Un modelo de aneurisma de aorta abdominal de ratón por infiltración periadventicial de cloruro de calcio y elastasa

Resumen

Este manuscrito presenta un protocolo para establecer un modelo de aneurisma de aorta abdominal en ratón utilizando cloruro de calcio y elastasa, combinando las ventajas de los métodos de modelado anteriores. Este modelo se puede utilizar para investigar los mecanismos fisiopatológicos subyacentes a los aneurismas de aorta abdominal.

Resumen

El aneurisma de aorta abdominal (AAA) es una enfermedad potencialmente mortal asociada con altas tasas de mortalidad. Se caracteriza por la dilatación permanente de la aorta abdominal con un aumento de al menos el 50% del diámetro arterial. Se han introducido varios modelos animales de AAA para imitar los cambios fisiopatológicos y estudiar los mecanismos subyacentes de AAA. Entre estos modelos, los modelos AAA inducidos por cloruro de calcio (CaCl₂) y elastasa se utilizan comúnmente en ratones. Sin embargo, estos métodos tienen ciertas limitaciones. La perfusión tradicional de elastasa pancreática porcina (EPP) intraluminal se asocia con una alta dificultad técnica y una alta tasa de ruptura, mientras que la administración periadventicial de EPP produce resultados inconsistentes. Además, el modelo AAA inducido por CaCl₂ carece de características humanas de AAA, como la aterotrombosis y la rotura del aneurisma. Por lo tanto, se ha propuesto la aplicación combinada de CaCl₂ y PPE como un enfoque para mejorar las tasas de éxito e inducir mayores aumentos de diámetro en modelos animales AAA. Este manuscrito presenta un protocolo completo para establecer un modelo de AAA de ratón mediante infiltración periaórtica de PPE y CaCl₂ en el segmento infrarrenal de la aorta abdominal. Siguiendo este protocolo, podemos lograr una tasa de formación de AAA de aproximadamente el 90% con simplicidad técnica y reproducibilidad. Otros experimentos ecográficos e histológicos confirman que este modelo reproduce eficazmente los cambios morfológicos y patológicos observados en el AAA humano.

Introducción

El aneurisma de aorta abdominal (AAA) se define como un aumento de diámetro de más del 50% o un diámetro aórtico máximo superior a 3 cm en la aorta abdominal. Esta afección representa una amenaza significativa para la vida, con una tasa de mortalidad de alrededor del 90% tras la rotura de un aneurisma ^1,2,3. Actualmente, la reparación quirúrgica abierta y la reparación aórtica endovascular (EVAR) son las únicas intervenciones disponibles para los pacientes con AAA ^4,5,6. Sin embargo, no hay pruebas suficientes para apoyar la efectividad de los tratamientos médicos en la inhibición de la formación de aneurismas o en la disminución de la tasa de crecimiento de la aorta abdominal en pacientes que no tienen indicaciones quirúrgicas⁷. Sin embargo, los tratamientos inespecíficos, como la vigilancia persistente del diámetro máximo del aneurisma, el control de la presión arterial, la terapia antiplaquetaria y las estatinas, se utilizan para reducir el riesgo de rotura súbita del aneurisma y los posibles eventos cardiovasculares y neurológicos tanto como sea posible. A pesar de esto, el papel de los medicamentos antiplaquetarios y las estatinas en la prevención de la rotura del aneurisma sigue siendo controvertido y requiere más estudios 5,7,8,9,10.

