Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Inmunoensayo portátil en papel combinado con una aplicación para teléfonos inteligentes para la detección colorimétrica y cuantitativa del antígeno NS1 del dengue

2.7K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/66130

⸱

26 de enero de 2024

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacy, Faculty of Mathematics and Natural Sciences, Universitas Islam Indonesia, 2School of Bioresources and Technology, King Mongkut's University of Technology Thonburi, 3Department of Otolaryngology, Phramongkutklao Hospital and College of Medicine, 4Sensor Technology Laboratory, Pilot Plant Development and Training Institute, King Mongkut's University of Technology Thonburi, 5Biosciences and Systems Biology Research Team, National Center for Genetic Engineering and Biotechnology, National Sciences and Technology Development Agency at King Mongkut's University of Technology Thonburi

En este artículo

Resumen

Para abordar las necesidades urgentes de diagnóstico del dengue, aquí presentamos un dispositivo analítico en papel basado en el dengue NS1 integrado en la aplicación para teléfonos inteligentes (DEN-NS1-PAD) para cuantificar la concentración del antígeno NS1 del dengue en muestras clínicas de suero/sangre. Esta innovación mejora el manejo del dengue al ayudar a la toma de decisiones clínicas en diversos entornos de atención médica, incluso en los de recursos limitados.

Resumen

La infección por el virus del dengue (DENV), que es transmitida por los mosquitos Aedes , es un importante problema de salud pública en los países tropicales y subtropicales. Con una incidencia anual de aproximadamente 10 millones de casos y entre 20.000 y 25.000 muertes, especialmente entre los niños, existe una necesidad urgente de herramientas prácticas de diagnóstico. La presencia de la proteína no estructural 1 (NS1) del dengue durante la infección temprana se ha relacionado con la liberación de citocinas, la fuga vascular y la disfunción endotelial, lo que la convierte en un marcador potencial de dengue grave.

Los inmunoensayos basados en papel, como los ensayos de flujo lateral (LFA) y los dispositivos analíticos microfluídicos basados en papel (PAD), han ganado popularidad como pruebas diagnósticas debido a su simplicidad, rapidez, bajo costo, especificidad y facilidad de interpretación. Sin embargo, los inmunoensayos convencionales en papel para la detección del dengue NS1 suelen basarse en la inspección visual, lo que solo arroja resultados cualitativos. Para abordar esta limitación y mejorar la sensibilidad, propusimos un ensayo de detección de dengue NS1 altamente portátil en un dispositivo analítico basado en papel (PAD), a saber, DEN-NS1-PAD, que integra una aplicación de teléfono inteligente como lector colorimétrico y cuantitativo. El sistema de desarrollo permite la cuantificación directa de las concentraciones de NS1 en muestras clínicas.

Se utilizaron muestras de suero y sangre obtenidas de los pacientes para demostrar el rendimiento del prototipo del sistema. Los resultados se obtuvieron de inmediato y pueden emplearse para la evaluación clínica, tanto en centros de salud bien equipados como en entornos de recursos limitados. Esta innovadora combinación de un inmunoensayo en papel con una aplicación para teléfonos inteligentes ofrece un enfoque prometedor para mejorar la detección y cuantificación del antígeno NS1 del dengue. Al aumentar la sensibilidad más allá de las capacidades del ojo humano, este sistema tiene un gran potencial para mejorar la toma de decisiones clínicas en el manejo del dengue, particularmente en áreas remotas o desatendidas.

Introducción

La infección por el virus del dengue (DENV) es la enfermedad transmitida por mosquitos que se propagamás rápidamente 1, y más de 390 millones de personas están infectadas con 96 millones de infecciones sintomáticas, 2 millones de casos de enfermedad grave y más de 25.000 muertes al año ocurren en el mundo 1,2. Según la Organización Mundial de la Salud (OMS), se estima que 3.900 millones de personas están en riesgo de contraer dengue; ~70% vive en países de Asia Pacífico y principalmente en el sudeste asiático3. En 2019, el número de casos de dengue notificados a la OMS fue de 4,2 millones, y Tailandia aportó al menos 136.000 casos de dengue y 144 casos de muerte por infección por dengue4. El brote de dengue en Tailandia se produce durante la temporada de lluvias, de abril a diciembre, tanto en zonas urbanas como rurales, especialmente en la zona nororiental.

