Dispositivo de montaje acústico tridimensional para la fabricación en masa de esferoides celulares

Los modelos de cultivo in vitro en 3D, que proporcionan características estructurales y morfológicas más similares a las de in vivo en comparación con los modelos de cultivo 2D convencionales, han sido reconocidos como sistemas prometedores en diversas aplicaciones biomédicas, como la ingeniería de tejidos, el modelado de enfermedades y el cribado de fármacos ^1,2,3. Como un tipo de modelo de cultivo 3D, los esferoides celulares suelen referirse a la agregación celular, creando estructuras esferoidales 3D caracterizadas por interacciones mejoradas célula-célula y célula-matriz ^4,5,6. Por lo tanto, la fabricación de esferoides celulares se ha convertido en una poderosa herramienta para permitir diversos estudios biológicos.

Para obtener esferoides se han desarrollado diversas técnicas, como la gota colgante⁷, las placas no adhesivas⁸ o los dispositivos de micropocillos⁹. En principio, estos métodos suelen facilitar el ensamblaje celular mediante la utilización de fuerzas físicas como la fuerza gravitacional, al tiempo que minimizan las interacciones entre las células y el sustrato. Sin embargo, a menudo implican procesos que requieren mucha mano de obra, tienen baja productividad y plantean desafíos para controlar el tamaño del esferoide^10,11. Es importante destacar que la producción de esferoides con el tamaño y la uniformidad deseados en cantidad suficiente es de suma importancia para satisfacer aplicaciones biológicas específicas. A diferencia de los métodos mencionados anteriormente, las ondas acústicas, como un tipo de técnica impulsada por fuerzas externas 12,13,14, han mostrado potencial para la fabricación masiva de esferoides celulares con alta calidad y rendimiento, basados en el principio de mejorar la agregación celular a través de fuerzas externas 15,16,17,18 . A diferencia de las fuerzas electromagnéticas o magnéticas, las técnicas de manipulación celular basadas en la acústica no son invasivas y no contienen marcadores, lo que permite la formación de esferoides con una excelente biocompatibilidad^19,20.

Comúnmente, se han desarrollado dispositivos basados en ondas acústicas de superficie estacionaria (SAW) y ondas acústicas masivas (BAW) para generar esferoides, utilizando los nodos acústicos (AN) producidos por los campos acústicos permanentes correspondientes 21,22,23. En particular, los dispositivos de ensamblaje acústico basados en BAW, con las ventajas de una fabricación conveniente, fácil operación y excelente escalabilidad, han ganado atención para la fabricación de esferoides celulares^24,25. Recientemente hemos desarrollado un dispositivo de ensamblaje acústico fácil basado en BAWs con la capacidad de generar esferoides con alto rendimiento²⁶. El dispositivo propuesto consiste en una cámara cuadrada de polimetacrilato de metilo (PMMA) con tres transductores de titanato de circonato de plomo (PZT) dispuestos respectivamente en el plano X/Y/Z. Esta disposición permite la creación de un patrón de matriz de puntos 3D de nodos acústicos levitados (LAN) para el ensamblaje de celdas de conducción. En comparación con los dispositivos basados en BAW o SAW informados anteriormente, que solo pueden crear una matriz 1D o 2D de ANs 27,28,29, el dispositivo actual permite una matriz de puntos 3D de LAN para la rápida formación de agregados celulares dentro de la solución de gelatina de metacriloilo (GelMA). Posteriormente, los agregados celulares maduraron en esferoides con alta viabilidad dentro de los andamios fotocurados GelMA después de tres días de cultivo. Por último, se obtuvo fácilmente un gran número de esferoides de tamaño uniforme a partir de los andamios GelMA para aplicaciones posteriores.