Un modelo animal estable de AAA es vital para investigar la patogénesis de AAA, y se han introducido numerosos métodos para establecer dicho modelo 11,12,13. Actualmente, se utilizan cloruro de calcio (CaCl₂), elastasa, angiotensina II (Ang II), xenoinjertos y modelos transgénicos para establecer modelos AAA en roedores 11,12,13. Entre estos, el Ang II es el más utilizado en ratones, mientras que el CaCl₂ y la elastasa también son ampliamente utilizados en ratones y ratas 11,12,13,14. El modelo AAA inducido por Ang II es el único modelo animal capaz de inducir aterosclerosis muy parecida a la patología AAA humana, que es simple y reproducible y evita la necesidad de laparotomía 11,12,13. Sin embargo, a diferencia de los modelos inducidos por CaCl₂ o elastasa, el sitio de los aneurismas inducidos por Ang II es incierto y frecuentemente observado en la aorta descendente o en la aorta abdominal suprarrenal, con mayor riesgo de rotura 11,12,13,14. La tasa de incidencia de aneurismas del modelo AAA inducido por Ang II en ratones con deficiencia genética puede ser tan alta como el 100%, mientras que solo el 39% de los ratones C57BL/6 desarrollaron aneurismas, y el tiempo y el costo económico de obtener ratones con deficiencia genética son altos^13,15.

Inicialmente introducido por Gertz et al., el CaCl₂ fue utilizado para inducir la formación de aneurismas en la arteria carótida y posteriormente modificado por Chiou et al. para establecer un modelo de AAA en ratones^16,17. Sin embargo, a pesar de su capacidad para inducir la ruptura de las fibras elásticas, la inflamación de los vasos y la degradación de la matriz extracelular, el CaCl₂ carece de varias características del AAA humano, como la aterotrombosis, el trombo intraluminal (ILT) y la rotura del aneurisma^12,18. Además, la tasa de formación y el porcentaje de aumento del diámetro de la aplicación de CaCl₂ periaórtico permanecen inestables^13,19. El modelo inicial de perfusión de elastasa pancreática porcina intraluminal (EPP) para inducir AAA fue desarrollado por Anidjar et al. en 1990, seguido por el reporte de Bhamidipati et al. sobre la infiltración periadventicial de EPP en un modelo murino^20,21. Hoy en día, la mayoría de los modelos animales de AAA inducidos por elastaso utilizan el protocolo de Bhamidipati debido a su viabilidad y naturaleza mínimamente invasiva. Sin embargo, es importante tener en cuenta que la tasa de incidencia y el diámetro máximo del AAA pueden variar y generalmente son más bajos que la perfusión intraaórtica del EPP. Además, los aneurismas inducidos por la aplicación periaórtica de elastasa presentan tendencia a la cicatrización espontánea 11,12,20,21,22,23.

Para abordar estas limitaciones, Tanaka et al. propusieron un enfoque combinado que involucró la perfusión intraluminal de EPP y la infiltración de CaCl₂ para establecer un modelo de AAA en ratas, que arrojó resultados satisfactorios²⁴. Además, Zhu et al. demostraron que el modelo PPE + CaCl₂ ofrece ventajas como mayores tasas de supervivencia y mayores tasas de formación de aneurismas en comparación con el grupo PPE único y el grupo PPE + BAPN²⁵. Este enfoque combinado también exhibe una buena estabilidad y reproducibilidad. Además, Bi et al. establecieron con éxito un modelo AAA de conejo mediante la combinación de CaCl₂ periaórtico e incubación con elastasa. La tasa de dilatación promedio fue del 65,3% ± del 8,9% el día 5, que aumentó aún más al 86,5% ± al 28,7% el día 15 y aumentó significativamente al 203,6% ± 39,1% el día 30²⁶. Sin embargo, actualmente no existe literatura que informe sobre la inducción de AAA en roedores mediante la combinación de CaCl₂ periaórtico y aplicación de elastasa.

Este manuscrito presenta un protocolo estándar para establecer un modelo murino de AAA mediante el uso combinado de CaCl₂ periadventicial e infiltración de elastasa. En las secciones siguientes se detallan los procedimientos quirúrgicos y se presentan resultados representativos del modelo murino AAA.

