La colocación de implantes en un modelo de rata es un procedimiento experimental esencial para la investigación clínica. Este estudio presenta un protocolo quirúrgico completo para implantar implantes de titanio en la tibia de modelos de ratas con diabetes y osteoporosis.
Artículo de método
Técnica quirúrgica de implante óseo para modelos de tibia de rata de diabetes y osteoporosis
En este artículo
Resumen
Resumen
La rata ha servido durante mucho tiempo como un valioso modelo animal en implantología y ortopedia, particularmente en el estudio de las interacciones entre los biomateriales y el tejido óseo. La tibia de la rata es frecuentemente elegida debido a su fácil acceso quirúrgico a través de finas capas de tejido (piel y músculo) y la forma aplanada de su cara medial, lo que facilita la inserción quirúrgica de dispositivos intraóseos. Además, este modelo permite la inducción de enfermedades específicas, imitando diversas condiciones clínicas para evaluar las respuestas biológicas a diferentes condiciones del implante, como la geometría, la textura de la superficie o las señales biológicas. Sin embargo, a pesar de su robusta estructura cortical, ciertos dispositivos intraóseos pueden requerir adaptaciones en el diseño y el tamaño para una implantación exitosa. Por lo tanto, el establecimiento de métodos quirúrgicos estandarizados para la manipulación de tejidos blandos y duros en la región de implantación es esencial para garantizar la colocación adecuada del implante o del dispositivo de tornillo, especialmente en campos como la odontología de implantes y la ortopedia. Este estudio incluyó ochenta ratas Sprague Dawley divididas en dos grupos en función de sus respectivas enfermedades: Grupo 1 con osteoporosis y Grupo 2 con diabetes tipo 2. Los implantes se realizaron a las 4 semanas y a las 12 semanas, con el mismo cirujano siguiendo una técnica quirúrgica consistente. Se observó una respuesta biológica positiva, lo que indica una osteointegración completa de todos los implantes colocados. Estos resultados validan el éxito del protocolo quirúrgico, que puede ser replicado para otros estudios y servir de referencia para la comunidad de biomateriales. En particular, los valores de osteointegración se mantuvieron estables tanto a las 4 semanas como a las 12 semanas para ambos modelos de enfermedad, lo que demuestra una integración duradera del implante a lo largo del tiempo y enfatiza el establecimiento de una conexión ósea íntima ya a las 4 semanas.
Introducción
La elección común de ratas como sujetos experimentales se debe al hecho de que son fáciles de criar y relativamente baratas en comparación con los modelos animales más grandes. La aparición de nuevos procedimientos, como la reproducción fiable de un trastorno, por ejemplo, la osteoporosis o la diabetes, hace que este modelo sea especialmente útil para analizar el uso potencial de tratamientos y/o la influencia de la enfermedad en la respuesta biológica a fármacos y dispositivos quirúrgicos o procedimientos 1,2.
El aumento de masa ósea de la rata se produce principalmente durante los primeros 6 meses de vida, aunque algunos investigadores creen que el hueso largo crece constantemente durante al menos un año con un aumento progresivo de la longitud1. Con el envejecimiento, se produce una transición del modelado a la remodelación, que no ocurre en todos los casos por igual en todo el esqueleto2. Las ratas Sprague Dawley hembras crecen más lentamente que las ratas macho y alcanzan un pico de peso más bajoque las ratas macho. La elongación ósea continua y la dinámica variada de remodelación ósea en ratas son factores que deben tenerse en cuenta al abordar los problemas de salud humana; Sin embargo, aún no ha sido posible encontrar ninguna investigación experimental que demuestre el desarrollo del hueso de rata de por vida o la incapacidad de la especie para remodelarel hueso. Si la experimentación comienza alrededor de los 10 meses de edad, se debe dejar intacto un margen de al menos 1 mm de la placa de crecimiento de la tibia debido a este crecimiento óseo longitudinal, una cuestión a considerar en los estudios de implantes dentales2. Las hormonas también son un parámetro clave en la investigación ósea, ya que a los 8 meses de edad, se encontró que las ratas macho tenían un 22% más de ancho óseo y un 33% más de resistencia a la rotura que las hembras en la tibia3.
