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Imágenes de lapso de tiempo de neuronas migratorias y progenitores gliales en cortes de cerebro de ratón embrionario

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DOI:

10.3791/66631

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8 de marzo de 2024

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1Department of Anatomy, Keio University School of Medicine, 2Department of Molecular Neurobiology, Institute for Developmental Research, Aichi Developmental Disability Center

En este artículo

Resumen

Durante el desarrollo de la corteza cerebral, las neuronas y las células gliales se originan en la zona ventricular que recubre el ventrículo y migran hacia la superficie cerebral. Muchos genes están involucrados en este proceso. Este protocolo introduce la técnica para la obtención de imágenes en time-lapse de las neuronas migratorias y los progenitores gliales.

Resumen

Durante el desarrollo de la corteza cerebral, las neuronas y las células gliales se originan en la zona ventricular que recubre el ventrículo y migran hacia la superficie cerebral. Este proceso es crucial para el correcto funcionamiento del cerebro, y su desregulación puede dar lugar a trastornos del neurodesarrollo y psiquiátricos después del nacimiento. De hecho, se ha descubierto que muchos genes responsables de estas enfermedades están involucrados en este proceso y, por lo tanto, revelar cómo estas mutaciones afectan la dinámica celular es importante para comprender la patogénesis de estas enfermedades. Este protocolo introduce una técnica para la obtención de imágenes en time-lapse de las neuronas migratorias y los progenitores gliales en cortes de cerebro obtenidos de embriones de ratón. Las células se marcan con proteínas fluorescentes mediante electroporación en el útero , que visualiza células individuales migrando desde la zona ventricular con una alta relación señal-ruido. Además, este sistema de transferencia de genes in vivo nos permite realizar fácilmente experimentos de ganancia o pérdida de función en los genes dados mediante co-electroporación de su expresión o vectores de knockdown/knockout. Utilizando este protocolo, se puede analizar el comportamiento migratorio y la velocidad de migración de las células individuales, información que nunca se obtiene de cerebros fijos.

Introducción

Durante el desarrollo de la corteza cerebral, la glía radial (apical) en la zona ventricular paleal (VZ) que recubre el ventrículo lateral produce primero neuronas y luego progenitores gliales con algún período de superposición1. Las neuronas también se generan a partir de progenitores intermedios o glía radial basal en la zona subventricular (SVZ) adyacente a la VZ, los cuales se originan en la glía radial (apical) 2,3. En ratones, las células gliales radiales producen solo neuronas en el día embrionario (E) 12-14, tanto neuronas como progenitores gliales en E15-16, y progenitores gliales a partir de E174. La mayor población de progenitores gliales generados durante estas etapas embrionarias se diferencia preferentemente en astrocitos, aunque algunas células también se diferencian en oligodendrocitos5. Las neuronas y los progenitores de astrocitos generados en estas etapas migran hacia la superficie del cerebro y entran en la placa cortical (futura materia gris cortical). La migración neuronal de la VZ a la placa cortical se produce en múltiples fases. Las neuronas primero adoptan una morfología multipolar justo por encima de la zona de acumulación celular multipolar (MAZ), superponiéndose a la SVZ o zona intermedia, donde se extienden y retraen vigorosamente múltiples procesos delgados y migran lentamente (migración multipolar)6,7. Después de aproximadamente 24 h, las neuronas se transforman en una morfología bipolar, extendiendo un proceso de avance grueso hacia la superficie del cerebro y un proceso de arrastre delgado hacia atrás, y migran linealmente hacia la superficie del cerebro utilizando un proceso radial que se extiende desde la glía radial hasta la superficie pial como un andamio, que se denomina modo de locomoción 2,8. Debido a que las neuronas en modo de locomoción siempre alcanzan la superficie más externa de la placa cortical, pasando a través de sus predecesoras justo debajo de la zona marginal, las neuronas se alinean de adentro hacia afuera dependiendo de la fecha de nacimiento en la placa cortical 9,10,11.