Protocolo

El protocolo de experimentación con animales cumplió con la Guía del Instituto Nacional de Salud para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (NIH Pub No. 86/23, 1985) y fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Hospital de China Occidental, Universidad de Sichuan (Aprobación Número 202311300012). Para este estudio se utilizaron ratones machos C57/B6J de ocho a diez semanas de edad. Los detalles de los reactivos y equipos utilizados se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación preoperatoria

1. Obtener los animales y alimentarlos con una dieta normal de comida con agua limpia en condiciones estándar (temperatura 24 °C, humedad 40%-50%, ciclo de luz-oscuridad de 12 h).
2. Corta una almohadilla de algodón en tiras de 40 mm x 4 mm y etirízala junto con tijeras, pinzas y otros equipos quirúrgicos.
3. Coloque el animal en la cámara de inducción de la máquina de anestesia y utilice isoflurano al 3%-3,5% para inducir rápidamente la anestesia (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente). Además, recete butorfanol (1 mg/kg, inyección intramuscular) como medicamento preventivo para la analgesia.
   1. Retire el ratón de la cámara cuando ya no responda a la estimulación del dolor, luego coloque una máscara en el ratón y mantenga la profundidad de la anestesia con isoflurano al 1%-1,5%. Controle la frecuencia respiratoria y la profundidad cada 5-10 minutos.
4. Coloque el ratón en posición supina sobre la almohadilla térmica, use cinta adhesiva para inmovilizar las extremidades y aplique ungüento para los ojos para evitar la sequedad.
5. Use una afeitadora eléctrica o una loción depilatoria para eliminar completamente el vello en el área abdominal, luego desinfecte esta área con povidona yodada e hisopos de algodón empapados en etanol con movimientos circulares al menos tres veces.

2. Procedimiento quirúrgico

1. Coloque el ratón bajo un microscopio estereoscópico. Utilice unas tijeras para hacer una incisión longitudinal de aproximadamente 2-2,5 cm a lo largo de la línea media del abdomen.
2. Ingrese a la cavidad peritoneal a través de la línea alba (abordaje transabdominal), coloque un retractor para exponer la cavidad peritoneal y empaque los intestinos y el colon en la mitad derecha del abdomen con una gasa normal empapada en solución salina.
3. Realizar la separación roma del tejido conectivo y adiposo adyacente a la aorta abdominal infrarrenal y a la vena cava inferior (VCI) utilizando fórceps e hisopos de algodón. Diseccionar suavemente la aorta abdominal y exponer el espacio entre la aorta abdominal y el psoas mayor suprayacente, como se mencionó anteriormente²⁵.
   1. Inserte las tiras de almohadilla de algodón esterilizadas en ese espacio, teniendo mucho cuidado de no dañar la arteria o vena lumbar. No es necesario aislar la aorta abdominal de la VCI.
4. Remojar la bola de algodón con CaCl₂ 0,9 M y colocarla sobre la adventicia de la aorta abdominal durante 15 min. Utilice una gasa esterilizada para cubrir la cavidad abdominal durante el proceso de infiltración.
5. Retire suavemente la bola de algodón empapada en CaCl₂ y lave el segmento infiltrado con solución salina al 0,9%.
6. Diluya la elastasa a 2 mg/mL (8 U/mL) con ddH₂O. Use una jeringa de insulina para aplicar 50 μL de elastasa diluida en el segmento infrarrenal de la aorta abdominal y envuelva las tiras de algodón para cubrir la aorta abdominal y la VCI. Utilice una gasa esterilizada para cubrir la cavidad abdominal durante el proceso de infiltración. En el grupo Sham, use solución salina normal al 0,9% para reemplazar el CaCl₂ y el EPP.
7. 15 minutos después, retire con cuidado las tiras de gasa y almohadilla de algodón. Mueva los intestinos y el colon a sus posiciones originales, cubra la aorta tratada con el mesenterio y humedezca los intestinos para evitar la adhesión.
8. Cierre la capa muscular y la piel por separado con una sutura de polipropileno no absorbible 6-0. Desinfectar el área quirúrgica con povidona yodada y etanol.
9. Coloque el mouse en una almohadilla térmica y controle su estado respiratorio hasta que recupere la conciencia. Registre el tiempo de operación y el número de animales de experimentación. Prescribir carprofeno (5 mg/kg, por vía subcutánea) como analgesia postoperatoria durante al menos 3 días después de la cirugía, según recomendación veterinaria.

