Este protocolo describe la aplicación de la técnica quirúrgica utilizada para transferir embriones de cerdo clonados mediante laparotomía en primerizas.
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Artículo de método
Cirugía de Transferencia Embrionaria por Laparotomía en Primerizas
En este artículo
Resumen
Resumen
Este protocolo tiene como objetivo demostrar la técnica quirúrgica para transferir embriones de cerdo clonados al oviducto, un método ampliamente utilizado en la producción de cerdos modificados genéticamente para investigación biomédica. Nueve primerizas se sometieron a sincronización hormonal y laparotomía para la transferencia de embriones clonados producidos por transferencia nuclear de células somáticas (SCNT) en etapas de hasta 4 células en el día 2 al oviducto. El diagnóstico gestacional se realizó mediante ecografía a los 30 días de la cirugía de transferencia. Seis de las nueve cerdas jóvenes operadas mostraron signos de embarazo en el examen de ultrasonido. Sin embargo, como no hubo progresión en el desarrollo fetal evaluado por ecografía, las primerizas se sometieron a una necropsia a los 60 días para la recolección de material biológico y la evaluación del sistema reproductivo. Se observaron adherencias en los cuernos uterinos, los ovarios y los oviductos. A partir de la luz uterina de dos de las primerizas sacrificadas, se obtuvieron una y cuatro estructuras embrionarias con edades gestacionales que oscilaron entre los 12 y los 20 días. A pesar de la ausencia de lechones vivos, probablemente atribuida a la baja tasa de eficiencia de la transferencia de embriones de cerdo clonados, que está influenciada por varios factores, incluido el número y la calidad de los embriones transferidos, la técnica quirúrgica presentada demostró ser rápida y segura.
Introducción
Los cerdos son un excelente modelo experimental para la investigación biomédica debido a sus similitudes anatómicas, fisiológicas y genéticas con los humanos1. Estos animales se han utilizado a menudo en investigaciones relacionadas con los xenotrasplantes, con la intención de producir órganos, células o tejidos que promuevan un bajo riesgo de rechazo cuando se trasplantan a humanos. La investigación en xenotrasplantes tiene como objetivo aumentar la oferta de órganos para trasplante humano, reduciendo así la lista de espera de pacientes2.
La producción de cerdos para xenotrasplantes implica varias etapas, incluida la producción de clones a partir de células porcinas editadas genéticamente. Después de la producción in vitro de embriones clonados genéticamente modificados, los embriones se transfieren al sistema reproductivo de una cerda con un ciclo estral sincronizado para preparar la fisiología uterina para la recepción y gestación del nuevo conceptus3.
La transferencia de embriones en cerdos puede realizarse por métodos no invasivos o invasivos4. Entre los métodos no invasivos se encuentra la transferencia transcervical, que no requiere ninguna intervención quirúrgica. Sin embargo, este método se limita a la transferencia de embriones en etapas posteriores de desarrollo (es decir, etapas de mórula o blastocisto) y no permite la determinación precisa del sitio de inserción del catéter o la deposición embrionaria5. La laparoscopia y la laparotomía se consideran métodos invasivos de transferencia embrionaria. La laparoscopia es menos invasiva, pero requiere equipos específicos y costosos, y su eficacia varía considerablemente (de menos del 20% a más del 80%) debido a diversos factores, como la dificultad en la manipulación de las estructuras reproductivas y el tipo de catéter utilizado 4,6. Por lo tanto, la transferencia por laparoscopia sigue siendo menos eficiente en comparación con los métodos quirúrgicos de transferencia por laparotomía4.
La cirugía de transferencia de embriones en cerdas mediante laparotomía es un procedimiento relativamente sencillo y rápido, que suele durar unos 30 minutos. Sin embargo, debe realizarse en un centro quirúrgico equipado con aparatos de anestesia inhalatoria y un equipo especializado. En el caso de las cepas de cerdos comerciales (como las autóctonas, las blancas grandes o sus cruces), se necesitan equipos especiales como polipastos para levantar cerdas jóvenes y una mesa quirúrgica ancha y robusta debido al considerable peso de los animales (alrededor de 130-150 kg).
Para que la cirugía sea exitosa, los embriones deben ser evaluados previamente por su etapa de desarrollo. Se recomienda transferir embriones de hasta 4 células a la trompa uterina. Los embriones en estadios superiores a 4 células, como las mórulas y los blastocistos, deben transferirse al asta uterina 7,8.