Las infecciones por DENV tienen diferentes manifestaciones clínicas que van desde síntomas subclínicos, dengue leve (DF) hasta dengue hemorrágico grave (DH). La característica principal de la afección grave de DH es el aumento de la permeabilidad vascular seguido de shock y disfunción orgánica1. Comprender la vía molecular que puede causar la fuga vascular es muy importante para desarrollar tratamientos eficaces contra el dengue. La proteína no estructural 1 (NS1) del dengue es una glicoproteína secretada durante la infección temprana por virus 5,6 y funciona como un cofactor para la replicación del ARN viral7. NS1 puede desencadenar la liberación de citocinas y contribuir a la fuga vascular al unirse al receptor tipo toll 4 (TLR4) y al glicocálix endotelial 8,9. La investigación in vitro ha demostrado que NS1 interactúa con las células endoteliales e induce la apoptosis. Esta condición puede contribuir a la disfunción endotelial y a la fuga vascular10. Los niveles de antígeno NS1, correlacionados con los niveles séricos de interleucina (IL)-10, aumentaron significativamente en pacientes con enfermedad clínica grave11. El dengue NS1 también contribuye a la patogénesis de la enfermedad mediante la inducción de IL-10 y la supresión de las respuestas de las células T específicas del DENV12,13. Además, la proteína NS1 del dengue se relacionó con la enfermedad clínica grave, y la concentración de NS1 > 600 ng mL-1 en los primeros 3 días de la enfermedad se asoció con el desarrollo de DH14.

La persistencia del antígeno NS1 del dengue en pacientes con DH podría ser utilizada como marcador de dengue grave6. Existen varios métodos para detectar NS1 en muestras clínicas, como el ensayo de inmunoadsorción enzimática (ELISA) y la prueba rápida15. El estándar de oro para medir la concentración de proteínas NS1 en un entorno clínico es el método ELISA. Sin embargo, el método ELISA es costoso y requiere personal calificado e instalaciones de laboratorio16. Por lo tanto, el desarrollo de tecnología para detectar y cuantificar las proteínas NS1 en la prueba en el punto de atención (POCT) aún está en curso. En la última década, los inmunoensayos basados en papel, como los ensayos de flujo lateral (LFA) y los dispositivos analíticos microfluídicos basados en papel (μPAD), se han vuelto populares como pruebas diagnósticas debido a su simplicidad, rapidez, bajo costo y especificidad 17,18,19. En un inmunoensayo basado en papel, se han utilizado varias etiquetas para generar señales, como nanopartículas de oro (AuNPs)20, nanopartículas magnéticas21,22, puntos cuánticos23 y materiales de fluorescencia24,25. Las AuNP son las etiquetas más comunes utilizadas en los inmunoensayos en papel debido a su bajo costo de producción, facilidad de fabricación, estabilidad y lectura simple. En la actualidad, los ensayos de flujo lateral (LFA) para el dengue NS1 se utilizan de forma conocida en el ámbito clínico26,27. Sin embargo, la detección convencional de etiquetas LFA suele utilizarse a simple vista y solo proporciona resultados cualitativos.

En la última década, más de 5 mil millones de teléfonos inteligentes se han utilizado ampliamente en todo el mundo, y existe potencial para desarrollar la detección portátil28,29. Los teléfonos inteligentes tienen capacidades multifuncionales, como sensores físicos incorporados, procesadores multinúcleo, cámaras digitales, puertos USB, puertos de audio, software inalámbrico y de aplicaciones, lo que los hace adecuados para su uso en diversas plataformas de biosensores30. Además, las tecnologías inalámbricas permiten el envío rápido de datos y pueden utilizarse para la vigilancia in situ y en tiempo real31. Mudanyali et al. combinaron el inmunoensayo en papel y los teléfonos inteligentes para desarrollar una plataforma POCT portátil, sin equipos, rápida, de bajo costo y fácil de usar para la malaria, la tuberculosis y el VIH32. Ling et al. informaron de un ensayo de flujo lateral combinado con la cámara de un teléfono inteligente para detectar cuantitativamente la actividad de la fosfatasa alcalina en la leche33. Hou et al. también desarrollaron un sistema de imágenes de doble modalidad basado en teléfonos inteligentes para señales cuantitativas de color o fluorescencia en el ensayo de flujo lateral34. Además, el uso del teléfono inteligente como lector colorimétrico y cuantitativo puede mejorar la sensibilidad, mientras que a simple vista no se puede informar con seguridad de la presencia del objetivo35.