Por el contrario, los progenitores de los astrocitos migran rápidamente a la zona intermedia y a la placa cortical, con frecuentes cambios de dirección. Este comportamiento migratorio es completamente diferente a la migración neuronal y se denomina migración errática5. Los progenitores de astrocitos también migran a lo largo de los vasos sanguíneos en un proceso llamado migración guiada por los vasos sanguíneos. Los progenitores de astrocitos cambian entre estos modos de migración y alcanzan la placa cortical 5,12. A pesar de que la posición de los astrocitos no está estrictamente determinada por su fecha de producción, se ha observado una leve tendencia de los astrocitos nacidos temprano a establecerse en la parte superficial de la placa cortical5. Curiosamente, los astrocitos que se asientan en la placa cortical se generan en etapas embrionarias y eventualmente se diferencian en astrocitos protoplasmáticos, mientras que los astrocitos generados postnatalmente no migran activamente, permanecen en la sustancia blanca y se diferencian en astrocitos fibrosos5. Todavía no está claro cómo se produce esta especificación dependiente de la etapa de los subtipos astrocíticos.

Se ha identificado un número creciente de genes implicados en la migración neuronal, entre ellos los implicados en los trastornos del neurodesarrollo y psiquiátricos13,14. Por lo tanto, es crucial dilucidar los efectos de las mutaciones en estos genes en el comportamiento de las neuronas migratorias. Como se mencionó anteriormente, la migración neuronal ocurre en múltiples fases. Las observaciones time-lapse pueden determinar directamente la fase que se ve principalmente afectada (salida del ciclo celular, transición multipolar-bipolar, velocidad de migración de la locomoción, etcétera). Sin embargo, los mecanismos moleculares que subyacen a la especificación, migración y posicionamiento de los astrocitos siguen siendo en gran medida desconocidos. Dado que los astrocitos desempeñan un papel crucial en la sinaptogénesis15 y en la formación de barreras hematoencefálicas durante el desarrollo del cerebro16, los defectos del desarrollo de los astrocitos pueden dar lugar a trastornos del neurodesarrollo. Los estudios de lapso de tiempo sobre los progenitores de astrocitos pueden aclarar estos mecanismos moleculares y su relación con las enfermedades mentales.

Este protocolo proporciona un método para la observación en lapso de tiempo de las células corticales derivadas de VZ. Ya se ha publicado un protocolo de vídeo similar para la observación de la migración neuronal17. Aquí, describimos el método para las neuronas migratorias y los progenitores de astrocitos. Para marcar estas células con proteínas fluorescentes, como las proteínas fluorescentes verdes y rojas (GFP y RFP), se introducen mezclas de plásmidos que contienen componentes apropiados en la VZ cortical mediante electroporación en el útero en etapas apropiadas 18,19,20,21. Los embriones manipulados se extraen en las etapas deseadas, y los cerebros se cortan y se utilizan para observaciones de lapso de tiempo utilizando un microscopio de escaneo láser. La velocidad de migración, la dirección y otros comportamientos, que nunca se abordan con muestras fijas de cerebro, se pueden examinar con este método. Mediante el uso de electroporación en el útero, la expresión y los vectores knockdown/knockout pueden transferirse fácilmente de forma concomitante con vectores de proteínas fluorescentes, lo que nos permite realizar estudios de ganancia y pérdida de función de genes específicos.

Protocolo

El presente estudio se realizó con la aprobación y siguiendo las directrices del Comité de Cuidado y Uso de Animales del Instituto de Investigación del Desarrollo, el Centro de Discapacidad del Desarrollo de Aichi (#2019-013) y la Universidad de Keio (A2021-030). Se obtuvieron comercialmente ratones ICR (de tipo salvaje) preñados cronometrados (véase la Tabla de Materiales). Para observar la relación entre las células migratorias y los vasos sanguíneos, se utilizaron ratones Flt1-DsRed, en los que las células endoteliales expresan DsRed22. Los ratones machos Flt1-DsRed se cruzaron con ratones hembra ICR (ambos ratones tenían entre 8 y 24 semanas de edad). Todos los animales fueron alojados y manipulados en condiciones específicas libres de patógenos (SPF) hasta el muestreo. Los reactivos y equipos utilizados en este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Electroporación en el útero