3. Examen ecográfico

1. 21 días después de la cirugía, realizar una ecografía para evaluar la tasa de incidencia de AAA.
2. Anestesiar al ratón (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente) y retirar el vello abdominal como se ha descrito anteriormente.
3. Coloque el mouse en la almohadilla térmica de la máquina de ultrasonido para roedores. Aplique acoplante ultrasónico en el abdomen y mida el diámetro máximo del aneurisma y el diámetro del segmento normal de la aorta abdominal.
   1. Calcular el aumento del porcentaje de la aorta abdominal infrarrenal. El criterio para la formación exitosa de AAA es que el diámetro máximo del AAA haya aumentado en un 50% o más en comparación con el diámetro del segmento normal de la aorta abdominal infrarrenal.
4. Use una servilleta para limpiar el acoplante ultrasónico restante después del examen y coloque el mouse en la almohadilla térmica hasta que se haya recuperado por completo.

4. Extracción de aorta abdominal y experimentos patológicos

1. Sacrificar el ratón por sobredosis de isoflurano al día siguiente de la ecografía (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente).
2. Abrir las cavidades torácica y abdominal y realizar perfusión con 1x PBS a través del ventrículo izquierdo hasta que los pulmones y el hígado se vuelvan blancos, siguiendo el procedimiento descrito en la literatura previa²⁷.
3. Utilice un calibrador digital para medir el diámetro externo de la aorta infrarrenal. Extraer la aorta abdominal infrarrenal bajo un microscopio estereoscópico y almacenar el vaso en paraformaldehído al 4% durante 24-48 h.
4. Extirpar el tejido conectivo y adiposo que rodea la aorta abdominal. Incrustar la aorta en parafina para preparar las secciones, cortándolas en rodajas de 3-5 μm como se ha descrito anteriormente^18,28.
5. Realice la tinción con hematoxilina y eosina (H&E), tricrómico de Masson y Elastic-Van Gieson (EVG) en las rodajas desparafinadas utilizando los kits de tinción respectivos de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
   1. Analice la estructura de los vasos y la inflamación con tinción de H&E, observe la degradación de la matriz extracelular (MEC) y las fibras de colágeno con la tinción tricrómica de Masson, y examine las fibras elásticas con la tinción de EVG.

Resultados

En este estudio, se incluyeron y asignaron aleatoriamente un total de 24 ratones: 12 en el grupo Sham y 12 en el grupo PPE + CaCl₂ , respectivamente. Todos los datos se presentan como medias ± desviaciones estándar, a menos que se indique lo contrario. El tiempo medio de operación fue de 55,67 min ± 4,08 min. No hubo muertes intraoperatorias ni roturas de aneurismas, y la tasa de supervivencia a los 21 días después de la cirugía fue del 100%. No se observaron adherencias intestinales graves ni complicaciones relacionadas con la disección de la aorta abdominal.

En el grupo PPE + CaCl₂ , 11 de 12 ratones (91,67%) desarrollaron AAA a los 21 días después de la cirugía, mientras que no se observó formación de aneurisma en el grupo Sham. El diámetro interno máximo promedio de la aorta abdominal infrarrenal fue de 1,29 mm ± 0,18 mm en el grupo PPE + CaCl₂ , en comparación con 0,50 mm ± 0,04 mm en el grupo Sham. El aumento porcentual promedio del diámetro interno de la aorta abdominal infrarrenal en el grupo PPE + CaCl₂ fue del 99,50% ± del 25,42%. El diámetro máximo medio de la aorta infrarrenal externa fue de 1,49 mm ± 0,19 mm en el grupo PPE + CaCl₂ , frente a 0,61 mm ± 0,04 mm en el grupo Sham.

