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Artículo de método

Cirugía de bypass duodenal-yeyuno en ratones diabéticos obesos inducidos por la dieta

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DOI:

10.3791/66049

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18 de octubre de 2024

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1Jinshazhou Hospital of Guangzhou University of Chinese Medicine, 2General Hospital of Southern Theatre Command, 3Department of Cardiovascular Surgery, Zhujiang Hospital of Southern Medical University, 4Zhongshan Institute for Drug Discovery, Shanghai Institute of Materia Medica, Chinese Academy of Sciences, 5School of Laboratory and Biotechnology, Southern Medical University, 6Guangzhou Hualiang Qingying Biotechnology Co. Ltd

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

La cirugía de bypass duodenal-yeyunal (DJB, por sus siglas en inglés) puede mejorar el metabolismo de la glucosa y reducir la resistencia a la insulina. Aquí, presentamos un protocolo para establecer un modelo de ratón estable y confiable de DJB.

Resumen

La prevalencia de la obesidad y la diabetes tipo 2 es un grave problema de salud mundial. La obesidad es un factor patógeno importante en la diabetes tipo 2, las enfermedades cardiovasculares y algunos tipos de cáncer. La cirugía bariátrica ofrece una opción de tratamiento eficaz y a largo plazo tanto para la obesidad como para la diabetes. La gastrectomía en manga (SG) y el bypass gástrico en Y de Roux (RYGB) son ampliamente reconocidos como las cirugías bariátricas más populares. Además, varias cirugías bariátricas exploratorias han demostrado efectos terapéuticos prometedores. El bypass duodenal-yeyunal (DJB), diseñado específicamente para diabéticos con bajo índice de masa corporal, ha mostrado resultados metabólicos beneficiosos. Sin embargo, sus beneficios metabólicos independientes del peso no se comprenden completamente debido a los modelos animales limitados. En este artículo, describimos los protocolos de atención optimizados y las técnicas quirúrgicas para realizar la cirugía DJB en ratones diabéticos obesos inducidos por la dieta (DIO). El uso de un modelo de ratón contribuye a una mejor comprensión de la naturaleza de los cambios inducidos por la cirugía de DJB, al tiempo que facilita la práctica clínica relacionada.

Introducción

La obesidad y la diabetes tipo 2 son las enfermedades crónicas más comunes en el mundo, y su prevalencia está aumentando entre los jóvenes1. La cirugía bariátrica es el tratamiento más eficaz para la obesidad y la diabetes, ya que facilita la estabilidad de la glucosa en sangre a largo plazo y mejora las complicaciones asociadas a la obesidad 2,3. Existen varios tipos de cirugía bariátrica, clasificadas por si reducen el volumen gástrico o la absorción intestinal; Estos incluyen restrictivos, malabsortivos y combinados 4,5.

El bypass duodenal-yeyunal (DJB) fue desarrollado por primera vez por Rubino y Marescaux, quienes demostraron que la diabetes tipo 2 podría aliviarse conectando el duodeno y el yeyuno en lugar de reducir el volumen gástrico 6,7. DJB preserva todo el estómago y evita todo el duodeno y el yeyuno proximal. El intestino se divide en biliopancreático, digestivo y miembros comunes 6,8. La DJB comparte algunas similitudes con las cirugías bariátricas, como el bypass gástrico en Y de Roux (RYGB), el minibypass gástrico, el bypass biliopancreático, la derivación duodenal y la gastrectomía en manga DJBplus 9. En comparación con el RYGB, el DJB no requiere una anastomosis gastrointestinal, lo que reduce el tiempo operatorio y mejora la tasa de éxito del procedimiento. El DJB es similar al RYGB en la mejora del metabolismo de la glucosa, pero no afecta al peso corporal10. Después de la cirugía de DJB, la entrega rápida de alimentos al intestino delgado distal estimula la secreción del péptido similar al glucagón-1 (GLP-1), lo que resulta en un mejor metabolismo de la glucosa11,12.

