mM de HEPES y 10% de suero fetal bovino (FBS) (ver Tabla de Materiales). Este medio se denominará "medio de islotes".
      3. Con una pipeta, recoja 100 islotes por afección en placas de Petri de 6 cm en 2 ml de medio de islote.
         NOTA: Condiciones utilizadas para este protocolo: (1) Control sin teñir: islotes de RFD sin teñir; (2) Control solo DAPI: islotes RFD teñidos con DAPI; (3) Control de Fluozin-3-AM solamente: islotes de RFD teñidos con Fluozin-3-AM; (4) Control de MtPhagy solamente: islotes de RFD teñidos con MtPhagy; (5) Control solo de TMRE: islotes de RFD teñidos con TMRE; (6) RFD sin tratar: islotes de RFD teñidos con MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM y DAPI; (7) Islotes de RFD expuestos a valinomicina: islotes de RFD expuestos a valinomicina y teñidos con MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM y DAPI; (8) HFD no tratada: islotes HFD teñidos con MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM y DAPI; (9) Islotes HFD expuestos a valinomicina: islotes HFD expuestos a valinomicina y teñidos con MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM y DAPI.
      4. Para las condiciones (7) y (9) (ver NOTA anterior) expuestas a valinomicina, añadir 2 μL de 250 nΜ de stock de valinomicina (ver Tabla de Materiales) a los islotes en la placa de Petri durante 3 h para inducir la mitofagia.
   2. Realice la disociación de una sola célula.
      1. Después de 3 h de exposición a la valinomicina, recoja 100 islotes de cada afección en tubos de microcentrífuga separados con una pipeta.
      2. Centrifugar los islotes a 350 x g durante 1 min a 10 °C y desechar el sobrenadante con una pipeta.
      3. Lavar las muestras 2 veces con 1 ml 1 solución salina tamponada con fosfato (PBS), con pasos de centrifugado (350 x g/1 min, 10 °C) entre cada lavado. Deseche el sobrenadante con una pipeta después de cada lavado.
      4. Para disociar los islotes en células individuales, añadir 500 μL de tripsina al 0,05% (precalentada a 37 °C) al tubo de microcentrífuga de una muestra para evitar la digestión excesiva de los islotes. Pipetear hacia arriba y hacia abajo repetidamente hasta que los islotes estén visiblemente dispersos.
      5. Agregue inmediatamente 1 ml de medio de islote precalentado para neutralizar la tripsina. Repita la tripsinización y neutralización para cada muestra, una a la vez.
      6. Centrifugar las muestras a 500 x g durante 5 min a 10 °C. Retire el sobrenadante con una pipeta, con cuidado de no alterar el gránulo.
         NOTA: El gránulo será delicado para las muestras expuestas a valinomicina.
      7. Lave las muestras 2 veces con medio RPMI, sin rojo de fenol, suplementado con 100 unidades/ml de antibiótico-antibiótico, 50 unidades/ml de penicilina-estreptomicina, 1 mM de piruvato de sodio, 10 mM de HEPES y 10% de albúmina sérica bovina (BSA). Este medio se denominará "medio de flujo de islotes". Incluye pasos de centrifugado (350 x g/1 min, 10 °C) entre cada lavado. Deseche el sobrenadante con una pipeta después de cada lavado.
   3. Tiña las células con MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM y DAPI para prepararlas para la citometría de flujo.
      1. Vuelva a suspender las muestras de islotes en 500 μL de medio de flujo de islotes.
      2. Agregue 0,25 μL de 100 μM de material de MtPhagy (consulte la Tabla de materiales) a los tubos que reciben colorante MtPhagy (condiciones 4, 6, 7, 8 y 9, NOTA al paso 1.1.1).
      3. Agregue 0,25 μL de 100 μM de material TMRE (consulte la Tabla de materiales) a los tubos que reciben colorante TMRE (condiciones 5, 6, 7, 8 y 9).
      4. Agregue 0,25 μL de 1 mM de material de Fluozin-3-AM (ver Tabla de Materiales) a los tubos que reciben colorante de Fluozin-3-AM (condiciones 3, 6, 7, 8 y 9).
      5. Tubos de vórtice a baja velocidad durante 5 s para mezclar.
      6. Envuelva los tubos de microcentrífuga en papel de aluminio para protegerlos de la luz e incube a 37 °C durante 30 min. A mitad de la incubación, los tubos de vórtice se mezclan a baja velocidad durante 5-10 s.
      7. Después de la incubación, centrifugar las muestras a 350 x g durante 1 min a 10 °C. Deseche el sobrenadante con una pipeta.
      8. Vuelva a suspender las muestras en un medio de flujo de islotes de 500 μL. Agregue 0,2 μg/mL DAPI (consulte la tabla de materiales) a las condiciones 2, 6, 7, 8 y 9.
      9. Centrifugar las muestras a 350 x g durante 1 min a 10 °C. Deseche el sobrenadante con una pipeta y vuelva a suspender en 500 μL de medio de flujo de islotes.
      10. Coloque las muestras en hielo.
2. Citometría de flujo
   1. Ponga en marcha el instrumento (consulte la Tabla de materiales).
      NOTA: Cualquier citómetro de flujo con los filtros apropiados funcionará. En este estudio se utilizaron los siguientes filtros: (1) VL1 para DAPI: Excitación/Emisión - 405 nm/440 nm (50 nm); (2) BL1 para Fluozin-3-AM: Excitación/Emisión - 488 nm/530 nm (30 nm); (3) BL2 para colorante MtPhagy: Excitación/Emisión - 488 nm/590 nm (40 nm); (4) YL1 para TMRE: Excitación/Emisión - 561 nm/585 nm (16 nm).
   2. Ajuste los voltajes para la dispersión directa (FSC) y lateral (SSC) para asegurarse de que las poblaciones celulares estén en el centro del diagrama de dispersión. Para este protocolo, los voltajes utilizados fueron de 120 V para FSC y 260 V para SSC para garantizar que las celdas caigan uniformemente dentro del FSC-A vs. Gráfico SSC-A (Figura 1A).
   3. Para excluir celdas no individuales, agregue una puerta rectangular en FSC-H vs. FSC-W seguido de SSC-H vs. SSC-W (Figura 1B,C).
   4. Ajuste los voltajes y la compensación de DAPI para filtrar las celdas β activas. Establezca las puertas de fluorescencia para cada fluoróforo utilizado en función de la muestra de RFD sin teñir (Figuras 1D-F).
      NOTA: Voltajes utilizados para cada canal: (1) VL1: 320-360 V; (2) BL1: 300-340 V; (3) BL2: 260-300 V; (4) YL1: 300-340 V.
   5. Una vez establecidas las puertas, recopile 10 000 eventos por muestra.
      NOTA: Utilizando este enfoque de compuerta, se evaluaron los niveles de mitofagia en condiciones basales y tras la inducción de valinomicina en los islotes de RFD y HFD (Figura 2).
   6. Guarde los datos como archivos FCS para su análisis.