Por lo tanto, la reproducción fiable de un trastorno es muy importante en ortopedia e implantología dental, ya que la osteointegración de un tornillo ortopédico o un implante dental es un proceso complejo que depende de numerosos factores que influyen en la respuesta sistémica a la implantación del dispositivo en el hueso. Se sabe que los trastornos sistémicos como la osteoporosis y la diabetes afectan la tasa de éxito en ortopedia e implantología dental, por lo que la reproducción confiable de esos trastornos en modelos de ratas se puede aplicar para explorar formas de superar estas limitaciones.
La tibia de rata, debido al fácil acceso quirúrgico, el volumen óseo moderado y la forma plana en la placa medial, la hace adecuada para experimentos quirúrgicos de implante óseo 4,5, y se ha utilizado en numerosos estudios de investigación que exploran los efectos de la superficie del implante en la osteointegración 4,5,6. Cada vez son más los estudios que evalúan los efectos sobre la osteointegración de los recubrimientos y sustancias añadidos a la superficie del implante tantoen animales sanos 7 como en animales comprometidos afectados por diabetes u osteoporosis 8,9,10,11,12,13,14.
El número de dispositivos de implante colocados en la tibia de una rata es limitado y puede diferir según el tipo de estudio. Dependiendo del número de implantes o de las condiciones del estudio, las dimensiones de los dispositivos deben adaptarse para minimizar el trauma quirúrgico. En estudios con un implante, se puede colocar un implante de tamaño casi humano (2,0 mm de diámetro y 4 a 5 mm de longitud) y se puede lograr un anclaje bicortical 6,7,15,16. Las dimensiones de los implantes en los protocolos multiimplante deben adoptar un tamaño de implante adecuado (1,5 mm de diámetro y 2,5 mm de longitud)4,17.
El presente estudio tiene como objetivo describir un protocolo quirúrgico estandarizado para la colocación de implantes de titanio en la tibia de dos modelos de rata: el modelo de rata con osteoporosis y el modelo de rata diabética. Además, este estudio permite probar el protocolo quirúrgico para evaluar diferentes tipos de biofuncionalización de la superficie del implante y su efecto sobre la osteointegración.
Una muestra de 80 ratas se dividió en dos grupos. En el grupo 1 se seleccionaron 40 hembras Sprague Dawley ovariectomizadas y 5 animales simulados, con un peso medio de 484 g y una edad media de 12 semanas. Sobre la base de las recomendaciones de los proveedores (véase la Tabla de Materiales), tres meses después de la castración, comenzó el experimento. Este período de espera aseguró la desaparición de las hormonas sexuales. La osteoporosis se confirmó en el momento de la cirugía mediante el análisis óseo de microtomografía computarizada (micro-TC), que reflejó una pérdida ósea promedio del 20% en comparación con el grupo simulado. El grupo 2 consistió en 40 ratas Sprague Dawley modificadas genéticamente BBDR (Bio Breeding Diabetes Resistant) con diabetes tipo II. El peso medio fue de 730 g y la edad media fue de 12 semanas. Antes de la cirugía, el estado diabético se confirmó con tres días consecutivos de mediciones de glucosa con resultados superiores a 200 mg/dL. La glucosa se midió con un glucómetro en 6 h de ayuno, y se recogió una gota de sangre mediante punción de cola.
Se utilizaron implantes de titanio de grado 3 de 2 mm de longitud y 1,8 mm de diámetro. Todos los implantes se esterilizaron en condiciones de sala limpia, mediante limpieza ultrasónica en ciclohexano (3 veces durante 2 minutos), acetona (una vez durante 1 minuto), agua desionizada (3 veces durante 2 minutos), etanol (3 veces durante 2 minutos) y acetona (3 veces durante 2 minutos) utilizando un baño de ultrasonidos (230 VCA, 50/60 Hz, 360 W). A continuación, las muestras se secaron con gas nitrógeno y se aplicó un haz de nitrógeno a 0,5 bar directamente sobre las muestras. Antes de la implantación, los implantes se remojaron primero en agua desionizada y luego se sumergieron en etanol al 70% (v/v) durante 10 min. Después de esto, los implantes se transfirieron a tubos de microcentrífuga estériles y se mantuvieron en condiciones estériles hasta la cirugía.