En la Figura 1A,B se mostraron imágenes representativas de la aorta abdominal en los grupos Sham y PPE + CaCl₂ bajo microscopio estereoscópico y ultrasonido. En la Figura 1C,D se presentan los resultados del análisis estadístico del diámetro interno y externo máximo de la aorta abdominal infrarrenal promedio en los grupos PPE + CaCl₂ y Sham. El examen histológico adicional con tinción de H&E reveló engrosamiento de la pared aórtica e infiltración de células inflamatorias en el grupo PPE + CaCl₂, mientras que la tinción tricrómica de Masson mostró degradación de la matriz extracelular y depósito de fibras de colágeno en la pared de la aorta. La tinción con EVG demostró la ruptura de la fibra elástica (Figura 1E).

Figura 1: Resultados del modelo AAA de ratones establecido por CaCl₂ periadventicio e infiltración de elastasa. (A) Imágenes representativas de la aorta abdominal normal y AAA bajo microscopio estereoscópico. (B) Ecografía transversal y longitudinal de la aorta abdominal en el grupo Sham y PPE + CaCl₂ . (C) Análisis estadístico del diámetro interno máximo de la aorta abdominal infrarrenal en el grupo Sham y PPE + CaCl₂ , ****p < 0,0001. (D) Comparación del diámetro de la aorta infrarrenal externa del grupo Sham y EPP + CaCl₂ , ****p < 0,0001. (E) Imágenes de tinción de H&E, Masson y EVG de la aorta abdominal. Barras de escala: 50 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

La investigación de los mecanismos moleculares del AAA requiere un modelo animal estable. En consecuencia, se han establecido numerosos modelos animales de AAA desde su desarrollo inicial por Economou et al. en la década de 1960²⁹. Entre estos modelos, el CaCl₂ se emplea con frecuencia en roedores debido a su rentabilidad, simplicidad técnica y reproducibilidad confiable. Sin embargo, se ha demostrado que la infiltración perivascular de CaCl₂ es inestable en el establecimiento de AAA. Bi et al. y Freestone et al. informaron que solo alrededor del 60% de las ratas desarrollaron AAA, incluso cuando el criterio para la formación de AAA se definió como un aumento del 20% en comparación con el segmento normal de la aorta abdominal. Ambos estudios observaron que no se observó formación de aneurisma después de una sola incubación periaórtica de 0,5 mol/L de CaCl₂ durante 20 min 13,19,26,30.

Además, actualmente no existe consenso en la literatura existente sobre la concentración óptima de infiltración de CaCl₂, el tiempo de exposición y la duración del seguimiento¹¹. Como tal, el modelo AAA inducido por elastaso se erige como el segundo modelo de roedores más utilizado para estudiar el AAA. Sin embargo, la infusión de EPI intraaórtico se asocia con altas tasas de mortalidad perioperatoria y postoperatoria, de hasta el 40%. Además, se han observado notables discrepancias de género en el modelo AAA inducido por PPE, con ratones hembra que exhiben un aumento porcentual mucho menor en el diámetro aórtico en comparación con sus contrapartes masculinas 11,20,25,31,32,33.

Para abordar estas limitaciones, se introdujo una versión modificada del modelo AAA inducido por elastasa que involucra la infiltración perivascular de elastasa como una alternativa factible y menos invasiva. Sin embargo, cabe destacar que la tasa de formación de aneurismas y el diámetro con este abordaje fueron menos estables que con la perfusión intraluminal^de EPP 11,12,21,22^. Por lo tanto, los investigadores propusieron una combinación de CaCl₂ periadventicial e incubación de elastasa para establecer AAA en conejos, que ha demostrado ser simple, efectiva y reproducible²⁶.

Mientras tanto, otro estudio estableció un modelo AAA en ratas combinando la perfusión de PPE y la incubación de CaCl₂ , demostrando que el modelo PPE + CaCl₂ tiene altas tasas de supervivencia, altas tasas de formación de aneurismas y buena reproducibilidad²⁵. Sin embargo, actualmente no existe literatura sobre cómo usar la infiltración periaórtica PPE + CaCl₂ para establecer AAA en ratones y sus resultados.