  1. Prepare la solución salina tamponada por HEPES (HBS) agregando un volumen igual de agua esterilizada en autoclave a 2 HBS disponibles comercialmente.
  2. Hay dos opciones de anestésicos; isoflurano (inhalación) y MMB (inyección). En el caso de utilizar MMB, prepáralo de la siguiente manera. Añadir 0,75 mL de medetomidina (1 mg/mL), 2 mL de midazolam (5 mg/mL) y 2,5 mL de butorfanol (5 mg/mL) en 19,75 mL de agua esterilizada en autoclave23.
    NOTA: Esta solución anestésica se vuelve menos activa en 2 meses. Almacenar a 4 °C con pantalla de luz.
  3. Prepare la solución de atipamezol. Diluir 0,75 mL de atipamezol (5 mg/mL) con 24,25 mL de agua esterilizada en autoclave.
  4. Prepare una solución Fast Green al 0,2% (p/v) en agua esterilizada en autoclave. Esterilizar con un filtro (tamaño de poro de 0,22 μm).
  5. Prepare el plásmido utilizando un kit de purificación de plásmidos convencional basado en lisis alcalina y purificación en columna23 de acuerdo con las instrucciones del fabricante (ver Tabla de Materiales). Disolver el plásmido purificado a partir de un cultivo de bacterias de 100 mL en 30-50 μL de HBS para preparar el stock de plásmidos (3-5 μg/μL) (Archivo suplementario 1).
    1. Mezcle y diluya las existencias de plásmidos con HBS, y agregue 1/10 de volumen de 0.2% Fast Green para colorear el inyectante. Los componentes y las concentraciones finales de los plásmidos se determinan de acuerdo con su propósito (Tabla 1).
  6. Fabrica las micropipetas tirando de los capilares de vidrio con un extractor de pipetas.
    NOTA: La punta de la pipeta se corta oblicuamente con pinzas finas. El diámetro exterior de la punta es de aproximadamente 70 μm. Marque las micropipetas a intervalos de 2 μL aspirando 2 μL de agua.
  7. Inyectar el anestésico MMB a una dosis de 10 μL/g de peso corporal por vía intraperitoneal en una rata embarazada en una etapa apropiada (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente).
    NOTA: Los estadios embrionarios a manipular deben determinarse de acuerdo con el propósito. Para etiquetar las futuras neuronas piramidales II/III, E14.5 es adecuada. Para etiquetar los progenitores gliales, la electroporación debe realizarse en E15-16. Alternativamente, los ratones pueden ser anestesiados por inhalación de isoflurano (1%-2%).
  8. Después de que el ratón esté profundamente anestesiado, colóquelo en un plato caliente a 38 ° C.
    NOTA: Asegúrese de que el mouse no responda al pellizcar la cola.
  9. Después de eliminar el pelo alrededor del sitio quirúrgico con crema depilatoria, desinfecte el área quirúrgica varias veces con movimientos circulares con un exfoliante a base de yodo y alcohol al 70%. Realice una incisión en la piel de 2 cm de largo a lo largo de la línea media desde el nivel del2º par de pezones más posterior en la parte anterior, seguida de una incisión de 2 cm en la línea media en la pared abdominal a lo largo de la línea alba (Figura 1A).
    NOTA: En el proceso de incisión en la pared abdominal, levántela ligeramente con pinzas finas para no cortar los órganos internos.
  10. Coloque una lámina de plástico estéril sobre la piel y un pedazo de papel de seda estéril sobre ella (Figura 1A). Crea un agujero en el centro para exponer el área quirúrgica.
    NOTA: La lámina de plástico estéril y el papel de seda estéril se colocan después de realizar la incisión porque se requiere un campo de visión amplio para posicionar la incisión refiriéndose a la posición de los pezones.
  11. Humedece el papel con PBS estéril, observa cuidadosamente los cuernos uterinos desde la incisión y saca el cuerno uterino a través de los agujeros de la hoja de plástico y el papel.
  12. Utilizando una micropipeta conectada a un conjunto de tubo aspirador, inyecte 1 μL de la mezcla de plásmidos en el ventrículo lateral izquierdo o derecho a través de la pared uterina mediante presión espiratoria (Figura 1A).
    NOTA: Alternativamente, el plásmido se puede inyectar mediante el uso de un microinyector.
  13. Pellizcar la cabeza del embrión con un electrodo tipo pinza y aplicar pulsos electrónicos utilizando un electroporador (35 V para E14-16, 50 V para E17, 50 ms pulsos cuadrados con intervalos de 450 ms, 5 veces) (Figura 1A).
    NOTA: No pellizque la cabeza de los embriones con fuerza, lo que dañará los embriones. La corriente real debe ser de 40-70 mA.
  14. Vuelva a colocar el cuerno uterino en la cavidad abdominal.
  15. Sutura la pared abdominal con un hilo de seda 5-0.
  16. Aplicar solución de atipamezol a una dosis de 10 μL/g de peso corporal por vía intraperitoneal.
  17. Sutura la piel con un hilo de seda 5-0.
    NOTA: La piel se puede cerrar con un autoclip.
  18. Mantenga los ratones manipulados en un plato caliente durante al menos 30 minutos. Los ratones comenzarán a moverse en la jaula.
    NOTA: El procedimiento de electroporación en el útero (de los pasos 1.7 a 1.16) debe realizarse dentro de los 30 minutos. El tiempo de funcionamiento típico es de 20 min.