Protocolo
Todos los procedimientos experimentales se llevaron a cabo de acuerdo con las Directrices de la Comunidad Europea para la protección de los animales utilizados con fines científicos (Directiva 2010/63/UE) implementadas en la legislación española (Real Decreto 53/2013) y la normativa de la Generalitat de Catalunya (Decreto 214/97). El Comité Ético de Experimentación Animal del Vall D'Hebron Institut de Recerca (número de registro 72/18 CEEA) ha obtenido la aprobación ética de todos los procedimientos y manipulaciones de los animales. Para el modelo osteoporótico se utilizaron ratas hembras Sprague Dawley con un peso promedio de 484 g y una edad promedio de 12 semanas. En cuanto al modelo diabético, se emplearon ratas hembras modificadas genéticamente BBDR (Bio Breeding Diabetes Resistant) con un peso promedio de 730 g y una edad promedio de 12 semanas. Todos los animales procedían de un proveedor comercial. Los detalles específicos de los animales, reactivos y equipos utilizados en el estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Anestesia/farmacología y preparación de animales
- Administrar analgesia prequirúrgica con buprenorfina a 0,05 mg/kg y meloxicam a 2 mg/kg mediante inyecciones subcutáneas 10-15 min antes de iniciar el procedimiento quirúrgico.
- Realizar anestesia intraquirúrgica con isoflurano inhalado: iniciar al 5% al aire libre durante la inducción y mantener al 3%. Inducir la anestesia en una cámara de ratas y mantener el suministro de isoflurano con una adaptación cónica de la nariz durante la cirugía.
2. Preparación para la cirugía
- Mida la temperatura corporal del animal anestesiado con una sonda rectal y use una almohadilla térmica controlada electrónicamente para soporte térmico durante todo el procedimiento quirúrgico. El ungüento para los ojos debe aplicarse antes del inicio de la cirugía para evitar la sequedad de la córnea.
NOTA: Si es necesario, se debe volver a aplicar la pomada después de verificar la sequedad ocular. - Recorta el vello con una afeitadora eléctrica y aplica crema depilatoria para eliminar los restos de pelo.
- Obtenga un campo quirúrgico aséptico limpiando la piel de la rodilla con un patrón de yodo y etanol al 70% (v/v) utilizando hisopos estériles, comenzando desde el interior y moviéndose hacia afuera de la línea de incisión sin volver a trazar. Realizar un mínimo de tres rotaciones consecutivas de limpieza (yodo-etanol-yodo).
- Aísle el campo operatorio colocando un paño quirúrgico fenestrado estéril sobre el animal, exponiendo la pata a través de la abertura central (Figura 1).
3. Cirugía
- Exposición quirúrgica
- Realizar una incisión cutánea de espesor completo de aproximadamente 1 cm de longitud verticalmente a lo largo del borde proximal de la cara anteromedial de la tibia, en la región de la metáfisis para exponer el hueso (Figura 2).
- Estabilice la pierna y tense la piel contra el hueso subyacente mientras realiza la incisión, asegurándose de que una incisión limpia permanezca en el lugar correcto. Para controlarlo, limpie el sangrado leve esperado con una compresa empapada en solución salina (Figura 2).
NOTA: La piel de la rata es delgada y está flácida o suelta. La estabilización de la piel es crucial y necesaria. - Separar completamente el tejido del hueso utilizando pequeños elevadores periósticos (Figura 3).
- Exponer el hueso hasta identificar la inserción del músculo tibial craneal, el gracilis y el músculo gastrocnemio lateral de la cabeza en el borde posterior de la cara medial de la tibia, como un tejido blanco fibroso firmemente adherido al hueso (Figura 3).
NOTA: Es importante identificar este grupo de inserciones musculares para permitir la colocación del implante en una región ósea con características y estímulos similares en toda la muestra, independientemente del tamaño de la rata.
- Proceso de perforación
- Comenzar el proceso de perforación en la región correcta entre la cresta tibial proximal y el límite posterior de la cara medial del hueso tibia, contiguo a la inserción del músculo tibial craneal, el gracilis y el músculo lateral de la cabeza gastrocnemio, evitando cualquier lesión muscular.1
NOTA: La ubicación correcta debe estar a 5 mm ± 2 mm de la meseta tibial. - Taladre con un máximo de 150 rpm (rotaciones/min) bajo riego con solución salina a una temperatura cercana a 20 °C con un motor eléctrico quirúrgico con un contra-ángulo de reducción de 20:1.
NOTA: Solo se requirieron dos simulacros. - Comience con un taladro piloto de lanza (Figura 4) a una profundidad de 2,4 mm bajo irrigación con solución salina.