El DEN-NS1-PAD 36,37,38 (en adelante, el dispositivo) representa un gran avance en el diagnóstico del dengue y ofrece una solución portátil y eficiente. Utilizando tecnología basada en papel microfluídico impreso en cera, este dispositivo cuantifica NS1 con alta sensibilidad y especificidad a través del procesamiento de imágenes. Para mejorar aún más su utilidad, hemos desarrollado una aplicación para teléfonos inteligentes fácil de usar para la lectura colorimétrica y cuantitativa. La validación clínica utilizando muestras de pacientes de hospitales tailandeses subraya su impacto inmediato en la evaluación de pacientes en tiempo real. Nuestra innovación marca un avance fundamental en el manejo optimizado del dengue en el punto de atención, y promete revolucionar el diagnóstico en entornos de atención médica con recursos limitados.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

El Comité de Ética de la Junta de Revisión Institucional, Departamento Médico del Real Ejército Tailandés, Hospital Phramongkutklao, Bangkok, Tailandia (IRBRTA 1218/2562) otorgó la aprobación. Al llevar a cabo este estudio, cumplimos con todas las normas éticas necesarias.

1. Fabricación del dispositivo del inmunoensayo en papel

NOTA: El dispositivo de inmunoensayo basado en papel se fabricó siguiendo los métodos previamente establecidos36,37 y la solicitud de patente tailandesa n.º 19010081638.

  1. Diseño y dibujo de patrones: Diseñe el dispositivo analítico de papel (Figura 1A, B) con 18 patrones de cera PAD en una computadora.
    NOTA: El diseño es específico y está pensado para papel de tamaño A5. El número de PADs está relacionado con el tamaño del papel, según lo requiera el usuario.
  2. Imprima el patrón diseñado en el papel de celulosa utilizando una impresora de cera (Tabla de materiales).
  3. Derretir el papel impreso en cera en un horno de laboratorio durante 75 s a 150 °C. Posteriormente, guárdelo en una caja de sílice hasta que lo necesite para los pasos posteriores.
  4. Aplique 0,5 μL de poli-L-lisina (PLL) al 0,025% tanto en la zona de prueba como en la de control. Incubar a temperatura ambiente (RT) durante 2 min en una caja de sílice y luego calentar en el horno a 65 °C durante 5 min.
  5. Aplicar 0,5 μL de 1 μg μL-1 de anticuerpo IgG anti-ratón de cabra en el área de control y 0,5 μL de 1 μg μL-1 del anticuerpo de captura en el área de prueba. Deje que las gotas se sequen en una caja de gel de sílice a temperatura media durante 30 minutos.
  6. Aplique 2 μL del tampón de bloqueo en el área de la muestra, 3 μL en el área conjugada y 2 μL en el área de detección. Deje que las gotas se sequen en RT en una caja de gel de sílice durante 30 min.
  7. Aplique 2 μL de solución de complejo de nanopartículas-anticuerpos de oro (AuNPs-Ab) en el área conjugada y déjela secar en una caja de gel de sílice a RT durante 30 min.

2. Montaje del inmunoensayo en papel

  1. Retire con cuidado la película protectora en el reverso de la tarjeta adhesiva de plástico para exponer el adhesivo.
  2. Alinee el papel de celulosa tratado con la tarjeta adhesiva de plástico y presione firmemente las dos capas.
    NOTA: Evite tocar el campo hidrófilo para minimizar el riesgo de contaminación o daño al dispositivo.
  3. Aplica una película de plástico para cubrir el papel y presiónalos.
  4. Corte la pieza deseada de dispositivos con unas tijeras de hojas de dispositivos completamente ensamblados.
  5. Los DEN-NS1-PAD (Figura 1C) ya están listos para su uso. Para una estabilidad a largo plazo, guárdelos a 4 °C.

3. Preparación del conjugado AuNPs-Ab

NOTA: El AuNPs-Ab se preparó como se describió anteriormente por Prabowo et al.36.