El uso de modelos animales es esencial para comprender las vías metabólicas, celulares y moleculares. Los modelos animales de cirugía bariátrica han contribuido a nuestra comprensión de los posibles mecanismos subyacentes a la obesidad y la diabetes13,14. Sin embargo, debido a las diferencias fisiológicas entre las especies, es imposible replicar perfectamente las enfermedades humanas en modelos animales15. Entre los diversos modelos animales disponibles para fines de investigación, el modelo de ratón de obesidad inducida por la dieta (DIO) es el que más se parece a la obesidad y el síndrome metabólico humanos16. Se seleccionaron ratones para la cirugía DJB con el fin de determinar la viabilidad de la cirugía y proporcionar técnicas para futuras investigaciones. Este manuscrito proporciona un resumen exhaustivo de los aspectos técnicos y experimentales de la cirugía DJB.

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Protocolo

Todos los pasos del protocolo que se describen a continuación siguen los lineamientos del Comité de Cuidado y Uso de Animales del Hospital General del Comando del Teatro Sur bajo el número de aprobación 2020112501.

1. Preparación preoperatoria general

NOTA: Se compraron treinta ratones machos C57BL/6 de 6 semanas de edad. Los ratones se alojaron en un laboratorio libre de patógenos específicos (SPF) bajo un ciclo de luz/oscuridad de 12 h; temperatura, 22 ± 2 °C; y la humedad, 55-65%. Los ratones tuvieron acceso gratuito al agua y se les alimentó con una dieta de 60% de kcal y grasas durante 6 semanas para inducir la obesidad. Se administró una inyección intraperitoneal de 40 mg/kg de estreptozotocina durante 5 días para inducir diabetes17. Entre los treinta ratones, veintidós ratones fueron examinados para determinar si la glucosa en sangre era aleatoria > 300 mg/dL y se asignaron aleatoriamente a los grupos DJB (n = 15) y cirugía simulada (n = 7). Ocho ratones fueron excluidos del experimento debido a una glucosa en sangre por debajo de la norma.

  1. Ayuna a los ratones durante 8 h antes de la cirugía. Retirar agua 2 h antes de la cirugía.
  2. Administrar solución de pentobarbital sódico al 1% (6 mL/kg) y buprenorfina (1 mg/kg) por vía intraperitoneal. Toque los dedos de los pies o la cola de los ratones con pinzas y asegúrese de que los ratones no muestren ningún espasmo o sacudida evidente. Bajo la anestesia adecuada, los ratones pueden respirar libremente sin oxígeno suplementario.
  3. Coloque los ratones en posición supina sobre una tabla estéril y bajo un microscopio estereoscópico. Aplique ungüento para los ojos en los ojos. Use una manta eléctrica para mantener a los ratones calientes durante todo el procedimiento. Use procedimientos estériles, como batas quirúrgicas, guantes estériles e instrumentos esterilizados en autoclave.
  4. En ratones de control simulados, hacer las dos incisiones respectivamente en el duodeno 1 cm por debajo del píloro y en el yeyuno 5 cm por debajo del Treitz y luego suturar las incisiones.