Aunque grupos de investigación de todo el mundo están realizando la producción y transferencia quirúrgica de embriones de cerdo clonados genéticamente modificados, todavía no existen protocolos bien definidos que demuestren este procedimiento a través de vídeos. Este enfoque es crucial para el éxito de la gestación, ya que la técnica requiere la deposición precisa de los embriones en la ubicación exacta del oviducto, lo que implica la localización del ostium tubárico y la introducción de la pipeta que contiene los embriones. Esta técnica se puede entender mejor a través de videos explicativos de todo el procedimiento. Por lo tanto, este artículo tiene como objetivo demostrar la cirugía de laparotomía para transferir embriones clonados al oviducto de primerizas, un requisito previo esencial para la futura producción de cerdos modificados genéticamente para ser utilizados para xenotrasplantes u otros fines relacionados.
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Protocolo
Este estudio fue aprobado por el Comité de Ética en Uso de Animales en Investigación de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad de São Paulo, número de protocolo 6088030523. Nueve cerdas jóvenes de siete meses de edad de la granja porcina núcleo de Água Branca, ubicada en la ciudad de Itu, estado de São Paulo, Brasil, se utilizaron justo después de la segunda detección de celo9. Los detalles de los reactivos y el equipo utilizado en el estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Preparación animal
- Ayunar a los animales durante 12 horas y restringir el acceso al agua durante 4 horas antes del procedimiento quirúrgico.
- Con una aguja de 40 mm x 12 mm, extraiga 10 mg/kg de ketamina y 0,2 mg/kg de midazolam en la misma jeringa de 50 ml. Conecte la jeringa a un equipo de administración intravenosa para facilitar la administración de medicamentos, manteniendo una distancia segura del animal y permitiéndole moverse libremente.
- Administrar la medicación preanestésica mediante inyección intramuscular en el músculo trapecio, caudal hasta el conducto auditivo externo.
- Cánula de la vena auricular con un catéter de 20 G y conectarla a un equipo de administración de macrogoteo para fluidoterapia intraoperatoria con solución de NaCl al 0,9% a una tasa de 10 mL/kg/h.
- Inducir la anestesia con 4 mg/kg de propofol por vía intravenosa (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente).
- Realizar la intubación orotraqueal del animal utilizando un laringoscopio y un tubo orotraqueal de tamaño 9 con un manguito10.
- Mantener la anestesia con inhalación de isoflurano al 1,5% a 2%. Además, monitoree la anestesia evaluando parámetros fisiológicos como la frecuencia cardíaca, que debe mantenerse entre 100 y 120 latidos por minuto, la saturación de oxígeno, que debe mantenerse entre el 99% y el 100%, la relajación muscular, la ausencia de movimiento y la evaluación de los reflejos.
NOTA: La temperatura corporal también debe ser monitoreada y controlada, manteniéndose entre 37.5-38.5 °C. Cuando sea necesario, además del isoflurano, se puede utilizar propofol para mantener el control de los parámetros. El clorhidrato de fentanilo debe administrarse como analgésico a una dosis de 0,02 mg/kg cada 20 min. Todos los parámetros deben registrarse cada 5 minutos. - Administrar analgesia perioperatoria con una dosis única de 0,002 mg/kg de fentanilo por vía intravenosa y 4 mg/kg de clorhidrato de tramadol por vía intramuscular en el músculo glúteo o trapecio.
- Colocar electrodos cardíacos en la región torácica para la monitorización intraoperatoria de la frecuencia cardíaca. Registre la frecuencia cardíaca, la temperatura rectal y la saturación de oxígeno cada 5 minutos.
2. Procedimiento quirúrgico
- Coloque la primeriza en la mesa quirúrgica en decúbito dorsal.
- Cubra las patas del animal con guantes de procedimiento para minimizar la contaminación del campo quirúrgico.
- Realizar la depilación abdominal caudal ventral entre el penúltimo par de glándulas mamarias mediante una maquinilla quirúrgica.
- Realizar la antisepsia cutánea preoperatoria con un cepillo antiséptico impregnado de clorhexidina, realizando movimientos circulares desde la región de la cicatriz umbilical hasta el último par de glándulas mamarias. Retire la clorhexidina con una compresa limpia y humedecida.