  1. Combine 10 μL de 1 mg mL−1 de anticuerpo anti-NS1 en PBS, 1 mL de coloide de AuNPs de 40 nm y 0,1 mL de tampón borato 0,1 M (pH 8,5).
  2. Gire la mezcla a 50 rpm durante 60 min e incube a RT.
  3. Aplique 0,1 mL de 10 mg mL−1 BSA en BBS, gire a 50 rpm e incube a RT durante 15 min.
  4. Centrifugar la solución a 20,187 × g y 4 °C durante 30 min.
  5. Pipetear y separar cuidadosamente el sobrenadante del AuNPs-Ab precipitado.
  6. Resuspender el AuNPs-Ab en 500 μL de BBS y dispersarlo mediante sonicación.
  7. Repetir la centrifugación a 20.187 × g y 4 °C durante 30 min.
    NOTA: Repita los procesos de dispersión y centrifugación 3 veces.
  8. Agregue 50 μL del tampón conjugado a la suspensión, preparándola para su aplicación en el área conjugada.

4. Desarrollo de aplicaciones móviles

  1. Desarrollo de procesamiento de imágenes y aprendizaje automático
    1. Reúna un conjunto de datos para un modelo de imagen supervisado mediante la recopilación de más de 900 imágenes de enfoque automático de DEN-NS1-PAD, capturando diversas condiciones, como diferentes concentraciones, marcas de cámara (12-13 megapíxeles), rotaciones (90° y 180°) y ajustes de iluminación. Apunta a 30 imágenes bajo cada condición específica.
    2. Etiquete la verdad fundamental identificando y anotando dos regiones de interés como áreas de prueba y control dentro de las imágenes recopiladas para el aprendizaje supervisado.
    3. Diseñe un algoritmo para identificar la franja de fondo. Localice la línea central entre las regiones de prueba y de control, calcule su punto medio y establezca una región cuadrada proporcional al tamaño medio de las dos regiones principales manteniendo la misma orientación de rotación.
    4. Cree un modelo de segmentación de imágenes utilizando el conjunto de datos y las etiquetas de realidad del terreno de los pasos 4.1.1 y 4.1.2 para entrenar un modelo de segmentación de imágenes para identificar las regiones de interés.
  2. Algoritmo de aplicación
    1. Aplique el modelo de segmentación de imágenes entrenado a nuevas imágenes para localizar automáticamente las regiones de prueba, control y fondo.
    2. Utilice técnicas básicas de procesamiento de imágenes para obtener un único valor de intensidad para cada una de las tres regiones de interés (prueba, control y fondo).
    3. Transforme la imagen en una representación de matriz 3D (canal y, x) para acceder a los valores de píxel.
    4. Convierta la imagen a escala de grises promediando los valores RGB y aplique la inversión con la fórmula (255-x).
    5. Normalice los valores del área de prueba y control restando el valor del área de fondo.
    6. Utilice la curva de calibración preestablecida para calcular la concentración de NS1.
    7. Clasifique los resultados como positivos o negativos en función de un valor de corte de 0,1103 derivado de las intensidades normalizadas de la escala de grises37.

5. Curva de calibración y sensibilidades

  1. Preparar la muestra de NS1 en suero humano para su calibración con concentraciones de 0, 0,1, 0,2, 0,4, 0,6, 0,8 y 1,0 μg mL-1.
  2. Deje caer 50 μL de cada concentración en el área de la muestra y realice las mediciones por triplicado.
  3. Deje que las muestras penetren completamente en el dispositivo, lo que puede tardar entre 20 y 30 minutos en obtener resultados.
  4. Capture imágenes del dispositivo con una cámara digital o un teléfono inteligente después de 5 minutos de incubación.
  5. Analice las áreas de prueba y control utilizando ImageJ y una aplicación móvil personalizada.
  6. Construya la curva de calibración a partir de los datos de ImageJ y la aplicación móvil.
  7. Calcule el límite de blanco (LOB), el límite de detección (LOD) y el límite de cuantificación (LOQ) utilizando las ecuaciones (1-3) siguientes:
    LOB = Media de los datos en blanco + 1:645* ð (desviación estándar de los datos en blanco) (1)
    LOD = LOB +1:645*ð (desviación estándar de los datos de concentración más bajos) (2)
    LOQ = Media de los datos en blanco + 10*ð (desviación estándar de los datos en blanco) (3)

6. Realización de un inmunoensayo en papel con muestras clínicas

  1. Recolectar y procesar 300 μL de sangre periférica de 30 pacientes el primer día de hospitalización en tubos de EDTA de tapa morada, siguiendo las buenas prácticas clínicas.
  2. Centrifugar la sangre a 2.884 × g y 4 °C durante 20 min.
  3. Transfiera el componente líquido (plasma) a un tubo de polipropileno limpio con una pipeta.
  4. Almacene el plasma en el congelador inmediatamente a -20 °C para su posterior análisis.
  5. Aplique 20 μL de plasma en el área de la muestra en la parte superior del dispositivo. A continuación, añadir 30 μL de tampón de lavado (0,05% v/v Tween 20 en solución salina tamponada con fosfato 1x).
  6. Deje que la muestra penetre completamente en el dispositivo, lo que puede tardar entre 20 y 30 minutos en obtener los resultados.
  7. Capture imágenes del dispositivo con una cámara digital o un teléfono inteligente después de 5 minutos de incubación a temperatura ambiente.
  8. Analice las áreas de prueba y control utilizando ImageJ y una aplicación móvil personalizada.