NOTA: Cada taladro tenía un máximo de 10 usos. - Como segundo taladro, utilice (Figura 4) un taladro de diseño helicoidal a una profundidad de 2,4 mm con un diámetro de 1,6 mm bajo solución salina.
NOTA: Cada taladro tenía un máximo de 10 usos.
- Comenzar el proceso de perforación en la región correcta entre la cresta tibial proximal y el límite posterior de la cara medial del hueso tibia, contiguo a la inserción del músculo tibial craneal, el gracilis y el músculo lateral de la cabeza gastrocnemio, evitando cualquier lesión muscular.1
- Colocación de implantes
- Inserte el implante con una pieza intermedia (Figura 5) unida al contra-ángulo de reducción 20:1.
- Antes de colocar el implante, limpie el implante de cualquier residuo de esterilizante químico girándolo en el contra-ángulo con irrigación salina simultánea durante 10 s (Figura 5).
- Coloque el implante de titanio (2 mm de longitud y 1,8 mm de diámetro) utilizando la pieza intermedia a 20 rpm mientras controla el valor del par en tiempo real, registrando el par máximo de inserción.
NOTA: Se espera una dificultad inicial en la inserción del implante debido a la diferencia entre la fresa final y el implante, así como al perfil cilíndrico del implante; Sin embargo, esta dificultad inicial se normaliza rápidamente tan pronto como el implante penetra en el hueso cortical inicial. - Termine la inserción del implante antes de que pase completamente por el hueso cortical donde se inserta, es decir, la cara medial plana de la tibia.
NOTA: En el momento final de la inserción del implante, es importante dejar el implante ligeramente fuera del hueso cortical o al nivel del hueso cortical donde se inserta, es decir, la cara medial plana de la tibia, para asegurar la estabilidad primaria (Figura 6).
- Cierre de heridas
- Suturar los bordes del tejido muscular con suturas internas simples utilizando una sutura reabsorbible sintética monofilamento 4/0 (Gliconato) (Figura 7).
- Realizar el cierre cutáneo con una sutura intradérmica utilizando una sutura reabsorbible sintética monofilamento 4/0 (Gliconato) (Figura 7).
4. Microtomografía computarizada
- Después de completar la cirugía y aún bajo anestesia general, realice una microtomografía computarizada para confirmar la colocación adecuada del implante.
- Retire la rata de la cama de cirugía y colóquela en la cama de exploración. Localice la pierna operada utilizando el modo de exploración en vivo de micro-CT y centre el campo de visión en el implante.
NOTA: Los parámetros de adquisición recomendados son un campo de visión de 5 mm, una resolución espacial de 0,0001 mm3, 50 kV, 200 μA y un tiempo de adquisición de 3 min. - Una vez adquirida la exploración, confirmar la distancia correcta entre la cara proximal del implante y la superficie de la meseta tibial, según el paso 5.2.1.
NOTA: Este valor será útil para la estandarización de la técnica (Figura 8).
5. Cuidados postoperatorios
- Después de la adquisición de imágenes, regrese a la rata a su jaula y monitoree hasta que se recupere por completo.
NOTA: Esto tarda aproximadamente 5-10 min, dependiendo del modelo animal. Se espera que las ratas diabéticas permanezcan anestesiadas por más tiempo y tengan un tiempo de recuperación más largo debido a los cambios metabólicos asociados con la diabetes. - Administrar buprenorfina (0,1 mg/kg) cada 6-8 h y meloxicam (5 mg/kg) cada 24 h, por vía subcutánea, hasta 72 h.
- Tiempo de extracción de la sutura
- Examine la herida quirúrgica diariamente en busca de infección, integridad de la sutura u otros problemas, y retire los restos de sutura, si es necesario, 15 días después de la cirugía.
6. Eutanasia
- Eutanasiar a los animales utilizando una cámara de CO2 , de acuerdo con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud (NIH), con una tasa de llenado de CO2 del 30%-70% del volumen de la cámara/min después del tiempo de implantación (4 semanas o 12 semanas).
7. Análisis postquirúrgico
- Para ambos modelos (osteoporosis y diabetes), se extirpa la tibia por desarticulación después de la eutanasia para su posterior análisis.