2. Preparación de las lonchas

NOTA: La frescura de las rodajas es la clave del éxito de este experimento. Las lonchas deben prepararse (de los pasos 2.5-2.12) en 2 h.

  1. Prepare la solución salina equilibrada de Hanks con Ca2+ y Mg2+; HBSS(+). Añadir 5 mL de CaCl2 (14 g/L, esterilizado en autoclave) y 5 mL de MgSO 4.7H2O (20 g/L, esterilizado en autoclave) a 500 mL de HBSS(-). Conservar a 4 °C. Burbujee la solución con 95% de gasO2 + 5% CO2 durante 5 minutos en hielo antes de usar.
  2. Preparar el medio de cultivo. Se necesitan al menos 2,5 mL/plato. Añadir 2 mL de suero fetal bovino, 25 μL de L-glutamina (200 mM), 200 μL de B27 (50x), 50 μL de penicilina + estreptomicina (10 K unidades/mL y 10 mg/mL) a 8 mL de medio Neurobasal.
  3. Preparar gel de agarosa al 3% a baja temperatura de fusión. Poros de 50 mL de HBSS(+), luego agregue 1,5 mg de agarosa a baja temperatura de fusión y autoclave. Derrita la agarosa en un horno microondas y manténgala a 50 °C en una incubadora al baño de agua antes de usarla.
  4. Agregue 1,9 mL de medio de cultivo a una placa base de vidrio. Coloque un inserto de cultivo celular sobre él con cuidado para no atrapar las bombillas de aire debajo del filtro, luego agregue 500 μL de medio de cultivo en el filtro (Figura 1B). Colócalo sobre hielo.
  5. Después de anestesiar a los ratones manipulados por inhalación de isoflurano al 5%, sacrificarlos por luxación cervical (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente) en las etapas apropiadas a observar.
    NOTA: Dos días (48 h) y 3 días después de la electroporación en E14.5 son adecuados para observar la transición multipolar-bipolar y el modo de locomoción, respectivamente.
  6. Saca los embriones y colócalos en una placa de Petri con PBS frío.
  7. Seleccionar los embriones mediante la expresión de GFP u otras proteínas fluorescentes bajo un microscopio.
  8. Después de la decapitación de los embriones, diseccionar los cerebros6 bajo un microscopio de disección y mantenerlos en HBSS frío(+).
  9. Vierta el gel de agarosa derretido al 3% a baja temperatura de fusión en un criomold (consulte la Tabla de materiales), y luego coloque los sesos en él y gírelos varias veces. Colócalo a temperatura ambiente hasta que la agarosa se solidifique por completo y luego colócalo sobre hielo.
  10. Cortar los sesos coronalmente con un grosor de 350 μm utilizando un micrótomo vibratorio (véase la tabla de materiales).
  11. Coloque las rebanadas en el filtro (máximo 6 rebanadas por filtro).
  12. Retire el medio de cultivo del interior y del exterior del recipiente del filtro (600 μL en total). En este paso, las rodajas se prensan y se fijan a un filtro. Después de 5 minutos, agregue 100 μL de medio de cultivo en el interior del inserto de cultivo celular.

3. Imágenes de lapso de tiempo

  1. Mantenga la cámara de cultivo montada en la platina de un microscopio de barrido láser invertido a 37 °C utilizando el calentador de la cámara o una capucha que encierra el microscopio al menos 30 minutos antes de la obtención de imágenes para evitar la deriva Z. Suministro de gas humidificado 5% CO2 + 40%O2 a la cámara de cultivo.
  2. Coloque el plato de cultivo con rodajas preparadas anteriormente en la cámara de cultivo.
  3. Utilizando un objetivo de 20x a larga distancia de trabajo (NA = 0,45), adquiera alrededor de 10 imágenes de pila Z con pasos de 5 μm cada 15-30 minutos durante 24 h.
    NOTA: Se recomienda encarecidamente el uso de una plataforma XY motorizada. Esto nos permite obtener imágenes de múltiples campos objetivo. Por lo general, obtenemos de 10 a 20 imágenes de diferentes campos objetivo en un experimento de lapso de tiempo.