7. Cuantificación con aplicación móvil

NOTA: La intensidad del inmunoensayo en papel se analiza en la aplicación móvil (Figura 2).

  1. Abra la aplicación móvil desarrollada en el teléfono inteligente.
  2. Seleccione Usar cámara o Cargar desde la galería para elegir o cargar la fuente de datos. Hazlo a través de la captura de la cámara o seleccionando una imagen de la galería del dispositivo.
  3. Vaya a la sección analítica y toque el botón Analizar en la pantalla.
  4. Espere a que la aplicación analice los datos y muestre los resultados.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

La selección de un método de fabricación es fundamental para garantizar un rendimiento de ensayo reproducible en dispositivos de inmunoensayo basados en papel. En nuestro estudio, exploramos varios procesos de fabricación y materiales en el contexto de la demostración de un inmunoensayo basado en papel. El método elegido utiliza un sistema de impresión de cera para crear barreras hidrofóbicas dentro de los dispositivos microfluídicos basados en papel. Este enfoque se destaca por su simplicidad, velocidad y resultados con...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

Uno de los parámetros de diseño importantes para un sistema de lectura basado en teléfonos inteligentes es la capacidad de proporcionar un procesamiento de imágenes reproducible de muestras. En este estudio, por simplicidad y conveniencia, las imágenes se capturaron desde tres marcas diferentes de teléfonos inteligentes con cámaras de 12-13 MP sin usar una caja de imágenes o accesorios. Las condiciones variables de captura de imágenes, como la resolución de la cámara, el tiempo de captura de imágenes, las condiciones de ...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Agradecimientos

M.H.P. agradece el fondo de investigación de becas de la Universitas Islam Indonesia (UII). Los autores expresan su gratitud al Sr. Nutchanon Ninyawee por su valiosa experiencia y asistencia a lo largo del desarrollo de la aplicación móvil y sus contribuciones al manuscrito. Además, los autores agradecen el apoyo financiero brindado por Thailand Science Research and Innovation (TSRI), Fondo de Investigación Básica: Año fiscal 2023 (proyecto no. FRB660073/0164) en el marco del Programa de Atención Sanitaria Inteligente de la Universidad Tecnológica Rey Mongkut de Thonburi.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0,1 M solución salina tamponada con fosfato (PBS, pH 7,2) 
BBS que contiene 0,1% Tween 20, 10% sacarosa y 1% caseína   el tratamiento de área conjugada y el tampón de bloqueo
salina tamponada con borato (BBS) (25 mM de borato de sodio y 150 mM de cloruro de sodio a pH 8,2) suplementado con 1% de BSA el tampón de lavado durante el proceso de conjugación AuNPs con el anticuerpo
Ácido bóricoMerck10043-35-3
Albúmina sérica bovina fracción V (BSA)   PAA Lab GmbH (Alemania)K41-001 
CaseínaMerck9005-46-3
Papel de cromatografía Grado 2 GE Healthcare3002-911 
Película laminada transparente3M (Papelerías)
Fosfato de hidrógeno disódicoMerck7558-79-4
Doble cinta lateralPapelerías
Cabra anti-ratón Anticuerpo IgG MyBiosource (EE. UU.)MBS435013
Nanopartículas de oro (40 nm)   Serve Science Co., Ltd. (Tailandia)
Anticuerpo policlonal IgG humano   MerckAG711-M
Anticuerpo monoclonal NS1 contra el dengue en ratones MyBiosource (EE. UU.)MBS834415
Anticuerpo monoclonal NS1 contra el dengue en ratones MyBiosource (EE. UU.)MBS834236
Antígenos NS1 del serotipo 2MyBiosource (EE. UU.)MBS 568697
PBS 1X que contiene 0,1% Tween 20 se utilizó comotampón de elución
Tarjeta de respaldo de plástico 10x30 cmPacific Biotech Co., Ltd. (Tailandia)
Poli-L-lisina (PLL)Sigma AldrichP4832
Cloruro de potasioMerck104936
Monofosfato de potasioMerck104877
Cloruro de sodioMerck7647-14-5
Tetraborato de sodio Sigma Aldrich1303-96-4
SacarosaMerck57-50-1
Tween 20Sigma Aldrich9005-64-5
Instruments
CytationTM 5 lector multimodoBioTek
Teléfonos móvilesHuawei Y7, iPhone 11, Samsung a20
Escáner de fotosEpson Perfection V30
OvenMemmert
Wax printer Xerox ColorQube 8880-PS
Software
Could AutoML Vision Documentación de detección de objetosGoogle Cloud
ImageJInstituto Nacional de Salud, Bethesda, MD, EE. UU
Software
solución . Inkscape 0.91