- Asegúrese de que el cirujano y el asistente realicen la antisepsia quirúrgica y usen batas quirúrgicas estériles y guantes para la cirugía.
NOTA: El animal debe estar preparado para la cirugía en un área de preparación separada del sitio quirúrgico. - Preparar la mesa quirúrgica con el instrumental adecuado y previamente esterilizado que se indica en la Tabla de Materiales.
- Realizar la antisepsia final del campo quirúrgico utilizando gasa estéril y antiséptico de clorhexidina, limpiando la región en un patrón de espina de pescado, comenzando en el sitio de la incisión y expandiéndose lateralmente.
- Repita este procedimiento tres veces con clorhexidina antiséptico y luego repita el procedimiento con clorhexidina alcohólica.
- Cubra completamente al animal con un paño quirúrgico estéril y, con unas tijeras, cree una abertura rectangular en el paño quirúrgico, de aproximadamente 10 x 20 cm², si el paño no está fenestrado.
- Coloque el paño quirúrgico sobre el penúltimo par de glándulas mamarias inguinales. Coloque 4 pinzas Backhaus para asegurar el paño quirúrgico sobre la piel del animal.
- Incidir la piel con un bisturí, creando una incisión de aproximadamente 10 cm de longitud.
- Lograr la hemostasia de los vasos subcutáneos con pinzas hemostáticas y/o sutura reabsorbible tamaño 2.
- Diseccionar el tejido subcutáneo con los dedos o con la ayuda de tijeras de punta fina, profundizando la incisión para llegar a la línea alba en la musculatura abdominal.
NOTA: Palpar la línea media del abdomen para sentir la línea alba como una zona más rígida y fibrosa; Observe la separación de los músculos rectos abdominales y observe el cambio en la consistencia del tejido durante la disección para identificar la línea alba con precisión 11. - Con las pinzas Allis, agarre la musculatura y levántela para hacer una incisión punzante en la línea alba con un bisturí.
- Inserte el dedo índice en la incisión para evaluar la presencia de adherencias. Extienda la incisión sobre la línea alba caudal y cranealmente con unas tijeras romas/romas o finas/romas con cuidado para evitar lesionar otros órganos y estructuras subyacentes.
- Realice una incisión de longitud suficiente para que la mano del cirujano pueda introducirse en la cavidad abdominal para localizar y exteriorizar los cuernos uterinos y/o los ovarios. Se puede utilizar un retractor Gosset para facilitar la entrada en la cavidad abdominal y la sutura de la musculatura en una sola capa al final del procedimiento.
- Si uno de los cuernos uterinos se encuentra antes de los ovarios, sígalo suavemente hasta llegar a la punta del cuerno uterino y al ovario ipsilateral. Durante este procedimiento, evalúe la presencia de líquido dentro del útero, que puede comprometer la gestación.
- Después de localizar el ovario, tire suavemente de él y expóngalo con cuidado. Evaluar la presencia de folículos preovulatorios, cuerpos lúteos hemorrágicos, cuerpos lúteos cíclicos y cuerpos albicans para evaluar si la sincronización de la primeriza es la esperada.
- Retire suavemente las fimbrias de la trompa uterina que cubre el ovario, everta su mucosa y localice el ostium de la trompa uterina.
NOTA: Si al cirujano le resulta difícil identificar el ostium de las fimbrias, se puede hacer una bolsa en la ampolla del oviducto con una aguja de sutura de cuerpo redondo, evitando perforar los vasos sanguíneos, para insertar el catéter Tomcat que contiene los embriones. - Insertar con cuidado un catéter Tomcat que contiene los embriones en el ostium de las fimbrias hasta llegar a la región de la ampolla de la trompa uterina.
- Conecte una jeringa de 1 ml al catéter Tomcat para empujar el líquido que contiene el embrión hacia la trompa uterina. Cubra el ovario con las fimbrias y devuélvalo a la cavidad abdominal.
- Localice el asta uterina contralateral y el ovario y repita los pasos 2.17-2.21.
- Reposicionar las estructuras dentro de la cavidad abdominal y añadir 1 L de suero fisiológico o solución de lactato de Ringer calentada (39 °C) para evitar adherencias antes de iniciar la abdominorrafia.