NOTA: En cuanto al análisis de micro-TC, los datos permitieron calcular el contacto hueso-implante (BIC). La adquisición de la TC se realizó utilizando los parámetros previamente descritos, y el análisis BIC se realizó dividiendo el área ósea (mm2) por el área del implante (mm2) calculada en la región cortical, adaptando un protocolo ya descrito en la literatura18. Se muestran imágenes representativas de cada modelo, osteoporosis (Figura 9) y diabetes (Figura 10).
Resultados
Fase quirúrgica
Es importante mencionar que ambos modelos animales utilizados en este estudio presentan ciertas limitaciones debido a las enfermedades inducidas. Estas limitaciones con respecto a la manipulación de tejidos duros y blandos se reflejan durante el procedimiento quirúrgico.
En el modelo diabético, la rata es más grande, lo que dificulta la estabilización de las patas durante los procedimientos quirúrgicos. Esto aumenta el tiempo quirúrgico y, en consecuencia, el tiempo de anestesia, que requiere un mayor tiempo de recuperación y, por lo tanto, requiere una mayor vigilancia en el postoperatorio.
En cuanto al modelo osteoporótico, los requerimientos fueron muy diferentes, estando más concentrados en el momento de la manipulación ósea. En este caso, es posible observar un mayor sangrado durante el procedimiento de perforación. Además, el proceso de colocación del implante se vuelve más difícil. Pueden producirse algunas complicaciones, como pequeñas grietas en el hueso, alterando la progresión del implante durante su entrada y haciéndolo más inestable debido a la falta de resistencia ósea en las paredes laterales del implante. Esta limitación requiere una mayor presión manual y estabilización durante la colocación, lo que dificulta su control hasta conseguir el correcto posicionamiento del implante.
En cuanto al par máximo de inserción del implante, se observaron valores relativamente diferentes para las dos enfermedades (Tabla 1). En general, el par de inserción medio máximo observado para el modelo osteoporótico fue superior al del modelo diabético. Con estos resultados, es interesante comprender el efecto que la diabetes tiene sobre la densidad ósea y la resistencia ósea a la inserción de implantes, ya que esta condición parece tener un efecto más severo sobre las propiedades mecánicas del hueso en comparación con la osteoporosis.
Análisis postquirúrgico
La colocación adecuada de los implantes de titanio a las 4 semanas y a las 12 semanas de implantación se analizó mediante micro-TC. Se proporcionan imágenes representativas tanto de ratas osteoporóticas (Figura 9) como diabéticas (Figura 10). En general, los implantes se implantaron correctamente a través de las tibias cortical y trabecular, mostrando un contacto íntimo y continuo con la parte cortical, y sin signos de inflamación o reacciones adversas, lo que demuestra el éxito del protocolo quirúrgico para ambos modelos de patología.
En conjunto, el análisis de las imágenes también permitió calcular la relación entre el área ósea (mm2) y el área del implante (mm2), denominada V (BIC), en la región cortical, y comparar el rendimiento del procedimiento quirúrgico a lo largo del tiempo y dentro de los modelos. Como se muestra en la Figura 11, los valores de V(BIC) se mantuvieron constantes para el modelo osteoporótico a las 4 semanas y a las 12 semanas, lo que indica una integración estable del implante a lo largo del tiempo y pone de manifiesto que la conexión íntima con el hueso está asegurada ya a las 4 semanas. Cabe destacar que se obtuvieron valores muy similares para el modelo diabético, lo que demuestra la adecuación del protocolo de estudio para ambos modelos de patología.