Referencias

  1. Cattarino, L., Rodriguez-Barraquer, I., Imai, N., Cummings, D. A. T., Ferguson, N. M. Mapping global variation in dengue transmission intensity. Science Translational Medicine. 12 (528), 1-11 (2020).
  2. World Health Organization (WHO). Treatment, prevention and control global strategy for dengue prevention and control. , WHO, Geneva. 1-34 (2012).
  3. WHO Dengue and severe dengue. , https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/dengue-and-severe-dengue (2020).
  4. Department of Disease Control Ministry of Health Thailand. Weekly Disease Forecast Dengue. , (2020).
  5. Malavige, G. N., Ogg, G. S. Pathogenesis of vascular leak in dengue virus infection. Immunology. 151 (3), 261-269 (2017).
  6. Paranavitane, S. A., et al. Dengue NS1 antigen as a marker of severe clinical disease. BMC Infectious Diseases. 14 (1), 570(2014).
  7. Muller, D. A., Young, P. R. The flavivirus NS1 protein: Molecular and structural biology, immunology, role in pathogenesis and application as a diagnostic biomarker. Antiviral Research. 98 (2), 192-208 (2013).
  8. Modhiran, N., et al. Dengue virus NS1 protein activates cells via Toll-like receptor 4 and disrupts endothelial cell monolayer integrity. Science Translational Medicine. 7 (304), 304ra102(2015).
  9. Glasner, D. R., et al. Dengue virus NS1 cytokine-independent vascular leak is dependent on endothelial glycocalyx components. PLOS Pathogens. 13 (11), e1006673(2017).
  10. Lin, C. -F., et al. Antibodies from dengue patient sera cross-react with endothelial cells and induce damage. Journal of Medical Virology. 69 (1), 82-90 (2003).
  11. Adikari, T. N., et al. Dengue NS1 antigen contributes to disease severity by inducing interleukin (IL)-10 by monocytes. Clinical and Experimental Immunology. 184 (1), 90-100 (2016).
  12. Malavige, G. N., et al. Suppression of virus specific immune responses by IL-10 in acute dengue infection. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (9), e2409(2013).
  13. Malavige, G. N., et al. Serum IL-10 as a marker of severe dengue infection. BMC Infectious Diseases. 13 (1), 341(2013).
  14. Libraty, D. H., et al. High circulating levels of the dengue virus nonstructural protein NS1 early in dengue illness correlate with the development of dengue hemorrhagic fever. The Journal of Infectious Diseases. 186 (8), 1165-1168 (2002).
  15. World Health Organization (WHO) and the Special Programme for Research and Tropical Diseases (TDR). Dengue: guidelines for diagnosis, treatment, prevention and control -- New edition. , https://www.who.int/publications-detail-redirect/9789241547871 (2009).
  16. Axelrod, T., Eltzov, E., Marks, R. S. Capture-layer lateral flow immunoassay: a new platform validated in the detection and quantification of dengue NS1. ACS Omega. 5 (18), 10433-10440 (2020).
  17. Kim, S. -W., Cho, I. -H., Lim, G. -S., Park, G. -N., Paek, S. -H. Biochemical-immunological hybrid biosensor based on two-dimensional chromatography for on-site sepsis diagnosis. Biosensors and Bioelectronics. 98, 7-14 (2017).
  18. Fu, Q., et al. Development of a novel dual-functional lateral-flow sensor for on-site detection of small molecule analytes. Sensors and Actuators B: Chemical. 203, 683-689 (2014).
  19. Dzantiev, B. B., Byzova, N. A., Urusov, A. E., Zherdev, A. V. Immunochromatographic methods in food analysis. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 55, 81-93 (2014).
  20. Hu, J., et al. Advances in paper-based point-of-care diagnostics. Biosensors and Bioelectronics. 54 (4), 585-597 (2014).
  21. Zhong, Y., et al. Gold nanoparticles based lateral flow immunoassay with largely amplified sensitivity for rapid melamine screening. Microchimica Acta. 183 (6), 1989-1994 (2016).