1. Fabricación del dispositivo de montaje acústico 3D

1. Comience preparando cuatro láminas de PMMA de 1 mm de espesor mediante corte láser³⁰, y luego proceda a pegarlas para formar una cámara cuadrada con un ancho interior de 21 mm y una altura de 10 mm.
2. A continuación, coloque otra lámina de PMMA de 1 mm de grosor en el fondo de la cámara para que sirva de soporte para la biotinta.
3. Fije cuidadosamente tres transductores de titanato de circonato de plomo (PZT) (cada uno de 20 mm de largo, 10 mm de ancho, 0,7 mm de espesor y con una frecuencia de resonancia primaria de 3 MHz, consulte la Tabla de materiales) en el exterior de las tres paredes ortogonales de la cámara, respectivamente. Asegúrese de que el transductor PZT inferior esté centrado debajo de la cámara.
4. Suelde los cables a las dos áreas conductoras de cada transductor PZT.
5. Finalmente, asegure el dispositivo en una base hueca para evitar que el PZT inferior entre en contacto con otras encimeras.

2. Configuración del sistema de montaje acústico

1. Comience montando el dispositivo acústico en una platina de microscopio, lo que permite observar desde arriba el interior de la cámara.
2. Coloque un microscopio digital en el lado del dispositivo que esté libre de transductores PZT, lo que permite la observación lateral del interior de la cámara.
3. Conecte de forma independiente los cables de los tres transductores PZT en serie a tres amplificadores de potencia y tres canales de salida de los generadores de funciones (consulte la tabla de materiales).
4. Programe los ajustes en los generadores de funciones para cada transductor PZT, especificando parámetros como la forma de onda sinusoidal, la frecuencia y la amplitud.
5. Para garantizar la esterilización, llene la cámara del dispositivo acústico con alcohol al 75% durante 5 minutos, seguido de una limpieza a fondo con una solución estéril de PBS. Posteriormente, irradiar la cámara con luz UV en un banco limpio durante un mínimo de 1 h.

3. Procedimiento de cultivo y recolección celular

1. Comience cultivando células C3A, una línea celular de carcinoma hepatocelular humano, en un matraz de cultivo celular T25 utilizando el medio Eagle modificado (DMEM) de Dulbecco suplementado con un 10 % de suero fetal bovino y un 1 % de penicilina-estreptomicina (ver Tabla de materiales).
2. Cuando las células C3A alcancen aproximadamente el 80% de confluencia, realice el paso celular de la siguiente manera: en primer lugar, lave el fondo del matraz de cultivo dos veces con PBS. A continuación, añadir 2 mL de tripsina-EDTA al 0,05% al matraz de cultivo celular e incubar a 37 °C para facilitar el desprendimiento celular. Detenga el proceso de tripsinización añadiendo 2 mL de medio de cultivo completo.
3. Transfiera la solución celular a un tubo de 15 ml y centrifugue a 200 × g durante 5 minutos a temperatura ambiente para obtener un gránulo celular.

4. Preparación de la biotinta

1. Prepare una solución de GelMA al 6% (p/v) que contenga un 0,5% (p/v) de fenil-2,4,6-trimetilbenzoilfosfinato (LAP) disolviendo 0,3 g de GelMA y 0,025 g de LAP (ver Tabla de materiales) en 5 ml de solución tampón de fosfato (PBS). Deje reposar la mezcla en un baño de agua a 47 °C durante 1 h.
2. Antes de mezclar con las células, pase la solución de GelMA a través de un filtro de 0,22 μm (consulte la tabla de materiales) para su esterilización.
3. Vuelva a suspender el gránulo celular mencionado anteriormente (paso 3.3) en medio de cultivo celular. Tiñir un pequeño volumen de células con una solución de azul de tripano al 0,4 % y luego usar un hemocitómetro limpio para el recuento de células.
4. Mezclar una cantidad adecuada de células C3A, calculada en base a la densidad celular obtenida anteriormente, con la solución esterilizada de GelMA para preparar la biotinta con una densidad celular de 2 × 10⁶ células/mL.
5. Para la visualización de los esferoides celulares ensamblados, tiña previamente las células C3A incubándolas con un seguidor celular de 2 μM (colorante DiO, ver Tabla de Materiales) a 37 °C durante 20 min. Posteriormente, lavar las células marcadas con medio de cultivo celular fresco tres veces antes de su uso.