4. Análisis de imágenes

  1. Convierta imágenes XYZT a XYT mediante la proyección máxima del eje Z utilizando ImageJ u otro software.
    NOTA: Si los cortes se deslizaron durante la observación, ajuste la posición de las celdas dentro de las imágenes usando StackRed, un complemento de ImageJ, con su función de transformación de cuerpo rígido (ver Tabla de materiales).
  2. Trazar la trayectoria de las células GFP- u otras células fluorescentes positivas para proteínas, ya sea de forma manual o automática. El rastreo manual y automático se puede realizar utilizando MTrackJ24 y TrackMate 25,26 (complementos de ImageJ), respectivamente. El rastreo automático con TrackMate es eficiente para analizar muchas celdas de manera imparcial. Sin embargo, el rastreo manual con MTrackJ sigue siendo útil para el seguimiento preciso de células individuales.

Resultados

Las células gliales radiales en la VZ paleal producen solo neuronas hasta E14, y tanto las neuronas como las células gliales en E15 y E16. Para observar los comportamientos migratorios de las neuronas y las células gliales simultáneamente, las marcamos con GFP mejorada (EGFP) y RFP, respectivamente, utilizando un promotor específico de neurona, el promotor27 de Tα1, y el promotor28 de la proteína ácida fibrilar glial humana (hGFAP), que se activa preferentemente en los astrocitos. Los progenitores de astrocitos repiten las divisiones celulares durante la migración, lo que lleva a la dilución del plásmido en las células. Para evitarlo, se utilizó un sistema de vectores de transposones compuesto por un plásmido donante (pPB) y un vector de expresión de transposasa (pCAG-hyPBasa)29,30. El plásmido donante utilizado aquí (pPB-CAG-LNL-RFP) tiene un casete loxP-neo-loxP (LNL) y expresa RFP en función de la recombinasa Cre. Ratones ICR (tipo salvaje; WT) se electroporaron con los plásmidos indicados en la Figura 2A en E15, y los cortes se prepararon 3 días después. Durante este período de tiempo, la primera cohorte de neuronas EGFP+ alcanzó la superficie de la placa cortical (Figura 2B), pero muchas neuronas EGFP+ seguían migrando. La observación time-lapse se realizó durante 24 h. Durante esta observación, las neuronas con un proceso conductor grueso migraron linealmente hacia la superficie del cerebro a una velocidad relativamente constante en la placa cortical (19,54 ± 6,21 μm/h, media ± desviación estándar, 70 células). Las trayectorias de migración se trazaron automáticamente mediante el uso del software TrackMate (líneas magenta en la Figura 2B). En el mismo campo objetivo, los progenitores de astrocitos se visualizaron con RFP (Figura 2C). Debido a que el promotor de hGFAP también está activo en las células gliales radiales en etapas embrionarias tardías, algunas neuronas derivadas de esas glías radiales también expresan RFP (flechas azules en la Figura 2B, C). Estas neuronas casi siempre se transfectan con un vector de expresión de EGFP. Por lo tanto, los progenitores de astrocitos se identificaron como células RFP monopositivas.

A diferencia de las neuronas, los progenitores de astrocitos migran rápida y aleatoriamente con frecuentes cambios direccionales dentro de la zona intermedia y la placa cortical (migración errática)5. La migración de los progenitores de astrocitos se trazó manualmente mediante el software MTrackJ (líneas magenta en la Figura 2C), que reveló su alta motilidad (88,37 ± 33,61 μm/h, 5 células). Para observar la relación entre los progenitores de astrocitos y los vasos sanguíneos, se utilizaron ratones Flt1-DsRed, que expresan DsRed, una RFP, en células endoteliales. En este experimento, se suponía que los progenitores de los astrocitos solo eran identificados por EGFP. Con este fin, se desarrolló el sistema rDIO5 , en el que la expresión de EGFP en función de hGFAP-Cre puede eliminarse en las neuronas mediante el uso de un promotor Dcx (un promotor temprano específico de neurona)31 dependiente de la activación de otro conjunto de ADN recombinasa y su secuencia de reconocimiento (Dre-rox) (Figura 2D, la secuencia de pPB-CAG-rDIO-EGFP se proporciona en el Archivo Suplementario 1)32, Artículo 33. El sistema rDIO se introdujo en el ratón Flt1-DsRed en E15 mediante electroporación en el útero, y los cortes se prepararon 24 h después. Como resultado, se observó que los progenitores de astrocitos positivos para EGFP migraban activamente a lo largo de los vasos sanguíneos (migración guiada por los vasos sanguíneos)5 (Figura 2E).