  22. Figueredo, F., Garcia, P. T., Cortón, E., Coltro, W. K. T. Enhanced analytical performance of paper microfluidic devices by using Fe 3 O 4 nanoparticles, MWCNT, and graphene oxide. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (1), 11-15 (2016).
  23. Bahadır, E. B., Sezgintürk, M. K. Lateral flow assays: Principles, designs and labels. TrAC - Trends in Analytical Chemistry. 82, 286-306 (2016).
  24. He, M., Liu, Z. Paper-based micro fluidic device with upconversion fluorescence assay. Analytical Chemistry. 85, 11691-11694 (2013).
  25. Derikvand, F., Yin, D. L. T., Barrett, R., Brumer, H. Cellulose-based biosensors for esterase detection. Analytical Chemistry. 88 (6), 2989-2993 (2016).
  26. Kumar, S., Bhushan, P., Krishna, V., Bhattacharya, S. Tapered lateral flow immunoassay-based point-of-care diagnostic device for ultrasensitive colorimetric detection of dengue NS1. Biomicrofluidics. 12 (3), 034104(2018).
  27. Sinawang, P. D., Rai, V., Ionescu, R. E., Marks, R. S. Electrochemical lateral flow immunosensor for detection and quantification of dengue NS1 protein. Biosensors and Bioelectronics. 77, 400-408 (2016).
  28. Zhang, D., Liu, Q. Biosensors and bioelectronics on smartphone for portable biochemical detection. Biosensors and Bioelectronics. 75, 273-284 (2016).
  29. Preechaburana, P., Suska, A., Filippini, D. Biosensing with cell phones. Trends in Biotechnology. 32 (7), 351-355 (2014).
  30. Laksanasopin, T., et al. A smartphone dongle for diagnosis of infectious diseases at the point of care. Science Translational Medicine. 7 (273), 273re1(2015).
  31. Kim, J., et al. Noninvasive alcohol monitoring using a wearable tattoo-based iontophoretic-biosensing system. ACS Sensors. 1 (8), 1011-1019 (2016).
  32. Mudanyali, O., et al. Integrated rapid-diagnostic-test reader platform on a cellphone. Lab on a Chip. 12 (15), 2678(2012).
  33. Yu, L., Shi, Z., Fang, C., Zhang, Y., Liu, Y., Li, C. Disposable lateral flow-through strip for smartphone-camera to quantitatively detect alkaline phosphatase activity in milk. Biosensors and Bioelectronics. 69, 307-315 (2015).
  34. Hou, Y., et al. Smartphone-based dual-modality imaging system for quantitative detection of color or fluorescent lateral flow immunochromatographic strips. Nanoscale Research Letters. 12 (1), 291(2017).
  35. You, D. J., Park, T. S., Yoon, J. -Y. Cell-phone-based measurement of TSH using Mie scatter optimized lateral flow assays. Biosensors and Bioelectronics. 40 (1), 180-185 (2013).
  36. Prabowo, M. H., Chatchen, S., Rijiravanich, P. Dengue NS1 detection in pediatric serum using microfluidic paper-based analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 412, 2915-2925 (2020).
  37. Prabowo, M. H., et al. Clinical evaluation of a developed paper-based Dengue NS1 rapid diagnostic test for febrile illness patients. International Journal of Infectious Diseases. 107, 271-277 (2021).
  38. Preparation and detection method for the diagnostic device of dengue NS1 detection in serum, cell medium, and buffer. Thai Patent. , 1901000816 (2019).
  39. Kong, T., et al. Accessory-free quantitative smartphone imaging of colorimetric paper-based assays. Lab on a Chip. 19 (11), 1991-1999 (2019).
  40. Jung, Y., Heo, Y., Lee, J. J., Deering, A., Bae, E. Smartphone-based lateral flow imaging system for detection of food-borne bacteria E. coli O157:H7. Journal of Microbiological Methods. 168, 105800(2020).
  41. Chen, G., et al. Improved analytical performance of smartphone-based colorimetric analysis by using a power-free imaging box. Sensors and Actuators B: Chemical. 281, 253-261 (2019).
  42. Kim, H., et al. Smartphone-based low light detection for bioluminescence application. Scientific Reports. 7 (1), 40203(2017).