- Suturar la musculatura abdominal con sutura reabsorbible tamaño 2 en puntos "X" (Sultan) interrumpidos.
- Aproximar el tejido subcutáneo con una sutura continua de colchón utilizando sutura reabsorbible tamaño 2.
- Cierre la piel con sutura de nailon de tamaño 2 en puntos simples interrumpidos, grapas quirúrgicas o adhesivo de etil-cianoacrilato. En este procedimiento, optamos por el uso de adhesivo.
- Limpiar la herida quirúrgica con una gasa empapada en peróxido de hidrógeno y secar con una compresa para mejorar la fijación del adhesivo quirúrgico en la herida quirúrgica. Aplicar rifamicina o ungüento de Pearson, cubrir con una gasa y, por último, aplicar adhesivo quirúrgico.
NOTA: La herida debe permanecer cerrada con un apósito durante 5 días.
3. Cuidados postoperatorios
- Evaluar a los animales para detectar signos de dolor clínico característico durante al menos los 3 días consecutivos siguientes, de acuerdo con la escala propuesta por Luna et al.12.
NOTA: Esta escala se basa en los diferentes comportamientos que exhiben los cerdos al experimentar diferentes niveles de dolor, como la postura, la interacción y el interés por el entorno, la actividad, el apetito y la atención a la zona afectada. La puntuación oscila entre 0 y 3, dependiendo del tipo de comportamiento exhibido, para cada parámetro evaluado. Al final de la evaluación, la suma de todas las puntuaciones refleja la intensidad del dolor experimentado por el animal, donde 0 representa ningún dolor y 18 representa un dolor muy intenso12. - Administrar una dosis única de 15 mg/kg de amoxicilina y 0,4 mg/kg de meloxicam al 2% por vía intramuscular (en el músculo glúteo o cervical) una vez al día durante 3 días como cuidados postoperatorios para prevenir dolor, procesos inflamatorios e infección.
NOTA: Si la puntuación de dolor es igual o superior a 6 en la escala de dolor utilizada (puntuación de 0 a 18), administrar 5.000 mg/animal de dipirona sódica por vía intramuscular (en el músculo glúteo o cervical) una vez al día, además del antiinflamatorio y el antibiótico. Alternativamente, realice la analgesia como se describe en las pautas locales de IACUC. - Al 6º día después de la cirugía, retirar el adhesivo quirúrgico para la limpieza de heridas con una gasa empapada en una solución de clorhexidina alcohólica al 2% y aplicar el ungüento tópico de Pearson hasta el 10º día, cuando se recomienda la retirada de la sutura o de las grapas quirúrgicas, si se utilizan.
4. Diagnóstico gestacional ultrasonográfico del embarazo
- Realizar una evaluación ultrasonográfica transabdominal del embarazo con un dispositivo de ultrasonido (rango de frecuencia de 4,5 a 8,5 MHz) 30 días después de la cirugía de transferencia embrionaria.
- Aplique gel de ultrasonido a la sonda y colóquela cerca de la región abdominal inguinal, mirando medialmente.
NOTA: La visualización de vesículas embrionarias anecoicas redondeadas, debido al líquido en la luz uterina, indica gestación. La no visualización del líquido intrauterino, o la presencia de líquido intrauterino sin delineación de las vesículas embrionarias, sugiere la ausencia de gestación.
5. Eutanasia de los animales
NOTA: Sacrificar a las primerizas que no presentaron fetos de tamaño y apariencia correspondientes a la edad gestacional en el examen ultrasonográfico.
- Con una aguja de 40 mm x 12 mm, extraer 15 mg/kg de ketamina y 2 mg/kg de midazolam en la misma jeringa de 50 ml conectada a un equipo de administración intravenosa, y administrar por vía intramuscular en el músculo trapecio en la región cervical caudal al conducto auditivo externo, como medicación preanestésica.
- Cánula de la vena auricular con un catéter de 20 G e inducir la anestesia con 4 mg/kg de propofol por vía intravenosa en un bolo hasta que se produzca la bradicardia (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente).
- Posteriormente, administrar de 10 a 20 mL de cloruro potásico al 19,1% por vía intravenosa. Confirmar el paro cardiorrespiratorio observando la ausencia de movimientos respiratorios, mucosas pálidas, pérdida del reflejo corneal y ausencia de latidos cardíacos colocando un estetoscopio sobre la región cardíaca.