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Figura 1: Flujo de observaciones de lapso de tiempo de células marcadas por electroporación en el útero. (A) Se anestesia a una rata embarazada en una etapa apropiada y se abre la cavidad abdominal. El área quirúrgica se cubre con plástico estéril y hojas de papel estériles. Se exponen los cuernos uterinos y se inyecta a los embriones 1 μL de mezcla de plásmidos y se les aplican pulsos electrónicos. Se suturan la pared abdominal y la piel, y los ratones manipulados se colocan de nuevo en la jaula doméstica. (B) Las rodajas preparadas a partir de cerebros electroporados se colocan en el filtro del inserto de cultivo celular (6 rodajas como máximo) en un plato con base de vidrio. Los platos con base de vidrio que contienen lonchas se montan en una cámara de cultivo. Este sistema time-lapse tiene una cubierta acrílica que cubre todo el microscopio para mantener la temperatura a 37 °C. La cámara de cultivo, en la que se suministra gas mezclado humidificado, está equipada con una platina de microscopio dentro de la campana. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Observaciones de lapso de tiempo de neuronas y progenitores de astrocitos. (A) Método para el marcaje diferencial de neuronas (EGFP, verde) y progenitores de astrocitos (RFP, rojo), y una imagen representativa de un corte preparada 2 días después de la electroporación a 2 h del inicio de la imagen de lapso de tiempo (derecha). (B,C) Imágenes de lapso de tiempo de las celdas EGFP+ (B) y RFP+ (C) en el mismo campo objetivo que se muestran en (A) a la derecha desde las 2 h hasta las 21 h de observación. (B) Las trayectorias de las células migratorias de EGFP+ detectadas automáticamente por el software TrackMate se mostraron en magenta. (C) Las trayectorias de las células RFP+ se trazaron manualmente utilizando el software MTrackJ. Las células dobles positivas de EGFP/RFP, que se cree que son neuronas, se indican con flechas azules. (D) Estrategia de marcaje de progenitores de astrocitos utilizando el sistema rDIO en embriones de ratón Flt1-DsRed. (E) Resultado representativo de la migración guiada por vasos sanguíneos. Una célula (flecha) sobresalía por un proceso principal (punta de flecha) y migraba a lo largo del vaso sanguíneo que expresa DsRed (magenta) hacia la superficie pial. CP; placa cortical. IZ; zona intermedia. VZ; zona ventricular. Barras de escala: 200 μm (A-C), 50 μm (E). Esta figura es una adaptación de Tabata H. et al.5. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Neuronas (capas II/III)Progenitores de astrocitosSistema rDIO
(Marcaje específico de astrocitos)
pCAG-EGFP0,5 μg/μLpPB-CAG-LNL-EGFP0,5 μg/μLpPB-CAG-rDIO-EGFP0,5 μg/μL
o Ta1-EGFP (más específico para neuronas)0,5 μg/μLhGFAP-Cre0,75 μg/μLhGFAP-Cre0,75 μg/μL
pCAG-hyPBase0,5 μg/μLpDcx-Dre0,5 μg/μL
pCAG-hyPBase0,5 μg/μL

Tabla 1: Componentes representativos de la mezcla de plásmidos para cada objetivo. Los vectores EGFP pueden ser reemplazados por RFP equivalentes u otros vectores de expresión de proteínas fluorescentes. Para etiquetar los progenitores de astrocitos, se utiliza un sistema de vectores de transposones. Los vectores pPB son vectores de transposones PiggyBac para la integración del genoma. pCAG-hyPBase es un vector de expresión de transposasa de PiggyBac. LNL es un casete loxP-neo-loxP para la expresión dependiente de Cre. rDIO-EGFP es un casete de encendido/apagado dependiente de Cre-loxP y Dre-roxP de la expresión de EGFP. Para observar el fenotipo de ganancia o pérdida de función de los genes deseados, se pueden añadir vectores de expresión o vectores de derribo a 1 μg/μL. La concentración de estos vectores debe ajustarse en cada caso.