2. Bypass duodenal yeyunal: procedimiento quirúrgico

  1. Aplicar la pasta depilatoria desde el xifoides hasta el abdomen para eliminar el vello de esta región. Limpie la crema y asegúrese de que la piel esté limpia. Frote el área tres veces con un exfoliante alterno de soluciones de yodo y alcohol.
  2. Cubra el ratón con un paño estéril, dejando expuesta la zona operativa, y haga una incisión de 2 cm desde el xifoides hasta el abdomen.
  3. Use un retractor abdominal para exponer la cavidad abdominal. Empuje la grasa abdominal con un hisopo de algodón húmedo y mueva el hígado hacia el lado cefálico para exponer completamente el estómago y los intestinos.
  4. El estómago y el píloro están debajo del hígado, y el ligamento de Treitz está en el duodeno distal. Ligar dos veces el yeyuno, 5 cm distal al ligamento de Treitz con una sutura de seda 6-0 (Figura 1A). Cortar el yeyuno en el punto medio de las dos ligaduras y suturar el muñón yeyunal con una sutura de seda 10-0 (Figura 1B).
    NOTA: Evite retorcer los vasos sanguíneos mesentéricos.
  5. Tire de la incisión yeyunal proximal 5 cm a lo largo del intestino hasta el yeyuno para crear una anastomosis yeyunal-yeyunal. Alinee los dos intestinos horizontalmente y luego use una sutura de seda 10-0 para crear la anastomosis lateral (Figura 1C).
    NOTA: Durante la cirugía, mantenga el intestino húmedo con solución salina para reducir la pérdida de agua. Esto evitará que el intestino se enrolle y facilitará la sutura.
  6. Asegure ambos extremos del intestino y corte la incisión a la misma longitud (Figura 1D). Suturar la segunda capa de la pared intestinal posterior con una sutura continua de espesor completo.
    NOTA: La longitud de la incisión es de aproximadamente 0,5-0,6 cm y la distancia de la aguja es de ~0,5 mm.
  7. Asegure ambos extremos del intestino y suture la pared anterior del intestino. Suturar la primera capa de la pared anterior con una sutura continua simple y la segunda capa con una sutura horizontal en varo (Figura 1E-F).
    NOTA: Frote el contenido intestinal con hisopos de algodón para prevenir la infección de la cavidad abdominal.
  8. Tire de la incisión yeyunal distal en el duodeno 1 cm por debajo del píloro para crear una anastomosis duodenal-yeyuno (Figura 1G). Suérelo utilizando el mismo método que en los pasos 2.6-2.7 (Figura 1H-K).
    NOTA: Revise la sutura en la esquina anastomótica para reducir la fuga anastomótica.
  9. Lieva el intestino con las micro pinzas y corte el intestino con las micro tijeras. Ligar doblemente el duodeno con una sutura de seda 6-0, a 2 mm del extremo distal de la anastomosis duodenal-yeyunal. Cortar en el punto medio con microtijeras y suturar el muñón con una sutura de seda 10-0 (Figura 1L).
    NOTA: Los vasos gastroduodenales se ramifican perpendicularmente a la cabeza del páncreas y son adyacentes al píloro, lo que requiere una exploración cuidadosa de los vasos en la sección transversal. Se localizó la confluencia de la colédoca y el duodeno, cuidando de no dañar el páncreas ni la colédoca.
  10. Enjuague la cavidad abdominal con solución salina a 30 °C. Regrese el intestino a la cavidad abdominal. Suturar el músculo y la piel por separado con una seda 6-0. A continuación, desinfecta la piel con yodoforo.
  11. Después de la cirugía, inyecte solución salina a 30 °C (30 mL/kg) por vía subcutánea en la espalda para prevenir la deshidratación. Inyecte penicilina (10 mg/kg) por vía intramuscular para prevenir la infección.

figure-protocol-1
Figura 1: Procedimiento de bypass duodenal-yeyunal. (A) Localización del yeyuno a 5 cm distal del ligamento de Treitz. (B) Ligar dos veces el yeyuno con seda 6-0, cortado por el medio de la ligadura. (C) Anastomosis yeyunal-yeyunal. (D) Hacer una incisión de 0,5-0,6 cm, y suturar la pared posterior. (E-F) Anastomosis yeyunal completa. (G) Tire del yeyunal distal hasta el duodeno 1 cm por debajo del píloro. H) Anastomosis duodenal-yeyunal. (I) Cortar la anastomosis duodenal-yeyunal con una incisión de 0,5-0,6 cm y suturar la pared posterior con una sutura continua simple. (J-K) Anastomosis duodenal-yeyunal completa. (L) A 2 mm desde la anastomosis distal hasta la duodenal-yeyunal, ligar dos veces el duodeno con seda 6-0 y cortar por la mitad de la ligadura. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

3. Cuidados postoperatorios generales

  1. Después de la cirugía, coloque a los ratones sobre una manta eléctrica para prevenir la hipotermia. Permita que los ratones se arrastren libremente hasta que estén completamente despiertos antes de regresar a sus jaulas.
  2. El día del postoperatorio, restrinja la comida y el agua e inyecte 2 mL de suero fisiológico por vía subcutánea en el dorso de los ratones. En el primer día postoperatorio, dar 10 mL de glucosa al 10% y una bebida funcional (proporción 1:1) sin alimentos, e inyectar 1 mL de suero fisiológico por vía subcutánea.
  3. En el segundo y tercer día postoperatorio, alimentar a los ratones con una mezcla de 20 mL de glucosa al 10% y una bebida funcional. Después del cuarto día, dale a los ratones agua pura y una dieta alta en grasas. La alimentación transitoria debe realizarse de acuerdo con el estado de recuperación postoperatoria en el siguiente orden: alimento en solución, semilíquido o sólido.
  4. Analgesia postoperatoria: inyectar buprenorfina (0,1 mg/kg) cada 12 h desde el día 1 hasta el día 3, y luego una vez al día hasta el día 5.
  5. Después de la cirugía, observe las condiciones de alimentación, la actividad, las heces y la cicatrización de las heridas de los ratones.