2. Evaluación de la mitofagia utilizando el reportero mt-Keima codificado genéticamente (Método 2)

1. Preparación de islotes de ratón y disociación de una sola célula
   1. Realice el cultivo de islotes y la exposición a valinomicina siguiendo los pasos que se indican a continuación.
      1. Aislar islotes pancreáticos de ratones de tipo salvaje (WT) y mt-Keima/+ (mt-Keima)⁶. En este método, se utilizaron ratones machos WT o MT-Keima/+ alimentados con RFD de 20 semanas de edad.
      2. Muestreo de islotes de cultivo durante la noche a 37 °C en medio de islotes.
      3. Con una pipeta, recoja 100 islotes por afección en placas de Petri de 6 cm con 2 ml de medio de islote.
         NOTA: Condiciones utilizadas para este protocolo: (1) Control sin teñir: islotes WT sin teñir; (2) Control solo DAPI: islotes WT teñidos con DAPI; (3) Control de Fluozin-3-AM solamente: islotes WT teñidos con Fluozin-3-AM; (4) control solo mt-Keima: islotes mt-Keima/+ no teñidos; (5) Sin tratar: islotes mt-Keima/+ teñidos con Fluozin-3-AM y DAPI; (6) Valinomicina: islotes mt-Keima/+ expuestos a valinomicina y teñidos con Fluozin-3-AM y DAPI.
      4. Para la condición (6) con exposición a valinomicina, añadir 2 μL de stock de valinomicina de 250 nM a los islotes en la placa de Petri durante 3 h para inducir la mitofagia.
   2. Realice la disociación de una sola célula.
      1. Realice los pasos de disociación de una sola célula, como se describe en el paso 1.1.2.
   3. Tiñe las células con Fluozin-3-AM y DAPI.
      1. Vuelva a suspender las muestras de islotes en 500 μL de medio de flujo de islotes.
      2. Agregue 0,25 μL de 1 mM de material de Fluozin-3-AM a los tubos que reciben colorante de Fluozin-3-AM (condiciones 3, 5 y 6).
      3. Incubar las células a 37 °C y proceder al tratamiento con DAPI, tal como se describe en los pasos 1.1.3.5-1.3.10.
2. Citometría de flujo
   1. Inicie el instrumento. Cualquier citómetro de flujo con los filtros apropiados funcionará.
      NOTA: En este estudio se utilizaron los siguientes filtros: (1) VL1 para DAPI: Excitación/Emisión - 405 nm/440 nm (50 nm); (2) BL1 para Fluozin-3-AM: Excitación/Emisión - 488 nm/530 nm (30 nm); (3) VL3 para mt-Keima neutro: Excitación/Emisión - 405 nm/603 nm (48 nm); (4) YL2 para ácido mt-keima: Excitación/Emisión - 561 nm/620 nm (15 nm).
   2. Ajuste los voltajes FSC y SSC y excluya las celdas que no sean individuales como se describe en los pasos 1.2.2-1.2.3 (Figuras 3A-C).
   3. Ajuste los voltajes y la compensación para DAPI, Fluozin-3-AM y mt-Keima utilizando controles positivos únicos y sin tinción (condiciones 1-4) para garantizar que las poblaciones celulares positivas de fluorescencia se distingan de las células no teñidas. Una vez que se haya aplicado la compensación adecuada a cada canal, configure la puerta negativa DAPI y las puertas positivas Fluozin-3-AM para filtrar las células β activas (Figuras 3D-E).
   4. Establezca un esquema de compuerta triangular utilizando la muestra positiva mt-Keima (condición 4) para identificar poblaciones celulares ácidas y neutras (Figura 3F).
      NOTA: Voltajes típicamente utilizados para cada canal: (1) VL1: 320-340 V; (2) BL2: 260-280 V; (3) VL3: 280-300 V; (4) YL2: 280-300 V.
   5. Una vez establecidas las puertas, recopile 10 000 eventos por muestra. Los esquemas de compuerta para las condiciones 5 y 6 se ilustran en la Figura 3A-G.
   6. Guarde los datos como archivos FCS para su análisis.