Ficha complementaria 1: Secuencias de plásmidos. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discusión

Este protocolo introdujo un método para la observación en lapso de tiempo de células derivadas de la VZ paleal (cortical). Para etiquetar las células migratorias de la VZ, utilizamos la electroporación en el útero, en la que las células individuales se marcaron claramente con una relación señal-ruido más alta que en el etiquetado mediado por vectores virales. Utilizando la electroporación intrauterina, cualquier tipo de vector en cualquier combinación puede introducirse fácilmente en las células gliales radiales (células madre neurales) en embriones vivos. Las neuronas y los progenitores gliales pueden ser marcados selectivamente utilizando diferentes promotores. Dado que el número de copias de plásmidos introducidos por electroporación in utero es alto, los estudios de ganancia y pérdida de función se pueden realizar fácilmente mediante coelectroporación de vectores de expresión de GFP y varios vectores relacionados con los genes de interés, como los vectores de expresión y los vectores de knockdown/knockout. Además, la electroporación intrauterina se puede utilizar para introducir vectores plásmidos en la VZ de varias regiones cerebrales distintas a la VZ cortical, lo que nos permite observar la migración de otros tipos celulares como las neuronas inhibidoras, los progenitores oligodendrocitos de las eminencias ganglionares 34,35,36 y las neuronas piramidales del hipocampo 37.

En los estudios de lapso de tiempo, los efectos de los experimentos de ganancia y pérdida de función en el comportamiento de las células se pueden evaluar utilizando el software TrackMate y MTrackJ. Muchos genes, incluidos los responsables de los trastornos del neurodesarrollo y las discapacidades intelectuales, están implicados en la migración neuronal. Los estudios de lapso de tiempo pueden revelar directamente cómo estos genes regulan el comportamiento de las células. En comparación con la migración neuronal, los mecanismos moleculares de la migración de las células gliales no se comprenden bien. Este método puede revelar no solo el desarrollo normal de las células gliales, sino también los factores genéticos y ambientales que pueden afectar el desarrollo glial y su relación con la enfermedad mental.

La limitación de este método es que depende inevitablemente del método de cultivo en corte in vitro . Curiosamente, las neuronas migratorias no pierden las señales direccionales para la migración hacia la superficie del cerebro, incluso en cortes cultivados in vitro. Sin embargo, los investigadores deben tener cuidado con los artefactos. Las celdas cerca de la superficie se unen al filtro y los bordes de las rodajas se deforman fácilmente. Estas células deben excluirse del análisis. Si es posible, se deben considerar experimentos de control. Es importante tener en cuenta que los cortes de cerebro recapitulan el desarrollo normal en aproximadamente 24 h. Por lo tanto, el momento de la preparación del corte desde la electroporación debe determinarse de modo que los eventos que se analizarán ocurran en esta ventana de tiempo. Para observar la transición multipolar-bipolar, las rodajas deben prepararse 2 días después de la electroporación. Para analizar la migración en el modo de locomoción, 3 días después es apropiado. La observación de la migración guiada por los vasos sanguíneos es una tarea más difícil que la de otros experimentos. Las células endoteliales se degradan fácilmente en rodajas sin flujo sanguíneo. Para minimizar la degradación de los vasos sanguíneos, las rodajas deben prepararse lo más rápido posible y mantenerse en un medio que contenga 20% de suero y 40% de gasO2 . Otros experimentos complementarios, como los análisis histológicos de cerebros fijos o la obtención de imágenes en vivo in vivo mediante microscopía de dos fotones, pueden reforzar las observaciones encontradas en los análisis de lapso de tiempo de corte.

En resumen, este método es la única opción para observar el comportamiento de las células durante 24 h. Con el desarrollo de nuevos vectores plásmidos, la gama de aplicaciones de este método se ampliará aún más en el futuro.

Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses.

