El epitelio pigmentario de la retina (EPR) actúa como una barrera crucial entre la coroides y la retina, promoviendo la salud y la función de los tipos de células de la retina, como los fotorreceptores. En este trabajo se describe un protocolo sencillo y eficaz para el aislamiento y cultivo de EPR murino adulto.
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Artículo de método
Un método simplificado para el aislamiento y cultivo de células epiteliales pigmentarias de la retina de ratones adultos
En este artículo
Resumen
Resumen
Las células epiteliales pigmentarias de la retina (EPR) son fundamentales para el correcto funcionamiento de la retina. La disfunción del EPR está implicada en la patogénesis de importantes enfermedades de la retina, como la degeneración macular relacionada con la edad, la retinosis pigmentaria y la retinopatía diabética. Presentamos un enfoque simplificado para el aislamiento del EPR de los ojos de adultos murinos. A diferencia de los métodos informados anteriormente, este enfoque permite el aislamiento y el cultivo de EPR de alta pureza a partir de ratones adultos. Este método simple y rápido no requiere una gran habilidad técnica y se puede lograr con herramientas y reactivos científicos básicos. El EPR primario se aísla de ratones de fondo C57BL/6 de 3 a 14 semanas de edad mediante la enucleación del ojo seguida de la extirpación del segmento anterior. La tripsinización enzimática y la centrifugación se utilizan para disociar y aislar el EPR de la copa ocular. En conclusión, este enfoque ofrece un protocolo rápido y eficaz para la utilización del EPR en el estudio de la función y la enfermedad de la retina.
Introducción
El epitelio pigmentario de la retina (EPR) es una monocapa celular especializada que recubre la membrana de Bruch ubicada entre los fotorreceptores y la coroides1. Las células EPR desempeñan un papel fundamental en el correcto funcionamiento de la retina. Las células EPR transportan glucosa y vitamina A a los fotorreceptores, promueven la visión mediante la reisomerización de todo el retinal trans en retinal 11-cis y mantienen los segmentos externos del fotorreceptor a través de la fagocitosis de los segmentos externos desprendidos, eliminan el agua del espacio subretiniano, forman la barrera hematorretiniana externa a través de la presencia de uniones estrechas y secretan factores de crecimiento neurotrópico (como el factor derivado del epitelio pigmentario, y Factor Básico de Crecimiento de Fibroblastos) que apoyan los fotorreceptores2. La disfunción de las células EPR está involucrada en la patogénesis de diversas retinopatías, incluyendo la degeneración macular relacionada con la edad, la retinosis pigmentaria y la retinopatía diabética 3,4,5. Los estudios in vitro con células EPR son fundamentales para mejorar nuestra comprensión de la patogénesis de estas enfermedades. Las células primarias del EPR son las preferidas para estos estudios, ya que las líneas celulares del EPR, aunque están fácilmente disponibles, carecen de las características clave de las células primarias del EPR.
Mientras que varias especies se han utilizado como fuentes de células primarias de EPR, los ratones tienen la ventaja de utilizar modificaciones genéticas para ayudar a comprender la patogénesis de las retinopatías. Los protocolos previamente descritos para aislar células EPR de roedores requieren el uso de animales neonatos, son largos, requieren habilidad técnica o no son adecuados para el cultivo 6,7,8,9,10,11,12. Describimos un método simple y rápido para aislar células EPR de ratones adultos que producen cultivos altamente puros de estas células.
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Protocolo
El uso de sujetos animales en este estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Case Western Reserve.
1. Preparación de reactivos
- Prepare el medio tampón de lavado complementando la solución salina equilibrada de Hank (HBSS), sin calcio, sin magnesio, sin rojo fenol con 10 mM de solución tampón HEPES. Mantener la solución a 4 °C hasta su uso.