Figura 1: Campo quirúrgico. El campo quirúrgico mostrando la correcta posición de la rata y la exposición de la zona a intervenir, adaptación del adaptador cónico a las vías aéreas para el mantenimiento de la anestesia durante el procedimiento, así como el instrumental necesario para la intervención. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Incisión quirúrgica. Correcta estabilización de la pata de la rata y, al mismo tiempo, fijación de la fina piel móvil para obtener una correcta incisión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Identificación de la exposición ósea y la inserción muscular. Lado izquierdo: desprendimiento total de los tejidos con la consiguiente exposición ósea. Para preservar y evitar daños en la inserción del músculo tibial craneal, el gracilis y los músculos laterales de la cabeza gastrocnemio , es importante identificar correctamente el tejido blanco fibroso firmemente adherido al hueso, visible en la figura del lado derecho. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Secuencia de perforación. La secuencia del proceso de perforación comienza con el taladro piloto de lanza a la izquierda, seguido del taladro helicoidal a la derecha. Para garantizar un procedimiento de perforación estable y seguro, es importante mantener la estabilización de las piernas y los tejidos blandos durante la perforación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Preparación para la inserción del implante. El implante se inserta sobre una pieza intermedia para ser sometido al proceso de limpieza con una solución salina mientras el implante gira a 20 rpm. Esta pieza intermedia permite la inserción del implante en el hueso con un dispositivo electrónico. Este dispositivo garantiza el control de la velocidad de inserción del implante y registra el par de inserción en tiempo real. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Colocación del implante de titanio. La colocación del implante dentro del hueso requiere su colocación en la cara plana del hueso medial, lejos del borde proximal de la cara anteromedial del hueso. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Cierre de la herida. Los pasos para cerrar la herida se observan en 2 planos diferentes. Izquierda: el primer plano, el más profundo, se hace con puntos simples para aproximar los bordes del tejido muscular. Derecha: el segundo plano, más superficial, se realiza con una sutura intradérmica para aproximar la piel evitando que el nudo quede en posición exteriorizada. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8: Micro-CT de la colocación del implante después del procedimiento quirúrgico. La figura ilustra la posición de la rata en el escáner Micro-CT, y las imágenes de la posición del implante se dividen en tres secciones, que corresponden a las vistas x, y y z, respectivamente. El implante es apuntado con una flecha roja en las diferentes vistas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9: Micro-TAC de un implante colocado en la tibia de una rata osteoporótica. Imágenes representativas de micro-TC postquirúrgicas de implantes de titanio colocados en las tibias de ratas osteoporóticas después de (A) 4 semanas y (B) 12 semanas de implantación. Cada imagen se divide en tres secciones, que corresponden a las vistas x, y y z, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10: Micro-TC de un implante colocado en la tibia de una rata diabética. Imágenes representativas de micro-TC postquirúrgicas de implantes de titanio colocados en las tibias de ratas osteoporóticas después de (A) 4 semanas y (B) 12 semanas de implantación. Cada imagen se divide en tres secciones, que corresponden a las vistas x, y y z, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 11: Análisis de contacto hueso-implante (BIC). Valores de V(BIC) calculados como área ósea (mm2) *100/área del implante (mm2) a partir de imágenes de micro-TC para los modelos osteoporótico (Osteo) y diabético (Diab) después de 4 semanas (4 w) y 12 semanas (12 w) después de la implantación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Par máximo de inserción del implante [N·cm] | ||
| Modelo | Pierna derecha | Pierna izquierda |
| Osteoporosis | 6,11 ± 0,96 | 6,49 ± 1,34 |
| Diabetes | 4,79 ± 1,70 | 4,90 ± 1,76 |
Tabla 1: Par máximo de inserción. Diferencias en los valores de torque máximo obtenidos durante la inserción del implante entre ratas diabéticas y ratas osteoporóticas. Las ratas diabéticas presentan valores de par máximo más bajos que las ratas osteoporóticas.
Discusión
Aunque la rata es un modelo ampliamente utilizado para el estudio de la osteointegración, es importante definir y describir una técnica quirúrgica reproducible para la colocación adecuada de implantes. Esta técnica podría servir de guía para la comunidad científica. Además, el hecho de que ciertas enfermedades, como la osteoporosis y la diabetes, alteren el metabolismo óseo implica mayores exigencias para el correcto diseño de los procedimientos quirúrgicos. La rata se compara favorablemente con otros modelos animales, ya que presenta las principales características tanto de osteoporosis (fracturas espontáneas y de bajo impacto) como de diabetes y obesidad inducida por la dieta, sin requerir costosas instalaciones especializadas y largos y costosos experimentos, así como control y mantenimiento postoperatorio19. El pequeño tamaño, la alta fecundidad y la corta vida de la rata facilitan experimentos a gran escala y eficientes en el tiempo, al tiempo que cumplen con los tres requisitos R de los experimentos con animales (reemplazo, reducción y refinamiento)20.
A pesar de la considerable cantidad de literatura científica en el campo, solo hay unos pocos artículos científicos que describen técnicas quirúrgicas detalladas. Sin embargo, la gran mayoría omite información quirúrgica crucial, impidiendo así la posibilidad de replicar las técnicas descritas.
En este protocolo quirúrgico, se deben considerar varios pasos críticos a lo largo del procedimiento quirúrgico, como la ubicación de la incisión, la ubicación precisa para la perforación y la colocación del implante, la técnica de perforación, las dimensiones exactas del implante y la fresa final utilizada para la inserción del implante.