Agradecimientos

El promotor de Tα1 es un regalo de P. Barker y F.D. Miller. El promotor Dcx es un regalo de Q. Lu. hGFAP-Cre fue un regalo de Albee Messing. El sistema vectorial de transposones PiggyBac fue proporcionado por el Instituto Sanger. Los ratones Flt1-DsRed fueron proporcionados por M. Ema (Universidad de Shiga). Este trabajo fue apoyado por JSPS KAKENHI (Subvención Número JP21K07309 a H. Tabata, JP20H05688 y JP22K19365 a K. Nakajima) y la Fundación de Ciencias Takeda, el Fondo Conmemorativo Keio Gijuku Fukuzawa para el Avance de la Educación y la Investigación, los Fondos de Desarrollo Académico Keio Gijuku para K. Nakajima.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Conjunto de tubo aspiradorDrummond2-040-000
Atipamezol (5 mg/mL)MeijiMepatia
AutoclipBecton Dickinson4276309 mm
B27 suplementoGibco17504-044
Butorfanol (5 mg/mL)MeijiVetorphale
Inserto de cultivo celularMilliporePICM ORG 50
Microscopio confocalNikon A1RHD25Equipado con una lente de larga distancia de trabajo (S Plan Fluor ELWD 20XC)
CryomoldTissue-Tek4566
Cámara de cultivoTokkenTK-NBCMPElectroporador a medida
NEPA GeneNEPA21
Fast GreenSigma-AldrichF7258
Mezclador de gasTokkenTK-MIGM01-02
PlatoIwaki3910-035El diámetro de la base de vidrio es de 27 mm
Capilares de vidrioNarishigeGD-1
HBS (2x)Sigma-Aldrich51558
HBSS(-)Wako084-08345
Unidad de calefacciónTokkenTK-0003HU20Hecho a medida, incluyendo campana y calentador
hGFAP-CreAddgene#40591Un regalo de Albee Messing
ImageJhttps://imagej.net/ij/
L-glutamina (200 mM)Gibco25030
Agarosa a baja temperatura de fusiónLonza50100
Medetomidina (1 mg/mL)MeijiMedetomin
MicroinyectorNarishigeIM-300
Midazolam (5 mg/mL)SandozMidazolam
MTrackJhttps://imagescience.org/meijering/software/mtrackj/
Medio neurobasalGibco21103-049
pCAG-hyPBaseEl ADNc de hyPBasa de pCMV-hyPBasa (un regalo del Instituto Sanger) se insertó en el promotor CAG de pCAGGS (un regalo de J. Miyazaki).
pDcx-DreEl promotor Dcx de Dcx4kbEGFP70 (un regalo de Q. Lu) se intercambió con el promotor CAG de pCAG-NLS-HA-Dre34 (un regalo de Pawel Pelczar, Addgene #51272).
Penicilina + estreptomicinaGibco15140122
Kit de purificación de plásmidosInvitrogenPureLink HiPure plásmido kit midiprep (K210005)
pPB-CAG-LNL-RFPCAG-LNL de pCALNL-DsRed (un regalo de Connie Cepko, Addgene #13769) y el ADNc TurboRFP (Evrogen, FP232) se insertaron en el sitio de clonación de pPB-CAG.EBNXN (un regalo del Instituto Sanger).
secuencia que contiene sitios de rox sintéticos, casete de DIO sintético y ADNc de EGFP de pEGFP-N1 (Clontech, U55762) en dirección inversa   se insertaron en el sitio de clonación de pPB-CAG.EBNXN (un regalo del Instituto Sanger). La secuencia se proporciona en el Archivo Complementario.
TiradorNarishigePN-31
StackRedun plugin para ImageJhttp://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/
Aguja de suturaNazmeC-24-521-R No.11/2 círculo, longitud 14 mm
Hilo de suturaNazmeC-23-B2Seda, tamaño 5-0
Ratones ICR (tipo salvaje) embarazadas cronometradas Ratón
TrackMatehttps://imagej.net/plugins/trackmate/index
Electrodo tipo pinzaBEX o NEPA Gene CUY650P5 
T&alfa; El ADNc de EGFP 1-EGFPde pEGFP-N1 (Clontech, U55762) se insertó en el flujo descendente del Tα 1 promotor en plásmido 253 (regalo de P. Barker y F.D.Miller)
Microtomo vibratorioLeica o ZeissMicrotomo de cuchilla vibratoria VT1000S o Hyrax V50.
base de vidrio El casete La ICR SLC de Japón

Referencias

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