- Recoger cualquier tipo de contenido intrauterino (tejido embrionario, líquido o secreciones mucosas) de las hembras necropsiadas13 y enviarlo para su análisis microbiológico para detectar posibles patógenos y también para la caracterización genotípica de los clones (si es necesario). Verificar visualmente la presencia o ausencia de cuerpos lúteos, quistes ováricos, secreciones anormales y la aparición de adherencias en el útero, ovarios y oviductos14.
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Resultados
Este artículo tiene como objetivo demostrar la cirugía de laparotomía para transferir embriones clonados al oviducto de primerizas. Todos los animales permanecieron en un plano anestésico adecuado, sin incidentes intraoperatorios ni complicaciones durante la recuperación anestésica. Las primerizas tardaron, en promedio, 2-3 horas en ponerse de pie después de que terminó la cirugía.
Todos los procedimientos quirúrgicos duraron, en promedio, 44 min. Nueve primerizas se sometieron a cirugía, con ...
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Discusión
El método quirúrgico descrito ha sido realizado previamente por otros grupos de investigación que trabajan con la producción de cerdos clonados o cerdos clonados genéticamente modificados, con reportes de nacimientos después de la implementación de esta técnica 15,16,17,18,19,20. Las tasas de...
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Divulgaciones
Ninguno de los autores revela ningún conflicto de intereses
Agradecimientos
Agradecemos al Hospital Veterinario Equino y al Hospital Veterinario de Rumiantes de la Facultad de Medicina Veterinaria de la Universidad de São Paulo (FMVZ/USP), São Paulo, Brasil, FAPESP (subvención 2022/11459-3, Fundación de Investigación de São Paulo), EMS Pharma, CNPq (subvención 405254/2022-9) y Porcicultura Água Branca, Itu, São Paulo, Brasil.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Pajita de 0,25 mL | genérico-Material | quirúrgico | |
| Jeringa de 1 mL | Descarpack | 341001 | Material quirúrgico |
| Jeringa de 10 mL | Descarpack | 324601 | Material quirúrgico |
| Jeringa de 20 mL | Descarpack | 324801 | Material quirúrgico |
| Jeringa de 3 mL | Descarpack | 324201 | Material quirúrgico |
| Jeringa de 5 mL | Descarpack | 324401 | Material quirúrgico |
| Jeringa de 60 mL | Descarpack | 323201 | Material quirúrgico |
| tubo endotraqueal de 9 mm | Rusch | 112482-000090 | Material quirúrgico |
| Allis pinzas | genéricas-Instrumental | ||
| quirúrgico Amox LA | JA Saú de Animal | Registro MAPA: 8.781/2004 | |
| Fórceps Bakhaus | Genérico-Quirúrgico | Catéter de instrumental | |
| 20G | Descarpack | 362401 | Catéter de acceso intravenoso |
| Cetamin | Agener Uniã o | Registro MAPA: SP-000292-5.000011 | anestésico |
| Gel clínico conductivo | RMC | Registro ANVISA: 80122200013 | Material quirúrgico |
| Dipirona D-500 | Zoetis | Registro MAPA: SP0000728-46 | Medicamento farmacéutico |
| Bisturí desechable n. 22 | Wiltex | Registro ANVISA: 10150470565 | Instrumental quirúrgico |
| Esponja-cepillo estéril desechable | Rioquimica | 7.89778E+12 | Asepsia quirúrgica |
| Easy-Scan:Go | IMV | ESCG01 | Ultrasound |
| Endozime AW Plus | Ruhof | 34514 | Detergente para instrumental quirúrgico |
| Fentanilo (Fentanest) | Cristá lia | Matrícula ANVISA: 1029800810159 | Anestésico |
| Gosset retractor | genérico-Instrumento | quirúrgico | |
| Halstead-pinza hemostática para mosquitos | genérico-Instrumento | quirúrgico | |
| Ungüento curativo - Unguento Pearson | Pearson SA | Registro MAPA: SP0000094-16 | Medicamento farmacéutico |