En la literatura, la ubicación exacta de la incisión es a menudo imprecisa y carece de una base científica para su colocación. La incisión debe realizarse en una región diferente a la de la colocación del implante. Es importante evitar colocar la incisión y la consiguiente sutura directamente sobre la zona implantada para mantener la integridad del periostio desprendido sobre el implante. Una incisión y el desprendimiento inicial del colgajo de espesor completo pueden interrumpir el suministro de sangre y dañar el periostio, lo que puede conducir a una alteración de la actividad de las células periósticas durante la formación de hueso nuevo, como se ha observado en otros estudios21. Este enfoque tiene como objetivo optimizar la formación ósea periimplantaria y minimizar el traumatismo, la mala cicatrización, la fibrosis o el riesgo de colonización bacteriana en el área de la sutura. En este método, la incisión se detalla y se realiza en la cresta tibial proximal, asegurándose de que no esté directamente sobre el sitio de colocación del implante.
Al determinar la región para la colocación del implante, es crucial garantizar una densidad ósea uniforme en toda la muestra. Por lo general, las mediciones se refieren a la meseta tibial. Dada la variación longitudinal del tamaño entre las ratas, es necesaria una referencia anatómica para colocar los implantes de forma consistente en la misma región. En este método, el área adyacente a la inserción de los músculos tibiales craneales, gracilis y gastrocnemios laterales de la cabeza sirve como una referencia anatómica confiable. Se espera que esta región, caracterizada por inserciones musculares, exhiba una densidad ósea homogénea en toda la muestra.
Al hablar del método de perforación, es crucial proporcionar detalles precisos sobre el tipo/dimensiones de los taladros, la velocidad de perforación (generalmente medida en rpm) y la temperatura de la solución salina. Estos factores son esenciales para prevenir un área necrótica extensa y la posterior formación de tejido fibroso22,23, como se destaca en varios estudios centrados en las reacciones necróticas inducidas por la perforación. Sin embargo, algunos artículos superan estos límites biológicos24 en sus métodos de perforación, mientras que otros omiten por completo esta información crucial 4,25,26,27,28. Este estudio enfatiza las precauciones meticulosas que se toman durante los procedimientos de perforación para reducir el trauma quirúrgico y la necrosis tisular. Optamos por un procedimiento de perforación de seguridad con una velocidad limitada a 150 rpm, un nivel considerado seguro en términos de temperatura ósea incluso sin solución salina. Este enfoque es efectivo en términos de velocidad de perforación y permite un buen control de la perforación durante el procedimiento29,30. Además, mantuvimos el riego y el enfriamiento utilizando una solución salina a aproximadamente 20 °C para mitigar aún más los posibles efectos térmicos.
Otro dato relevante que se omite con frecuencia es el tamaño del implante utilizado. Esta omisión hace imposible interpretar la relación entre el tamaño de la fresa final y el tamaño del implante. Esta discrepancia es crucial para evaluar la estabilidad del implante, que en un déficit puede conducir a la inestabilidad, mientras que en exceso, puede causar un exceso de presión y una reacción isquémico-necrótica.
Es crucial tener en cuenta que para lograr la estabilidad primaria, debe haber una ligera diferencia de diámetro entre la fresa final y el implante, siendo el implante un diámetro ligeramente mayor. Este parámetro quirúrgico crítico para lograr la estabilidad primaria no siempre es consistente en la literatura, ya que algunas metodologías cuentan con una fresa final con un diámetro mayor que el implante colocado4. Dado que esta región se caracteriza por inserciones musculares, se espera una densidad ósea homogénea y robusta en toda la muestra. Esta característica ayuda a evitar la limitación primaria reportada para las intervenciones tibiales en ratas, es decir, el crecimiento longitudinal de la tibia a lo largo del tiempo31. Además, este método permite el control de la temperatura, abordando una de las causas de complicaciones y morbilidad posterior23. Sin embargo, al igual que otros estudios, este estudio también se enfrenta a una limitación en cuanto a la necesidad de adaptar el dispositivo debido a las variaciones en el tamaño de la tibia 4,17.
Otra preocupación relacionada con el número de animales utilizados es la importancia de seleccionar un tamaño de muestra adecuado. Esto es crucial para maximizar el impacto de los resultados de la investigación y minimizar el uso de animales. Esta estrategia no sólo mejora la eficiencia y la fiabilidad de los estudios, sino que también hace hincapié en las consideraciones éticas de la investigación científica. Se deben realizar esfuerzos continuos para optimizar esta eficiencia.