figure-protocol-2
Figura 2: Diagrama de la cirugía de DJB. (A) Anastomosis duodenal-yeyunal. (B) Anastomosis yeyunal-yeyunal. (C) Miembro biliopancreático. (D) Miembro digestivo. e) Miembro común. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-3
Figura 3: Anatomía de la cirugía DJB. A) Anastomosis duodenal-yeyunal. (B) Anastomosis yeyunal-yeyunal. (C) Miembro biliopancreático. (D) Miembro digestivo. e) Miembro común. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

4. Evaluación postoperatoria de parámetros metabólicos

  1. Medición del peso corporal
    1. Ayune los ratones durante 8 h antes de la medición. Pesar a los ratones semanalmente el lunes antes y después de la cirugía durante 8 semanas.
  2. Medición de la ingesta de alimentos
    1. Alberga un ratón en cada jaula. Mida la cantidad de alimento sólido en cada jaula antes y después de 24 h. La diferencia entre los dos valores representa la ingesta diaria de alimentos.
  3. Medición aleatoria de glucosa en sangre
    1. A las 8:00 a.m. del lunes semanal de medición, recoja una gota de sangre de la punta de la cola del ratón y aplíquela a una tira de glucosa insertada en el glucómetro.
  4. Prueba de tolerancia oral a la glucosa
    1. Ocho semanas después de la cirugía DJB, ayunar los ratones durante 8 h antes de la prueba de tolerancia oral a la glucosa. Recoja una gota de sangre de la punta de la cola del ratón y colóquela en una tira de glucosa insertada en el glucómetro. Administrar una dosis oral de D-glucosa al 20% (2 g/kg). Mida los niveles de glucosa en sangre a los 0, 15, 30, 60, 90, 120, 150 y 180 minutos después de la sonda nasogástrica.

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Resultados

Condiciones generales
El tiempo operatorio medio del procedimiento DJB fue de 84,5 ± 2,6 min. Quince ratones se sometieron a la cirugía DJB, nueve ratones sobrevivieron. Como se muestra en la Tabla 1, la mayoría de las muertes ocurrieron durante la cirugía o en los 7 días siguientes. Las causas de muerte postoperatoria fueron sangrado (n=2) en el día postoperatorio 1, fuga anastomótica (n=1) en el día 4 postoperatorio, obstrucción anastomótica (n=2) en el día 7 postoperatorio y causa ...

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Discusión

En 1953, Varco et al.18 realizaron el primer bypass yeyuno-ileal como inicio de la cirugía bariátrica. Desde entonces, numerosos cirujanos han realizado numerosas cirugías bariátricas. Estas cirugías han resultado en la pérdida de peso y han mejorado las complicaciones metabólicas 4,19,20. Además, en 1967, Mason e Ito21 realizaron el primer bypass ...