| solución de peróxido de hidrógeno | Rioquimica | Matrícula ANVISA: 218690015 | Material quirúrgico |
| Isofluorano | Bioquímico | Matrícula ANVISA: 100630222 | Anestésico |
| IV Conjunto de goteo extensor | genérico-Fluidoterapia | ||
| IV Macro equipo de goteo | Descarpack | 410301 | Fluidoterapia |
| Lactofur (ceftiofur) | Ourofino SA | Inscripción MAPA: SP0000051-50 | Medicamento farmacéutico |
| Laringoscopio | - | - | Instrumento quirúrgico |
| Maxicam 2% | Ourofino SA | Registro MAPA: SP0000051-69 | Medicamento farmacéutico |
| Adhesivo de microporos 5 cm x 10 cm | genérico | 1530 | Material quirúrgico |
| Midazolam | Hipolabor Registro | ANVISA: 1134301430035 | Anestésico |
| Multi-Vía IV Set de Infusión | Descarpack | 413201 | Fluidoterapia |
| Aguja 40 mm x 1,2 mm | Descarpack | 353601 | Aguja estéril para la aplicación de medicamentos y anestésicos. |
| Aguja 40 mm x 1,6 mm | Wiltex | Registro ANVISA: 10150470664 | Aguja estéril para la aplicación de medicamentos y anestésicos. |
| Portaagujas | genérico-Instrumento | quirúrgico | |
| Nylon 2 suturas trhead | Shalon Medical | N502CTI40 | Material quirúrgico |
| Pluma ordinaria | genérica-Pluma | regular para tomar notas | |
| Solución fisiológica 0,9% Bolsa de 500 mL | JP Farma | MS:1.0491.0070 | Fluidoterapia |
| Ácido poliglicólico 2 hilo de sutura | Atramat | G4099-75H | Material quirúrgico |
| Cloruro de potasio | Samtec | Registro ANVISA: 1559200010139 | Medicamento parenteral |
| Guantes de procedimiento | Descarpack | 122401 | Equipo de protección personal (EPP) |
| Propofol (Provive) | Uniã o Quí mica | Registro ANVISA: 1049714490057 | Anestésico |
| Ringer solución de lactato bolsa de 500 mL | JP Farma | MS:1.0491.0061 | Fluidoterapia |
| Riohex 0,5% solución de alcohol de clorexidina | Rioquimica 218690356 | Asepsia quirúrgica | |
| Riohex 2% solución de clorexidina con tensioactivo | Rioquímica | 218690356 | Asepsia quirúrgica |
| cuero cabelludo 21 g | Descarpack | 421201 | Material quirúrgico |
| Fundas para zapatos | Equipo | de | Protección Personal (EPP) genéricosCompresas |
| estériles | Cremer | Registro ANVISA: 10071150065 | Material quirúrgico |
| Almohadilla de gasa estéril | Procitex | Registro ANVISA: 80245210083 | Material quirúrgico |
| Paños quirúrgicos estériles 140 cm x 90 cm | Venkuri | 7010003 | Material quirúrgico |
| Paños quirúrgicos estériles 150 cm x 190 cm | PolarFix | F00208 | Material quirúrgico |
| Guantes quirúrgicos estériles | Mucambo | CA: 39.317 | Equipo de protección individual (EPP) |
| Estetoscopio | genérico-Equipo | quirúrgico | |
| Gorro quirúrgico | Descarpack | 93201 | Equipo de protección individual (EPP) |
| Bata quirúrgica | Descarpack | 231101 | Equipo de protección individual (EPP) |
| Mascarilla quirúrgica | Descarpack | 110701 | Equipo de protección individual (EPI) |
| Tijeras quirúrgicas romas-romas | genéricas-Instrumento | quirúrgico | |
| Tijeras quirúrgicas afiladas-afiladas | genéricas-Instrumento | quirúrgico | |
| Grapadora quirúrgica | Tradevet-Material | quirúrgico | |
| Tekbond super glue | Tek Bond | 78072720030 | Material quirúrgico |
| Termómetro | genérico-Equipo | quirúrgico | |
| Llave de paso de tres vías | Solidor | 374 | Material quirúrgico |
| Tramadol hidrocloruro | Agener Uniã o | Registro MAPA: SP-000292-5.000002 | Anestésico |
| Apósito de película transparente | Skinupper Registro | ANVISA: 82307460014 | Material quirúrgico |
| Adhesivo impermeable 10 cm x 4,5 cm | genérico | 364828 | Material quirúrgico |
Referencias
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