5. Montaje de los esferoides celulares utilizando el dispositivo acústico

1. Pipetear más de 1 ml de biotinta en la cámara esterilizada. Asegúrese de que la distancia cara a cara entre la superficie del líquido y el fondo de la cámara sea un múltiplo entero de la mitad de la longitud de onda acústica.
   NOTA: Se puede controlar esta distancia ajustando el volumen de biotinta añadida. La longitud de onda acústica (λ) se puede estimar utilizando la fórmula λ = c/f, donde c representa la velocidad del sonido en el medio y f es la frecuencia del transductor PZT.
2. Encienda el generador de funciones y el amplificador de potencia para iniciar el accionamiento de cada transductor PZT.
   NOTA: Se recomienda accionar individualmente cada transductor PZT primero para lograr el patrón celular óptimo de línea paralela. Esto se puede lograr realizando un barrido de frecuencia con un tamaño de paso de 0,001 MHz cerca de la frecuencia de resonancia primaria para cada transductor PZT. Después, aplique simultáneamente estas señales óptimas a los tres transductores PZT para obtener el patrón celular de puntos 3D esperado. Antes de aplicar cada señal de entrada, asegúrese de que las células se dispersen uniformemente en la biotinta agitando suavemente.
3. Reticulación de la biotinta utilizando luz azul (405 nm, 60 mW/^cm2, 30 s) para crear un andamio de hidrogel 3D que encapsula los agregados celulares ensamblados acústicamente. Luego, apague el generador de funciones y el amplificador de potencia.
4. Transfiera con cuidado el andamio de hidrogel 3D de la cámara a una placa de Petri y córtelo en trozos pequeños (por ejemplo, 2 mm × 2 mm × 2 mm) con una navaja limpia.
5. Agregue medio de cultivo celular para el cultivo.
   NOTA: Recuerde cambiar el medio de cultivo todos los días.

6. Recuperación de esferoides celulares

1. Comience observando la formación de esferoides en diferentes capas de los andamios utilizando un microscopio invertido.
2. Después de 3 días de cultivo, retire el medio de cultivo y lave bien los andamios de hidrogel dos veces con PBS.
3. Incubar los andamios con más de 2 ml de tampón de lisis GelMA en una dilución de 1:200 con medio de cultivo celular durante 30 min en una incubadora celular. Este paso tiene como objetivo disolver los andamios de hidrogel.
4. Transfiera la solución del paso anterior a un tubo y luego centrifugue a 200 × g durante 5 min a temperatura ambiente para obtener el gránulo de esferoide celular.
5. Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender el gránulo en un medio de cultivo fresco para aplicaciones posteriores.

7. Análisis de viabilidad de esferoides

1. Evaluar la viabilidad de los esferoides celulares dentro de los andamios de hidrogel o en los esferoides recuperados utilizando un kit de tinción vivo/muerto (ver Tabla de materiales).
2. Incubar las muestras en diferentes puntos de tiempo de cultivo con 1 ml de solución de PBS que contenga 1 μl de Calceína-AM y 2 μl de yoduro de propidio (PI) durante 15 min a 37 °C.
3. Para las muestras dentro de los andamios de hidrogel, lávelas directamente con PBS dos veces. En el caso de los esferoides recuperados, centrifugar a 200 × g durante 5 min a temperatura ambiente para obtener un gránulo de esferoide y lavarlo dos veces antes de la observación.
4. Observe las muestras con un microscopio de fluorescencia y capture las imágenes de fluorescencia.
5. Calcule la relación entre el área teñida con Calceína-AM y el área total teñida con Calceína-AM y PI utilizando ImageJ para determinar la viabilidad del esferoide.

En este estudio se diseñó un dispositivo de ensamblaje acústico en 3D para la fabricación masiva de esferoides celulares. El dispositivo acústico consistía en una cámara cuadrada con dos transductores PZT conectados al plano X y al plano Y en la superficie exterior de la cámara y un transductor PZT en la parte inferior de la cámara (Figura 1A, B). Se conectaron tres canales de salida de dos generadores de funciones a tres amplificadores de potencia para generar tres señales sinusoidales independientes para accionar los transductores PZT (Figura 1C).

