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Artículo de método

Modelado y evaluación del modelo de miocardiopatía diabética murina

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DOI:

10.3791/67189

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29 de noviembre de 2024

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1Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 2Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe un método para inducir la miocardiopatía diabética a través de una combinación de alimentación con dieta alta en grasas e inyección de estreptozotocina. Este enfoque tiene como objetivo proporcionar un marco confiable para la investigación científica sobre la miocardiopatía diabética y explorar posibles vías para aplicaciones de tratamiento clínico.

Resumen

Los mecanismos fisiopatológicos subyacentes de la miocardiopatía diabética (MCdb), una de las principales causas de mortalidad entre los pacientes con diabetes mellitus tipo 2 (DM2), siguen siendo poco conocidos. La toxicidad miocárdica asociada a la DM2 se atribuye a factores como la lipotoxicidad, la glucotoxicidad, el estrés oxidativo, la reducción de la eficiencia cardíaca y la lipoapoptosis. En comparación con las ratas, los ratones ofrecen una mayor accesibilidad, rentabilidad y una aplicabilidad más amplia para los experimentos con animales. La resistencia a la insulina y la alteración de la secreción de insulina son factores cruciales en la fisiopatología de la DM2. Presentamos un nuevo modelo murino no genético que replica la progresión de la MCdb humana inducida por una combinación de alimentación con dieta alta en grasas (HFD) e inyección de estreptozotocina (STZ). En este estudio, utilizamos ratones C57BL/6J de tipo salvaje, a los que se les administró un régimen de HFD durante 12 semanas, seguido de inyecciones intraperitoneales de STZ durante 12 semanas adicionales para inducir las manifestaciones características de la DMT2. Se realizaron pruebas de tolerancia oral a la glucosa y se midieron las concentraciones séricas de insulina para confirmar el desarrollo de resistencia a la insulina y secreción insuficiente de insulina. La estructura y función cardíaca se evaluaron rigurosamente mediante ecocardiografía transtorácica no invasiva. Las características patológicas se evaluaron mediante tinción tricrómica de Masson y tinción con aglutinina de germen de trigo (WGA), revelando características patológicas relacionadas con la MCDB. Por lo tanto, proporcionamos un método robusto y versátil para establecer un modelo murino no genético de DbCM.

Introducción

La diabetes mellitus tipo 2 (DM2) es un problema de salud mundial en aumento progresivo, que se erige como una de las principales causas de morbilidad y mortalidad entre las personas afectadas. La prevalencia de DM2 está estrechamente relacionada con el aumento de la epidemia de obesidad 1,2. Más de un tercio de los pacientes con DM2 presentan un fenotipo cardiovascular distinto denominado miocardiopatía diabética (MCdb), caracterizada por una disfunción miocárdica que ocurre independientemente de la enfermedad de las arterias coronarias, la hipertensión y la valvulopatía3. La evidencia emergente sugiere que aproximadamente el 20% de los pacientes diabéticos están predispuestos a desarrollar insuficiencia cardíaca3, una condición estrechamente asociada con su pronóstico4. Se han propuesto varios mecanismos fisiopatológicos de la MCDB, incluyendo la inflamación5, la remodelación y disfunción cardíaca6, la disfunción mitocondrial7, el estrés oxidativo8 y las alteraciones metabólicas9. A pesar de la extensa investigación, el espectro completo de mecanismos y sus contribuciones individuales a la DbCM siguen siendo incompletamente comprendidos10. Por lo tanto, los modelos animales preclínicos bien establecidos son esenciales para avanzar en el estudio de esta afección.

La DM2 se caracteriza por resistencia a la insulina e insuficiencia progresiva de insulina11, siendo la mayoría sobrepeso u obesidad12. En este estudio, establecemos un modelo murino estable y modificado de DbCM basado en estudios previos, combinando la alimentación con dieta alta en grasas (HFD) y la inyección de estreptozotocina (STZ). En la DM2, la resistencia a la insulina y la destrucción de las células β pancreáticas contribuyen a la fisiopatología de la enfermedad12. Este modelo aprovecha dos factores de riesgo prominentes de la DM2. Específicamente, los ratones alimentados con HFD desarrollan resistencia a la insulina, y las inyecciones posteriores de STZ deterioran aún más la función de las células β de los islotes pancreáticos, lo que conduce significativamente a la progresión de la fisiopatología similar a la DM2. La STZ, aislada de Streptomyces achromogenes, fue descrita por primera vez en 1963 por su destrucción selectiva de las células β de los islotes pancreáticos y sus propiedades diabetogénicas13. Hay dos modelos de tratamiento de STZ: la administración de una dosis relativamente alta de STZ da como resultado un modelo de miocardiopatía a corto plazo, mientras que las inyecciones repetidas de dosis bajas de STZ inducen un modelo de DMT2 que progresa naturalmente a MCdb. Como resultado de este último método, los animales desarrollan hiperglucemia, polidipsia y poliuria, todas las cuales son características de la DM2 humana y desarrollan DbCM de forma natural.