- Prepare el medio RPE complementando el Medio de Águila Modificado de Dulbecco con 4,5 g/L de glucosa, 1,25x GlutaMAX Supplement (concentración de stock 100x o 200 mM; concentración final de 2,5 mM L-glutamina), con 10% de suero fetal bovino, 1% de penicilina/estreptomicina y 1x Solución de Aminoácidos No Esenciales MEM (100x). Antes de usar, precaliente el medio a 37 °C en un baño de agua.
2. Extracción del ojo del ratón
- En este estudio se utilizó la eutanasia del ratón, preferiblemente de 3 a 14 semanas de edad, utilizando un método de eutanasia aprobado por la IACUC (dislocación cervical bajo anestesia con un cóctel de ketamina/xilacina a 0,1 mL por 20 g de ratón [87,5 mg/kg de ketamina y 12,5 mg/kg de xilacina]).
NOTA: Los ojos recolectados de ratones más jóvenes facilitarán un aumento de la producción de células epiteliales pigmentarias de la retina con el tiempo y extenderán la capacidad de pasos sucesivos. - Coloque el ratón de lado con el ojo orientado hacia arriba.
- Coloque el dedo índice y el pulgar por encima y por debajo del ojo, respectivamente. Aplique suavemente presión sobre la estructura ósea que rodea el ojo para inducir la protrusión del globo ocular.
- Inserte la punta de las tijeras ligeramente abiertas debajo del ojo y gire suavemente la muñeca lejos del ojo 90° hasta que el ojo se desprenda de la cuenca.
NOTA: No cierre las tijeras para cortar el ojo o el nervio óptico, ya que dificultará la disección de la copa del ojo. - Coloque inmediatamente y enrolle el ojo en etanol al 70% durante no más de 5 s antes de transferirlo a un medio tampón de lavado mantenido en hielo.
- Bajo un microscopio de disección, transfiera un ojo a la vez a una placa de Petri llena de tampón de lavado y tiras de gasa empapadas.
- Estabilice el ojo sujetando el nervio óptico con pinzas. Realice suavemente una incisión a nivel de la ora serrata con un bisturí quirúrgico de 3,00 mm a 45° o una hoja de afeitar de 0,009".
- Con las tijeras Vannas, inserte suavemente la tijera en la incisión y corte alrededor de la circunferencia de la ora serrata hasta que el segmento anterior y el vítreo puedan extraerse y desecharse.
- Despegue suavemente la retina del ocular con pinzas atadas, con cuidado de no alterar la capa de EPR.
NOTA: Para que la retina sea más fácil de extraer, llene una pipeta de transferencia con medio tampón de lavado y aplíquela cuidadosamente en los bordes del ocular para levantar suavemente la retina. - Finalmente, retire el nervio óptico y el exceso de tejido conectivo del ocular con unas tijeras. Tenga cuidado de no perforar el ocular.
3. Aislamiento del EPR primario
- Transfiera el ocular a un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL que contenga 1 mL de tripsina al 0,25 % + EDTA al 0,02 %.
NOTA: Se pueden agregar dos oculares a una alícuota de tripsina-EDTA para aumentar el rendimiento de RPE cultivable. - Transfiera los tubos de la microcentrífuga a un baño de agua a 37 °C e incube durante 10 minutos. Cada 2 minutos, retire los tubos del baño de agua y golpee firmemente la parte inferior del tubo 40 veces sobre la encimera.
- Después de 10 minutos, rompa suavemente el ocular mecánicamente con una pipeta serológica P1000 o de 2 ml pipeteando hacia arriba y hacia abajo no más de 3 veces.
NOTA: La fragmentación de las hojas de RPE es esencial ya que las hojas grandes no se adherirán correctamente. - Neutralice la tripsina inmediatamente colocando las láminas de EPR desprendidas, pero no el ocular, sobre 0,5 ml de suero fetal bovino (FBS) en un tubo cónico de 15 ml.
- Además, diluya la tripsina colocando 3 mL de medios de RPE gota a gota sobre las capas de hojas de FBS y RPE.