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Divulgaciones

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Agradecimientos

Este estudio contó con el apoyo de una subvención del Proyecto de Planificación de Ciencia y Tecnología de la provincia china de Guangdong (Nº 202002020069).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Retractor abdominalFST17000-03Retractor Colibri -3 cm, rango de retractor 1,5 cm / 3 cm de largo
solución de pentobarbital de sodio al 1% Fábricareactivos químicos de Guangzhou/  Disuelto 500 mg de polvo de pentobarbital sódico en 50 ml de solución salina normal para obtener una solución de pentobarbital sódico al 1%.
Bencilpenicilina sódica para inyecciónNorth China Pharmaceutical Company Ltd.F2062121Penicilina
BuprenorfinaGuangzhou Fábrica de reactivos químicos/Analgesia
BuprenorfinaGuangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd/Analgésico
Tampón de citrato de sodio y ácido cítricoLEAGENER00522Solución tampón
Bastoncillos de algodónHaoZheng Medical60220610Hisopos de algodón
Pasta depilatoriaVeetAAPR-S222Crema depilatoria
Marca auricularZEYASUS304Ear-mark
Manta eléctricaZOSENZS-CWDRTAlmohadilla térmica Báscula
electrónicaWETTLER TOLEDO20060902-6Medir el peso
Nutrición enteral en polvoAbbott Laboratories/Nutrición en polvo
Ojo ungüentoGuangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd/Proteger los ojos
GúlcómetroRoche6993788001 Evaluar la glucosa en sangre
Prisma Graphpad versión 9.4.1Software GraphPadversión 9.4.1Software para análisis estadístico
Dieta alta en grasas (Dieta purificada para roedores alta en grasas [60FDC]Dyets11225260kcal% Dieta alta en grasas
Micro PinzasJinzhong Medical18-1140Micro pinzas
Micro portaagujasJinzhong MedicalEMT-160-ZPortaagujas
Micro TijerasJinzhong MedicalYBC010Micro tijeras
Cámara microscópicaLAPSUNE 2000Video
Tijeras oftálmicasJinzhong MedicalY00030Tijeras quirúrgicas
PentobarbitalGuangzhou Fábrica de reactivos químicos/Narcosis
Inyección de cloruro de sodioGuangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., LtdB21L0301NaCl 0.9%
Microscopio estereoscópicoZEISSStemi 305Microscopio estereoscópico binocular
EstreptozotocinaSigmaS110910-1gSTZ
Línea de suturaLINGQIAO SUTUREZS-LQPMRZ5/ 0Prolene 6/0,Prolene 10/0
Pinza de tejidoJinzhong MedicalH1701Pinzas quirúrgicas
de