Este estudio encontró que los ratones C57BL/6J de tipo salvaje alimentados con HFD seguido de inyecciones intraperitoneales de STZ (30 mg/kg) exhibieron una función cardíaca, morfología e histología consistentes con las características de DbCM al final del experimento. Este enfoque proporciona un método eficaz para establecer un modelo murino de DbCM.

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Protocolo

Todos los procedimientos siguieron las pautas institucionales para la investigación con animales de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio descrita por los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos (Publicación de los NIH No. 85-23, revisada en 1996). Todos los experimentos con animales fueron aprobados por el Comité de Ética de Cuidado Animal y el Comité de Ética de la Universidad de Sichuan. Los ratones machos C57BL/6J se compraron a Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (China). A lo largo de la duración experimental, los ratones se alojaron en condiciones controladas de 24 °C y un ciclo regulado de luz/oscuridad de 12 h, con acceso ad libitum a alimentos y agua.

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Figura 1: Cronología esquemática del experimento. Los ratones utilizados en los grupos HFD/STZ y ND tenían aproximadamente 7-8 semanas de edad. El peso corporal y el nivel aleatorio de glucosa en sangre de cada ratón se registraron semanalmente. En los intervalos de alimentación de 12 y 24 semanas, el fenotipo metabólico de los ratones se evaluó mediante una prueba de tolerancia oral a la glucosa (OGTT) y la medición del nivel de insulina sérica. Además, se evaluó la ecocardiografía al inicio (semana 0), a las 12 semanas y a las 24 semanas. Después del período de alimentación de 24 semanas, los ratones fueron sacrificados. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

1. Alimentación HFD

  1. Alimente a ratones machos C57BL/6J (7-8 semanas de edad) con una dieta normal (ND) o HFD (60% de kcal de grasa) durante 24 semanas para inducir la obesidad.
  2. Registre el peso corporal de cada ratón cada 4 semanas. Asegúrese de que la curva de peso exhiba un patrón ascendente similar antes de las 12 semanas, con una pendiente más pronunciada observada en el grupo HFD.

2. Preparación e inyección de la solución STZ

NOTA: Almacene STZ a -20 °C para evitar la degradación debido a su alta inestabilidad a temperatura ambiente (RT). Mezcle STZ con tampón de citrato inmediatamente dentro de los 5 minutos antes de la inyección.

  1. Prepare el tampón de citrato. Pesar 2,1 g de ácido cítrico (masa molecular relativa: 210,14) y disolverlo completamente en 100 ml de agua destilada para preparar la solución A; pesar 2,94 g de citrato de sodio (masa molecular relativa: 294,10) y disolverlo completamente en 100 mL de agua destilada para preparar la solución B. Mezclar la solución A y B en una proporción de 1:1,32 para obtener la solución de trabajo de ácido cítrico. Filtre las impurezas con una membrana filtrante de 0,45 μm.
  2. Pesar 1 g de STZ y disolverlo completamente en 100 ml de la solución de trabajo de ácido cítrico mezclado preparada. Almacene la solución STZ resultante a 4 °C. Asegúrese de que la inyección de la solución STZ se produzca dentro de los 30 minutos siempre que sea posible.
  3. Utilizando una jeringa de 1 mL, administrar inyecciones intraperitoneales de una solución que contenga 30 mg/kg de STZ al día durante 7 días consecutivos a los ratones del grupo HFD/STZ, proporcionando al mismo tiempo un volumen igual de tampón citrato (0,1 mmol/L, pH = 4,5) a los ratones del grupo ND.
  4. Analice los niveles de glucosa en sangre 1 semana después de la última inyección. Clasificar a los ratones que presentan concentraciones aleatorias de glucosa en sangre superiores a 16,7 mmol/L como ratones T2DM.
    1. Coloque con cuidado el mouse en un dispositivo de sujeción, asegurándose de que su cola se extienda completamente hacia afuera.
    2. Antes de la recolección de sangre, desinfecte a fondo el sitio de recolección de sangre de la cola con un hisopo con alcohol al 70%, manteniendo la esterilidad y la limpieza.
    3. Con una aguja de punta afilada, insértelo en la vena de la cola, avanzando desde la punta hacia la base a una profundidad de 3-4 mm. Una vez que la aguja esté firmemente en su lugar, aprieta suavemente la parte superior de la cola para estimular el flujo sanguíneo.
    4. Recoja aproximadamente 10 μL de sangre de un ratón y aplique cuidadosamente la sangre recolectada en la tira reactiva específica. Una vez que se absorbe la sangre, el medidor de glucosa mostrará rápidamente la lectura de glucosa en sangre.