Este artículo indica que la tasa de incidencia de AAA y el porcentaje de aumento del diámetro de la aorta con este protocolo se mantuvieron estables sin muertes perioperatorias, como lo confirmaron los exámenes ecográficos e histológicos. Además, este protocolo induce eficazmente cambios morfológicos y patológicos similares a los observados en el AAA humano. Además, el tiempo medio de funcionamiento de este protocolo se limitó a menos de 1 h, incluyendo 15 min de infiltración de CaCl₂ y 15 min de incubación de EPP. Este protocolo quirúrgico es robusto y de fácil implementación, utilizando materiales fácilmente disponibles. Estas ventajas sugieren su potencial aplicación en futuros proyectos de investigación básica.

Existen discrepancias en la tasa de desarrollo de aneurismas en modelos animales de AAA inducidos por PPE o CaCl₂, y los modelos actuales inducidos químicamente no pueden garantizar una tasa de éxito del 100% en el establecimiento de AAA 11,12,13. A pesar de que los cambios patológicos asociados con el AAA, como inflamación crónica, grosor de la íntima/media, ruptura elástica, calcificación y trombo intraluminal, pueden observarse después de la infiltración de EPP o CaCl₂, la dilatación de la aorta o la formación de un aneurisma pueden tender a sanar espontáneamente porque el período de aplicación química es limitado y no proporciona actividad continua una vez que el estímulo se detiene^{12. Artículo 23}. Además, el procedimiento quirúrgico para establecer el AAA no puede estandarizarse por completo, lo que puede provocar variaciones en el grado de exposición de la aorta abdominal, lo que puede afectar la formación de aneurismas. Sin embargo, incluso en ratones en los que el modelado no tuvo éxito, el diámetro de la aorta abdominal todavía exhibió una expansión significativa del 44%, lo que indica que este método puede inducir un agrandamiento considerable en la aorta abdominal, aunque no siempre cumple con los criterios diagnósticos para el aneurisma de aorta abdominal.

De particular importancia, hay varios pasos cruciales involucrados en este protocolo. En primer lugar, es imperativo exponer adecuadamente la aorta abdominal infrarrenal durante el establecimiento del modelo AAA de ratón. Maximizar la separación del tejido conectivo y adiposo que rodea la aorta abdominal facilita una mejor infiltración de CaCl₂ y elastasa en la capa media de la aorta abdominal infrarrenal, aumentando así la tasa de formación de aneurismas²². Además, puede ser más fácil separar el tejido conectivo y adiposo después de la infiltración de CaCl₂. Por lo tanto, si la disección inicial del tejido circundante no es satisfactoria, es aconsejable continuar separando el tejido conectivo adyacente a la aorta abdominal después de la infiltración de CaCl₂. Sin embargo, exponer la aorta abdominal conlleva riesgos inherentes de dañar la arteria y la vena lumbar, lo que puede provocar sangrado grave y resultados fatales durante o después de la cirugía. Por lo tanto, se debe tener la máxima precaución al eliminar el tejido conectivo y adiposo alrededor de la aorta abdominal. Otro paso importante en este protocolo consiste en la separación de la aorta abdominal de la vena cava inferior (VCI). Estudios previos y hallazgos experimentales indican consistentemente que la disección o no de la VCI de la aorta abdominal no tiene impacto en la formación de aneurismas, lo que lo hace innecesario para este procedimiento^18,22.

Este estudio tiene varias limitaciones. En primer lugar, carece de datos de referencia sobre la tasa de incidencia de aneurismas y cambios patológicos en la aorta abdominal en varios momentos. Además, no evaluó los niveles de biomarcadores importantes implicados en el desarrollo de AAA, como MMP2, MMP9, TIMP1 y SMA. En segundo lugar, este método no se ha utilizado previamente en ratones y carece de comparaciones transversales con otros modelos comúnmente utilizados, especialmente aquellos que involucran EPI o CaCl₂ solo, para evaluar la formación de aneurismas y las características patológicas. En tercer lugar, el AAA inducido por este método carece de varias características del AAA humano, incluyendo la aterosclerosis y la trombosis intramural. Además, las concentraciones de CaCl₂ y elastasa utilizadas en este método, así como el tiempo de infiltración, difieren ligeramente de los empleados en estudios previos. Los autores pretenden abordar estas cuestiones a través de investigaciones experimentales en futuros estudios.