Evaluación de la mitofagia a través del enfoque MtPhagy basado en colorantes
Este enfoque basado en colorantes se optimizó para analizar el flujo de mitofagia dentro de las células primarias de ratón β sin la necesidad de un reportero genético, utilizando Fluozin-3-AM, TMRE y MtPhagy, así como DAPI para excluir las células muertas. Al combinar estos colorantes con valinomicina para inducir la mitofagia, este protocolo describe un método basado en colorantes para medir selectivamente el flujo de mitofagia en células primarias de ratón β18. Para los datos mostrados con este método de MtPhagy, se analizaron tanto la mitofagia basal como la inducida por valinomicina en islotes aislados de ratones alimentados con dieta regular de grasas (RFD) o dieta alta en grasas (HFD, 60 kcal% de grasa) para evaluar el efecto del estrés metabólico en el flujo de mitofagia. Para identificar la población de interés, las células se comprimieron utilizando islotes de RFD no tratados. Los voltajes FSC y SSC se ajustaron primero para lograr una distribución uniforme de celdas en un gráfico SSC-A vs. FSC-A (Figura 1A). Para seleccionar celdas individuales, tanto FSC-H vs. FSC-W y SSC-H vs. Se utilizaron gráficos SSC-W, donde se excluyeron los multipletes debido a sus valores de señal de mayor ancho en comparación con las celdas individuales (Figura 1B, C). A continuación, se seleccionaron las células DAPI negativas para excluir las células muertas20 (Figura 1D). Después de establecer las puertas primarias, se utilizaron controles de tinción única para establecer puertas de fluorescencia para Fluozin-3-AM, MtPhagia y TMRE (Figura 1E-G), así como controles de compensación para citometría de flujo de fluorescencia multicolor.

Una vez que se establecieron estas puertas primarias y de fluorescencia, las células β con alta utilización de mitofagia se definieron como la población de FluozinaltaMtPhagyaltaTMREbaja en el cuadrante 3 (Q3) utilizando RFD sin exposición a valinomicina (Figura 1H). Utilizando esta estrategia de compuerta, se caracterizaron los niveles basales y de mitofagia inducidos por valinomicina en los islotes RFD y HFD (Figura 2). Para cuantificar el flujo mitofagino, basal vs. Los niveles de mitofagia inducidos por valinomicina se compararon utilizando la siguiente proporción:

Utilizando esta relación, se cuantificó el flujo de mitofagia y se comparó en RFD vs. HFD β células para evaluar las diferencias en la mitofagia después de la inducción de obesidad y resistencia periférica a la insulina. Cuantificación del flujo mitofagia en RFD vs. Las muestras de HFD se muestran en la Figura 2E. Este resultado pone de manifiesto la viabilidad de este ensayo para cuantificar la mitofagia en las células β utilizando un enfoque sencillo basado en colorantes. Este método también puede emplearse en islotes humanos, células difíciles de transfectar e islotes aislados de modelos genéticos complejos en los que el cruzamiento con el modelo transgénico mt-Keima sería engorroso.