- Centrifugar el RPE a 340 x g durante 3 min.
- Deseche el sobrenadante y vuelva a suspender las células en una cantidad adecuada de medio RPE para una placa de 24 pocillos (1,9 cm2/pocillo) o una placa de 48 pocillos (0,75 cm2/pocillo).
NOTA: El EPR se puede colocar en placas de pocillos recubiertas con proteínas de la matriz extracelular, específicamente laminina, colágeno IV o fibronectina, para aumentar la adherencia11. El EPR también se puede resuspender en 1 ml de medio EPR y colocarse en capas en un gradiente de separación de densidad del 40% para aislar aún más las células de EPR puro. Además, girar la placa a 340 x g durante 3-5 min puede aumentar la adhesión celular13. - Incubar a 37 °C con 5% de CO2.
4. Cultivo de RPE
- No interrumpa el EPR aislado durante al menos 3 días. Después de 72 h, retire suavemente el medio viejo y reemplácelo con medios nuevos y precalentados.
- Cambiar el medio cada 48 h después de los 3 primeros días.
- Una vez que las células alcancen la confluencia, pase las células usando 0.25% de tripsina + 0.02% de EDTA y reduzca el FBS en el medio RPE al 2%.
NOTA: Anteriormente se informó que los EPR primarios comienzan a desdiferenciarse después de 5-7 pases y comenzarán a perder su forma hexagonal y pigmentación14.
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Resultados
El protocolo descrito se ha utilizado en ratones de fondo C57BL/6. El género no parece cambiar la capacidad de cultivar EPR. Los ratones de menos de 6 semanas producen hojas de RPE limitadas en comparación con los ratones más viejos, y es posible que se necesiten más ojos para alcanzar una confluencia óptima. Después del aislamiento, las células del EPR tardan aproximadamente 3 días en estabilizarse y adherirse a la placa de cultivo celular. Aproximadamente 24 h después del aislamiento, las células redondas y pigmentadas...
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Discusión
En este artículo, hemos esbozado un protocolo simplificado para el aislamiento y cultivo del epitelio pigmentario de la retina murina. Las células EPR aisladas de los ojos de ratones adultos expresaron un marcador específico de EPR, RPE65, y un marcador de unión intercelular, ZO-1. Además, las células cultivadas se desarrollaron en láminas hexagonales pigmentadas durante el cultivo.
Anteriormente se han publicado varios métodos para el aislamiento de EPR en roedores
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Divulgaciones
No hay divulgaciones financieras o no financieras relevantes.
Agradecimientos
La investigación reportada en esta publicación fue apoyada por NIH Grants R01EY018341 and R01EY019250 (C.S.S.), NIH Grant F31EY035156 (A.H.) y P30 EY011373. La organización financiadora no participó en el diseño ni en la realización de esta investigación.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 0.009 RD Cuchillas de un solo filo | Personna | 941202 | |
| Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) | Corning | 10-013-CV | con 4,5 g/L de glucosa, L-glutamina, piruvato de sodio |
| Suero fetal bovino | Corning | 35010CV | |
| GlutaMAX, 100x | Gibco | 35050061 | |
| Hank's Solución salina equilibrada | Gibco | 14175095 | sin calcio, sin magnesio, sin rojo fenol |
| Solución tampón HEPES (1M) | Gibco | 15630106 | |
| MEM Aminoácidos no esenciales, 100x | Gibco | 11140050 | |
| Micro-Unitome Knife | BVI Beaver | 377546 | |
| Solución de penicilina-estreptomicina, 100x | Corning | 30-002-CI | |
| Falcon | 08-772-1 | de 24 o 48 pocillos | |
| Corning | 35-010-CV | ||
| Tripsina-EDTA (0.25%) | Gibco | 25200056 | con rojo fenol |
| Tijeras Vannas | Fine Science Tools | 10091-12 |
Referencias
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Reimpresiones y permisos