3. Prueba de tolerancia oral a la glucosa (OGTT)14

  1. Antes de OGTT, ayune cada ratón durante la noche durante 14 h, mientras tenga acceso sin restricciones al agua.
  2. Prepare aproximadamente 10 mL de una solución de glucosa al 20%. Administrar una dosis de 1 g/kg de glucosa por vía oral por sonda nasogástrica a cada ratón durante la PTGO.
  3. Controle los niveles de glucosa en sangre en varios momentos: inmediatamente (0 min), 15 min, 30 min, 60 min y 120 min después de la administración.

4. Evaluación ecocardiográfica de la función cardíaca

  1. Realizar una ecocardiografía en cada ratón al inicio del estudio (0 semanas), a las 12 semanas y a las 24 semanas después de la alimentación con HFD o ND.
  2. Antes de la ecocardiografía, anestesiar al ratón mediante inhalación de isoflurano al 3% que se administra con oxígeno al 100% mediante una máquina anestésica. Asegúrese de que el ratón no muestre ninguna reacción al pellizco de la piel con una pinza dentada o a la estimulación de los dedos de los pies y la cola. Aplique ungüento veterinario en los ojos para prevenir la sequedad durante la anestesia.
  3. Coloque el mouse sobre una almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal y asegure sus garras a un electrodo para garantizar una posición supina estable. Ajuste la concentración de isoflurano entre 1% y 2% para la anestesia de mantenimiento para mantener una frecuencia cardíaca objetivo de aproximadamente 450 latidos por minuto.
  4. Retira el pelo del ratón con crema depilatoria y aplica gel ultrasónico en su pecho. Retirar la crema depilatoria y el gel ultrasónico con suero fisiológico estéril tras la ecocardiografía.
  5. Evalúe la función cardíaca y los parámetros estructurales con una sonda de 50 MHz.
    1. Para obtener una visión óptima del ventrículo izquierdo (VI) a lo largo, coloque la sonda en el lado izquierdo del tórax del animal.
    2. Dependiendo de la anatomía individual, gire la sonda en sentido contrario a las agujas del reloj entre 15° y 45° en relación con la línea paraesternal izquierda, con la muesca dirigida hacia su hombro derecho. Ajuste el eje x y el eje y en el modo B15.
      NOTA: Una vista adecuada del eje largo del VI debe incluir (i) la válvula aórtica y la raíz aórtica; (ii) la cámara del VI está situada en el centro de la vista; (iii) el eje de la base al vértice debe ser paralelo al transductor16.
    3. Presione el modo M 2x para mostrar la línea de medición. Coloque esta línea a nivel del músculo papilar. Posteriormente, tome medidas durante al menos tres latidos consecutivos para garantizar la precisión. Pulsa Guardar clip para guardar el bucle de cine en la serie.
    4. Identificar la dimensión telesistólica como la fase que coincidió con la onda T del ECG, y determinar la dimensión diastólica final como la fase correspondiente a la onda R del ECG.
    5. Incline el panel de operación, asegurándose de que la esquina superior izquierda sea la más baja y la esquina inferior derecha sea la más alta. Ajuste la sonda para penetrar a lo largo de la dirección del vértice cardíaco del ratón, paralela al eje largo del corazón, para obtener una vista transapical de cuatro cámaras.
    6. Seleccione sucesivamente los modos C (Doppler color) y PW (PW Doppler), coloque el volumen de la muestra en el punto de velocidad más alto, ajuste la dirección del muestreo para que coincida con la dirección del flujo sanguíneo y registre la información hemodinámica de la válvula mitral (onda E y A)16. Pulsa Guardar clip para guardar el bucle de cine en la serie.
  6. Detenga la inhalación de isoflurano para permitir que los ratones recuperen la conciencia. Regrese a los animales a sus jaulas, alojadas en un entorno controlado con un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas tanto en las semanas 0 como en las 12. Después de la evaluación ecocardiográfica de 24 semanas, se practicó la eutanasia humanitaria a los ratones a través de la dislocación cervical después de la inhalación de isoflurano.
  7. Realice el análisis de la fracción de eyección (FE), el acortamiento de la fracción (FS), la pared posterior del ventrículo izquierdo (LVPW), el diámetro interno del ventrículo izquierdo (VIVI), el tabique interventricular (IVS) y la relación E/A utilizando el dongle de la estación de trabajo.