Otra limitación de este protocolo es su aplicabilidad a modelos animales más grandes, como porcinos o caninos. Actualmente, los agentes químicos individuales como la elastasa, la colagenasa o el CaCl₂ no han demostrado la capacidad de inducir una dilatación del 50% de la aorta abdominal en no roedores, a excepción de los conejos. Solo las combinaciones de productos químicos y angioplastia u otros procedimientos quirúrgicos han mostrado potencial para inducir la formación de aneurismas en perros y cerdos^11,34. Investigaciones anteriores también han indicado que los aneurismas mostraron signos de regeneración durante un seguimiento de 5 meses en un modelo de conejo AAA inducido por elastasa³⁵. Aunque Bi et al. demostraron la inducción de AAA en conejos utilizando este protocolo, se necesitan más estudios para determinar su validez y resultados a largo plazo en cerdos o perros²⁶.

La última limitación se refiere a la inclusión solo de ratones machos, ya que la inducción de AAA en ratones hembra que utilizan elastasa se ha asociado con menores tasas de formación de aneurismas y porcentaje de dilatación aórtica 11,13,33,36. Sin embargo, los estudios de Xue et al. han demostrado que la aplicación perivascular de elastasa sola resultó en una tasa de incidencia del 90% de AAA en ratones hembra. Esto sugiere que este protocolo también puede ser efectivo en ratones hembra²², aunque se necesitan más estudios para confirmar su eficacia. También es importante tener en cuenta que el daño a la estructura del vaso y a las fibras elásticas ocurre solo en el lado infiltrado por CaCl₂ y elastasa, y no aparecen cambios patológicos en el lado adyacente a la vena cava inferior (IVC) debido a su proximidad. Sin embargo, como se mencionó anteriormente, estos factores no influyen en la tasa de incidencia de AAA ni en el aumento porcentual del tamaño de la aorta abdominal durante el desarrollo de AAA.

En conclusión, este manuscrito presenta un modelo de AAA de ratón novedoso, seguro, estable y reproducible que demuestra una alta tasa de incidencia de AAA, dilatación significativa de la aorta abdominal y cambios fisiopatológicos similares a los observados en el AAA humano. A pesar de sus limitaciones, este modelo de ratón AAA tiene un gran potencial para investigar los mecanismos moleculares subyacentes al AAA y para desarrollar enfoques terapéuticos eficaces para los pacientes con esta enfermedad.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Máquina de anestesia	RWD	R550
Butorfanol	Jiangsu Hengrui Pharmaceutical Co., Ltd	220608BP	1ml: 1mg
C57BL/6JGpt Ratones machos	GemPharmatech	N000013
Cloruro de calcio	Sigma Aldrich	C4901	100 g
Carprofeno	MCE	HY-B1227	100 mg
Chow Diet	Dossy Animales de Experimentación Co.Ltd
Calibrador Digital Greener		IP54
Etanol	Jinhe Pharmaceutical Co.Ltd	539682	75%/500 mL
EVG Kit de tinción	Solarbio	G1597
GraphPad Prisma	Graphpad		Ver 9.0.0
H& E Kit de tinción	Servicebio	G1076
Jeringa de insulina	BD	2143420
Isoflurano	RWD	R510-22-4	100 mL
Kit de tinción Masson Servicebio		G1006
Solución salina normal	Servicebio	G4702	500 mL
Paraformaldehído	Biosharp	BL539A	4%/500 mL
PBS, 1x	Servicebio	G4202	500 mL
Elastasa pancreática porcina	Sigma Aldrich	E1250	100 mg
Povidina Yodada	Yongan Farmacéutica Co.Ltd		5%/100 mg
Sutura de polipropileno Prolene	Ethicon LLC	8709H
Sistema de ultrasonido para roedores	Microscopio	Vevo 3100LT
	Olympus	SZ61
Ultrasónico	Acoplante Keppler	KL-250	250 g