Las frecuencias de resonancia óptimas utilizadas para accionar los tres transductores PZT conectados a los planos X/Y/Z de la cámara fueron 3,209 MHz, 3,283 MHz y 3,215 MHz, respectivamente. La amplitud óptima para los tres transductores PZT fue de 10 voltajes de salida pico a pico (Vpp), medidos por un osciloscopio. La Figura 2A ilustra el mecanismo de trabajo de los agregados celulares generados utilizando el dispositivo de ensamblaje acústico 3D. Cuando se aplica la señal, las células son conducidas a los nodos acústicos bajo la influencia de la fuerza de radiación acústica (ARF). Para visualizar los esferoides celulares, las células se tiñeron previamente con 2 μM DiO (fluorescencia verde). Después del ensamblaje acústico de las células, se utilizó un microscopio confocal para observar los agregados celulares ensamblados acústicamente en 3D. Se observó que estos agregados celulares estaban dispuestos en un patrón regular de matriz de puntos 3D con señales fluorescentes verdes uniformes (Figura 2B). Las diferentes vistas superiores de las imágenes de campo claro también demostraron que los agregados formados en cada capa estaban dispuestos en un patrón de matriz de puntos 2D (Figura 2C).

Se observó el crecimiento de agregados celulares dentro del hidrogel en diferentes puntos temporales. Los resultados mostraron que los agregados ensamblados se integraron gradualmente y formaron esferoides apretados en el día 3, acompañados de un aumento en el diámetro del esferoide (Figura 3A, B). Se realizó una tinción viva/muerta para evaluar la viabilidad de los esferoides celulares. Se logró una buena viabilidad celular (>90%) antes del día 3, mientras que la viabilidad disminuyó ligeramente después de una semana de cultivo (Figura 3C,D).

Para la recuperación de esferoides, se utilizó un tampón de lisis GelMA para disociar los andamios de hidrogel, liberando los esferoides celulares encapsulados (Figura 4A). En consecuencia, después de tres días de cultivo, los pequeños trozos de andamios de hidrogel se trataron con tampón de lisis GelMA a 37 °C durante 30 min. Los esferoides liberados mantuvieron una buena morfología esférica con una distribución de tamaño estrecha, junto con la expresión de albúmina y viabilidad deseable (Figura 4B-D).

Figura 1: Dispositivo de montaje acústico 3D. (A) Diagrama esquemático que muestra la vista superior del dispositivo de montaje acústico 3D, que consiste en una cámara de PMMA unida con tres transductores PZT. (B) Fotografía que muestre el dispositivo de ensamblaje acústico 3D real. (C) Fotografía que muestra el dispositivo de montaje acústico 3D conectado con dos generadores de funciones y tres amplificadores de potencia. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Agregados celulares ensamblados acústicamente. (A) Esquema que ilustra el mecanismo de funcionamiento de los agregados celulares generados por el dispositivo de ensamblaje acústico 3D, donde las celdas son impulsadas a los nodos acústicos por la fuerza de radiación acústica. (B) Imágenes confocales que muestran los agregados celulares ensamblados acústicamente en 3D desde diferentes perspectivas. (C) Imágenes de campo claro que muestran los agregados celulares formados en varias capas dentro del andamio de hidrogel. La barra de escala representa 250 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Crecimiento de agregados celulares en esferoides dentro del andamio GelMA. (A) Imágenes de campo claro que muestran la formación de esferoides celulares compactos después de un período de cultivo de 3 días. (B) Cuantificación de tamaños de esferoides. (C) Tinción viva/muerta de esferoides dentro del andamio de hidrogel después de una semana de cultivo. (D) Cuantificación de la viabilidad de los esferoides celulares. La barra de escala representa 250 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Recuperación de esferoides celulares fabricados acústicamente. (A) Ilustración que describe los pasos para recuperar esferoides celulares fabricados acústicamente. (B) Imágenes de campo claro que muestran los esferoides recuperados a diferentes aumentos. La barra de escala representa 250 μm. (C) Análisis de viabilidad y funcionalidad de los esferoides recuperados. La barra de escala representa 100 μm. (D) Distribución del tamaño de los esferoides después de la recuperación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Los autores no tienen nada que revelar.