  43. Kim, H., Awofeso, O., Choi, S., Jung, Y., Bae, E. Colorimetric analysis of saliva-alcohol test strips by smartphone-based instruments using machine-learning algorithms. Applied Optics. 56 (1), 84(2017).
  44. Qin, Q., et al. Algorithms for immunochromatographic assay: review and impact on future application. The Analyst. 144 (19), 5659-5676 (2019).
  45. Yan, W., et al. Machine learning approach to enhance the performance of MNP-labeled lateral flow immunoassay. Nano-Micro Letters. 11 (1), 7(2019).
  46. Srisa-Art, M., Boehle, K. E., Geiss, B. J., Henry, C. S. Highly sensitive detection of Salmonella typhimurium using a colorimetric paper-based analytical device coupled with immunomagnetic separation. Analytical Chemistry. 90 (1), 1035-1043 (2018).
  47. Santiago, G. A., et al. Performance of the Trioplex real-time RT-PCR assay for detection of Zika, dengue, and chikungunya viruses. Nature Communications. 9 (1), 1391(2018).
  48. Lanciotti, R. S., Calisher, C. H., Gubler, D. J., Chang, G. J., Vorndam, A. V. Rapid detection and typing of dengue viruses from clinical samples by using reverse transcriptase-polymerase chain reaction. Journal of Clinical Microbiology. 30 (3), 545-551 (1992).
  49. Yang, X., et al. Design and development of polysaccharide hemostatic materials and their hemostatic mechanism. Biomaterials Science. 5 (12), 2357-2368 (2017).
  50. Li, H., Han, D., Pauletti, G. M., Steckl, A. J. Blood coagulation screening using a paper-based microfluidic lateral flow device. Lab Chip. 14 (20), 4035-4041 (2014).
  51. Nilghaz, A., Shen, W. Low-cost blood plasma separation method using salt functionalized paper. RSC Advances. 5 (66), 53172-53179 (2015).
  52. Ataullakhanov, F. I., Pohilko, A. V., Sinauridze, E. I., Volkova, R. I. Calcium threshold in human plasma clotting kinetics. Thrombosis Research. 75 (4), 383-394 (1994).
  53. Pamies, R., et al. Aggregation behaviour of gold nanoparticles in saline aqueous media. Journal of Nanoparticle Research. 16 (4), 2376(2014).
  54. Christau, S., Moeller, T., Genzer, J., Koehler, R., Von Klitzing, R. Salt-induced aggregation of negatively charged gold nanoparticles confined in a polymer brush matrix. Macromolecules. 50 (18), 7333-7343 (2017).
  55. Abe, K., Kotera, K., Suzuki, K., Citterio, D. Inkjet-printed paperfluidic immuno-chemical sensing device. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 398 (2), 885-893 (2010).
  56. Sameenoi, Y., Nongkai, P. N., Nouanthavong, S., Henry, C. S., Nacapricha, D. One-step polymer screen-printing for microfluidic paper-based analytical device (µPAD) fabrication. The Analyst. 139 (24), 6580-6588 (2014).
  57. Mora, M. F., et al. Patterning and modeling three-dimensional microfluidic devices fabricated on a single sheet of paper. Analytical Chemistry. 91 (13), 8298-8303 (2019).
  58. Ng, J. S., Hashimoto, M. Fabrication of paper microfluidic devices using a toner laser printer. RSC Advances. 10 (50), 29797-29807 (2020).
  59. Pal, S., et al. Multicountry prospective clinical evaluation of two enzyme-linked immunosorbent assays and two rapid diagnostic tests for diagnosing dengue fever. Journal of Clinical Microbiology. 53 (4), 1092-1102 (2015).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Explorar más artículos

Detección de NS1 del denguedetección colorimétricadispositivo de papel microfluídicoconjugado de nanopartículas de oroanálisis de muestras de sangreensayo de flujo lateralanálisis de imágenes
Inmunoensayo portátil en papel combinado con una aplicación para teléfonos inteligentes para la detección colorimétrica y cuantitativa del antígeno NS1 del dengue
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.