Evaluación de la mitofagia mediante el reportero mt-Keima codificado genéticamente
Mt-Keima es una proteína fluorescente de doble excitación fusionada con una secuencia de localización de Cox8 que permite su orientación a la membrana mitocondrial interna. La propiedad fluorescente bimodal de mt-Keima le permite cambiar sus espectros de excitación de la longitud de onda neutra (405 nm) a ácida (561 nm), dependiendo del pH del compartimento intracelular6. Esto permite un sólido análisis de fluorescencia radiométrica de la mitofagia, donde un aumento en la proporción ácida a neutra indica la inducción de mitofagia. En este protocolo, también se utilizó Fluozin-3-AM para seleccionar las células β mediante citometría de flujo. En estos estudios representativos, el flujo mitofagia se evaluó utilizando islotes aislados de ratones alimentados con una dieta de RFD10,11. Los voltajes FSC y SSC se ajustaron primero para lograr una distribución uniforme de celdas en un SSC-A vs. Gráfico FSC-A (Figura 3A). Para seleccionar celdas individuales, tanto FSC-H vs. FSC-W y SSC-H vs. Se utilizaron gráficos SSC-W, donde se excluyeron los multipletes debido a sus valores de señal de mayor ancho en comparación con las celdas individuales (Figura 3B, C). El voltaje y la estrategia de compuerta para DAPI y Fluozin-3-AM se determinaron utilizando islotes de una sola tinción (Figura 3D, E). A continuación, se identificaron las puertas triangulares para las poblaciones ácidas y neutras utilizando la muestra mt-Keima positiva sin exposición a valinomicina (Figura 3F).

Una vez que se establecieron estas puertas primarias y de fluorescencia, se evaluó el flujo de mitofagia utilizando cambios basales e inducidos por valinomicina en la fluorescencia mt-Keima (Figura 3F, G). Para cuantificar el flujo de mitofagia, la mitofagia basal vs. Los niveles inducidos por valinomicina se compararon mediante la siguiente proporción:

Utilizando esta relación, se cuantificó el flujo de mitofagia en células RFD. La cuantificación de este resultado se muestra en la Figura 3H. Es importante destacar que estos resultados son comparables a los resultados de los islotes de RFD generados utilizando el enfoque MtPhagy (Figura 3H).

Figura 1: Esquema de compuerta para el método MtPhagy. (A) Diagrama de flujo que muestra el esquema de compuerta para seleccionar para todas las celdas. (B) Puerta para seleccionar singletes en función de FSC-H vs. FSC-W y (C) SSC-H vs. SSC-W. (D) Activación de células DAPI negativas para excluir las células muertas. (E) Activación para celdasaltas de Fluozin-3-AM para seleccionar celdas β. (F) Esquema de compuerta para el colorante MtPhagy para identificar poblacionesde células altas y bajas de MtPhagy. (G) Esquema de compuerta para TMRE para identificar poblaciones celularesaltas ybajas de TMRE. (H) Esquema de compuerta de cuadrante establecido con islotes de RFD no tratados para identificar las células bajas de Fluozinhigh, MtPhagyhigh, TMREbajo en el cuadrante 3 (Q3) como células β sometidas a mitofagia. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Evaluación de las diferencias de flujo de mitofagia en las células de ratón β después del estrés metabólico utilizando el esquema de compuerta MtPhagy. Gráficos representativos de citometría de flujo de (A) células β de RFD no tratadas, (B) células de β de HFD no tratadas, (C) células de β de RFD expuestas a valinomicina y (D) células de β de HFD expuestas a valinomicina. (E) Cuantificación del flujo de mitofagia en células β, calculada utilizando una relación entrelas células MtPhagyde altoTMRE bajo expuestas a la valinomicina y las células de MtPhagyaltoTMREbajo no expuestas a la valinomicina, tanto para muestras de RFD como de HFD. *p < 0.05 por la prueba t no apareada de Student. n = 3/grupo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Esquema de compuerta para el método mt-Keima y comparación entre ambos métodos. (A) Diagrama de flujo que muestra el esquema de compuerta para seleccionar para todas las celdas. (B) Puerta para seleccionar singletes en función de FSC-H vs. FSC-W y (C) SSC-H vs. SSC-W. (D) Activación de células DAPI negativas para excluir las células muertas. (E) Activación para celdasaltas de Fluozin-3-AM para seleccionar celdas β. (F) Gráficos representativos de citometría de flujo de células mt-Keima/+ no tratadas y (G) células mt-Keima/+ expuestas a valinomicina. (H) Cuantificación del flujo de mitofagia en células β de ratones alimentados con RFD, calculada utilizando una relación entre las células ácidas/neutras expuestas a la valinomicina y la relación entre las células ácidas/neutras no expuestas a la valinomicina utilizando el método mt-Keima y comparadas con el método MtPhagy (datos para el protocolo MtPhagy mostrados originalmente en la Figura 2E). n = 3/grupo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

SAS ha recibido subvenciones de Ono Pharmaceutical Co., Ltd. y es consultor de Novo Nordisk.