En resumen, el presente método proporciona una descripción detallada de todos los procedimientos quirúrgicos y permite la observación de diversos desafíos quirúrgicos en ambas enfermedades. Además, este protocolo se destaca como un método válido porque todas las muestras con contacto directo con el hueso alcanzaron valores estables de V(BIC). Sin embargo, difiere de la mayoría de los estudios experimentales en la literatura por presentar una técnica detallada y justificada, lo que permite una reproducción exacta. En consecuencia, se puede utilizar para estudiar el efecto de diferentes superficies de implante en diversas enfermedades, incluidas las que afectan a la densidad ósea.
Divulgaciones
Por la presente declaramos que no existe ningún conflicto de intereses con respecto a este artículo científico.
Agradecimientos
Los autores agradecen a la Agencia Estatal de Investigación el apoyo financiero a través de los proyectos PID2020-114019RBI00 y PID2021-125150OB-I00.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Agujas de 22 G+A2:C30 | Terumo | NN-2238R | |
| 4/0 monofilamento sintético sutura reabsorbible | Braun ( MonoSyn) | ||
| 5 mL, jeringas de 10 mL | Braun | 4617100V-02 4606051V | |
| Pinzas Adson | Antã o | Ref Médica: A586 | |
| BBDR ( Biobreeding Diabetes Resistant ) Sprague Dawley Rats | Janvier Labs | ||
| Betadine | Mylan | ||
| Buprecare | Animalcare (UK) | ||
| Castroviejo Calibrador 0-40 mm 15 cm angulado | UL AMIN Industries | ||
| Castroviejo Portaagujas | Antã o | Ref Médica: AM1702 | |
| Tijeras para cirugía dental curvas y rectas | Antã o Médico | AMA603 / AMA600 | |
| Afeitadora eléctrica | Oster Pro 3000i | 34264482227 | |
| Pinzas Graefe Extrafinas | F.S.T | Ref: 11150-10 | |
| Almohadillas de gasa | COVIDIEN | 441001 | |
| Ggluómetro | Menarini (Italia) | ||
| Taladro helicoidal / OSTEO-PIN DRILL ø 1,6 mm | soadco | ref. OS-8001 | |
| Implantes / TORNILLO OSTEO-PIN ø 1.8 x 2.0 mm | soadco | Ref. OS-3 | |
| Isoflo | Le Vet Pharma (Países Bajos) | ||
| Taladro piloto de lanza / Taladro lanceolado (DS) | soadco | Ref. 10 02 01 T | |
| Guantes de látex - Guantes quirúrgicos estériles | Hartmann | Ref: 9426495 | |
| Lucas Cureta Quirúrgica | Antã o Ref Médica | : AMA940-3 | |
| Metacam | Boehringer Ingelheim(Alemania) | ||
| Micro pinzas rectas | nopa | Ref: AB 542/12 | |
| Micro-CT ( Quantum Fx microCT ) | Perkin Elmer (US) | ||
| Osteoporotic Sprague Dawley hembras Ratas | Janvier Labs | ||
| Elevador perióstico - Muda 2-4 | Antã o | Ref Médica: A1564 | |
| Solución fisiológica para Irrigación | Hygitech | Ref:10238 | |
| Hoja de Bisturí Acero al Carbono 15C | Razor Med Ref | : 02846 | |
| Hisopos de gasa estéril | Alledental | Ref: 270712 | |
| Sistema de irrigación estéril | Hygitech | Ref:HY1-110001D | |
| Toallas estériles (1 pieza por animal) | Dinarex | 4410 | |
| Contra-ángulo quirúrgico | W& | H Ref: WS-75 LED G | |
| Contra-ángulo quirúrgico | W& H | SN 08877 | |
| Contra-ángulo quirúrgico | W& H | SN 01309 | |
| Motor eléctrico quirúrgico | WH Implantmed Tipo: SI-1023 | Ref: 30288000 | |
| Mango de bisturí quirúrgico | AsaDental | Ref: 0350-3 | |
| Pinzas para toallas | Xelpov quirúrgico | AF-773-11 | |
| Dispositivo ultrasónico | J.P. Selecta, Abrera, España |
Referencias
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