Referencias

  1. Lascar, N., Brown, J., Pattison, H., Barnett, A. H., Bailey, C. J., Bellary, S. Type 2 diabetes in adolescents and young adults. Lancet Diabetes Endocrinol. 6 (1), 69-80 (2018).
  2. Song, Y., Zhao, F. Bibliometric analysis of metabolic surgery for type 2 diabetes: current status and future prospects. Updates Surg. 74 (2), 697-707 (2022).
  3. Cummings, D. E., Rubino, F. Metabolic surgery for the treatment of type 2 diabetes in obese individuals. Diabetologia. 61 (2), 257-264 (2018).
  4. Buchwald, H. The evolution of metabolic/bariatric surgery. Obes Surg. 24 (8), 1126-1135 (2014).
  5. Akalestou, E., Miras, A. D., Rutter, G. A., le Roux, C. W. Mechanisms of weight loss after obesity surgery. Endocr Rev. 43 (1), 19-34 (2022).
  6. Rubino, F., et al. The mechanism of diabetes control after gastrointestinal bypass surgery reveals a role of the proximal small intestine in the pathophysiology of type 2 diabetes. Ann Surg. 244 (5), 741-749 (2006).
  7. Rubino, F., Marescaux, J. Effect of duodenal-jejunal exclusion in a non-obese animal model of type 2 diabetes: a new perspective for an old disease. Ann Surg. 239 (1), 1-11 (2004).
  8. Akalestou, E., et al. Establishing a successful rat model of duodenal- jejunal bypass: A detailed guide. Lab Anim. 53 (4), 362-371 (2019).
  9. Yu, H. H., Hsieh, M. C., Wu, S. Y., Sy, E. D., Shan, Y. S. Effects of duodenal-jejunal bypass surgery in ameliorating nonalcoholic steatohepatitis in diet-induced obese rats. Diabetes Metab Syndr Obes. 12, 149-159 (2019).
  10. Garciacaballero, M., Navarrete, S., Favretti, F., Celik, A., Del Castillo, D. Diabetes surgery in type 2 BMI 24-29 vs IMC 30-34 diabetic patients: is there differences among restrictive, malabsorptive and gastric bypass procedures. Nutr Hosp. 28 (2), 23-30 (2013).
  11. Vidal, J., Jiménez, A. Diabetes remission following metabolic surgery: is GLP-1 the culprit. Curr Atheroscler Rep. 15 (10), 357(2013).
  12. Speck, M., Cho, Y. M., Asadi, A., Rubino, F., Kieffer, T. J. Duodenal-jejunal bypass protects GK rats from {beta}-cell loss and aggravation of hyperglycemia and increases enteroendocrine cells coexpressing GIP and GLP-1. Am J Physiol Endocrinol Metab. 300 (5), E923-E932 (2011).
  13. Ashrafian, H., et al. Metabolic surgery: an evolution through bariatric animal models. Obes Rev. 11 (12), 907-920 (2010).
  14. Rao, R. S., Rao, V., Kini, S. Animal models in bariatric surgery--a review of the surgical techniques and postsurgical physiology. Obes Surg. 20 (9), 1293-1305 (2010).
  15. Im, Y. R., et al. A systematic review of animal models of NAFLD finds high-fat, high-fructose diets most closely resemble human NAFLD. Hepatology. 74 (4), 1884-1901 (2021).
  16. Kleinert, M., et al. Animal models of obesity and diabetes mellitus. Nat Rev Endocrinol. 14 (3), 140-162 (2018).
  17. Furman, B. L. Streptozotocin-induced diabetic models in mice and rats. Curr Protoc. 1 (4), e78(2021).
  18. Buchwald, H., Varco, R. L., Moore, R. B., Schwartz, M. Z. Intestinal bypass procedures. Partial ileal bypass for hyperlipidemia and jejunoileal bypass for obesity. Curr Probl Surg. , 1-51 (1975).
  19. DeMaria, E. J. Bariatric surgery for morbid obesity. N Engl J Med. 356 (21), 2176-2183 (2007).
  20. Bolling, C. F., Armstrong, S. C., Reichard, K. W., Michalsky, M. P. Metabolic and bariatric surgery for pediatric patients with severe obesity. Pediatrics. 144 (6), e20193224(2019).
  21. Mason, E. E. Gastric bypass for morbid obesity. Surg Annu. 11, 99-126 (1979).
  22. Cheng, Y., et al. Sleeve gastrectomy with bypass of proximal small intestine provides better diabetes control than sleeve gastrectomy alone under postoperative high-fat diet. Obes Surg. 29 (1), 84-92 (2019).
  23. Rubino, F., et al. The role of the small bowel in the regulation of circulating ghrelin levels and food intake in the obese Zucker rat. Endocrinology. 146 (4), 1745-1751 (2005).
  24. Zachariah, P. J., et al. Compared to sleeve gastrectomy, duodenal-jejunal bypass with sleeve gastrectomy gives better glycemic control in T2DM patients, with a lower β-cell response and similar appetite sensations: mixed-meal study. Obes Surg. 26 (12), 2862-2872 (2016).
  25. Jiang, B., et al. Role of proximal intestinal glucose sensing and metabolism in the blood glucose control in type 2 diabetic rats after duodenal jejunal bypass surgery. Obes Surg. 32 (4), 1119-1129 (2022).
  26. Han, H. F., et al. Duodenal-jejunal bypass increases intraduodenal bile acids and upregulates duodenal SIRT1 expression in high-fat diet and streptozotocin-induced diabetic rats. World J Gastroenterol. 28 (31), 4338-4350 (2022).
  27. Yan, S., et al. Reduction of intestinal electrogenic glucose absorption after duodenojejunal bypass in a mouse model. Obes Surg. 23 (9), 1361-1369 (2013).
  28. Arble, D. M., et al. Metabolic comparison of one-anastomosis gastric bypass, single-anastomosis duodenal-switch, Roux-en-Y gastric bypass, and vertical sleeve gastrectomy in rat. Surg Obes Relat Dis. 14 (12), 1857-1867 (2018).
  29. Liang, Y., et al. Duodenal-jejunal bypass surgery reverses diabetic phenotype and reduces obesity in db/db Mice. Curr Chem Genom Transl Med. 11, 41-49 (2017).
  30. Barataud, A., et al. Absence of role of dietary protein sensing in the metabolic benefits of duodenal-jejunal bypass in the mouse. Sci Rep. 7, 44856(2017).
  31. Close-up on lab animal microsurgery. Lab Anim (NY). 35 (1), 43(2006).
  32. Couceiro, J., Castro, R., Tien, H., Ozyurekoglu, T. Step by step: microsurgical training method combining two nonliving animal models. J Vis Exp. (99), e52625(2015).
  33. Nasser, K. M., Wahba, H. A., Kamal, E., El-Makhzangy, A. M., Bahaa, N. Animal model for training and improvement of the surgical skills in endolaryngeal microsurgery. J Voice. 26 (3), 351-357 (2012).

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