5. Tinción histológica

  1. Después de completar el análisis ecocardiográfico a las 24 semanas, se realizó la eutanasia del ratón por luxación de la médula espinal después de la inhalación de isoflurano.
  2. Disecciona al ratón con tijeras oftálmicas y pinzas. Corta las costillas con cuidado para asegurar la exposición completa del corazón.
  3. Perfundir el corazón a través del ápice con solución salina hasta que el hígado se ponga pálido, lo que indica una perfusión exitosa. Extraiga el corazón y enjuáguelo bien con solución salina para asegurar la eliminación completa de la sangre.
  4. Realizar la incrustación de parafina17.
    1. Fijar el corazón con formalina al 4% en RT durante al menos 24 h.
    2. Coloque la caja de deshidratación que contiene el corazón en un deshidratador para someterla a un proceso de deshidratación gradual que involucra lixiviación de alcohol de gradiente y cera a 65 °C.
  5. Preparar secciones de tejido17.
    1. Coloque el bloque de cera recortado que contiene músculo papilar en un micrótomo para cortar, con un grosor de 4 μm, y guárdelo en RT para tinciones patológicas.
  6. Realice la tinción utilizando la tinción con tricrómico18 de Masson y aglutinina de germen de trigo (WGA)19 .

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Resultados

Este estudio consistió en la asignación aleatoria de ratones en dos grupos: el grupo ND y el grupo HFD/STZ, con 6 ratones en cada grupo. Después de la ecocardiografía final y las pruebas de OGTT 24 semanas después de la alimentación, los ratones fueron sacrificados para recolectar sus tejidos cardíacos para una evaluación histológica.

HFD/STZ causó un aumento de peso corporal evidente, alcanzando su punto máximo en 12 semanas, y fue significativamente mayor en comparación con el grupo ND. Tras...

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Discusión

Dada la prevalencia generalizada de diabetes mellitus y sus complicaciones cardiovasculares asociadas a nivel mundial, existe una necesidad urgente de descubrir los mecanismos moleculares subyacentes y desarrollar estrategias preventivas y terapéuticas para esta condición20. La patogenia de la MCdb, una de las complicaciones cardiovasculares de los pacientes con DM2, sigue sin estar clara, sin que existan enfoques efectivos para prevenirla y tratarla

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (números de subvención: U23A20395, 81900258 y 82170375); el Proyecto Clave de Investigación y Desarrollo del Departamento de Ciencia y Tecnología de la provincia de Sichuan (2022ZDZX0020); Proyecto del Fondo Especial de Investigación Clínica de la Rama Cardiovascular (CSC) de la Asociación Médica China (CSCF2020B04); 1· 3· 5 proyecto del Hospital de China Occidental, Universidad de Sichuan (ZYGD23021). Gracias a Qing Yang (Animal Imaging Core Facilities, West China Hospital, Sichuan University) por su ayuda en la ecografía de pequeños animales.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Sistema de ultrosonido animalFujifilm Visual SonicsVEVO 3100Ecocardiografía
Glucómetro de sangreYuwellGU100Evaluar el nivel de glucosa
en sangre Ácido cítricoSigma-Aldrich251275
IsofluranoRWD ciencias de la vidaR510-22Anestesia
Vaporizador de isofluranoRWD ciencias de la vidaR500anestesia
Kit de ELISA de insulina de ratón (INS)Wuhan Feiyue Biotechnology Co., LtdFY-EM14029Evaluar el nivel de insulina sérica
Nair crema depilatoriaNair255gEliminar el pelaje del ratón
Dieta de roedores con 60% de grasa kcalResearch Diets IncD12492Alimentación dietética alta en grasas
Citrato de sodioSigma-AldrichS4641
Filtro estérilMerck MilliporeSLHV033N
EstreptozocinaSolarbioS8050
Gel de ultrasonidoKepplerKL-250Estación de trabajo de ecocardiografía
DongleFujifilm Visual SonicsVevo LABAnálisis de datos ecocardiográficos

Referencias

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