El presente estudio destaca las ventajas de emplear el método desarrollado por Jeffrey y Humphrey para extraer y cuantificar pigmentos liposolubles de microalgas. Este método sirve como una herramienta valiosa para evaluar la influencia de los factores de crecimiento en la producción de clorofila y el contenido celular en estos organismos.
Artículo de método
Evaluación del Efecto de los Factores de Crecimiento sobre la Producción de Clorofilas a y b a partir de Microalgas
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Resumen
Resumen
Las microalgas contienen dos grupos principales de pigmentos: clorofilas y carotenoides. La clorofila es un pigmento verde que absorbe la energía lumínica y la transforma en energía química para facilitar la síntesis de compuestos orgánicos. Este pigmento sirve como una valiosa fuente primaria para productos biotecnológicos en las industrias alimentaria, farmacéutica y cosmética debido a sus altas propiedades antioxidantes y capacidades colorantes. El objetivo de esta investigación fue evaluar el efecto de los factores de crecimiento (concentración de CO2 , color de la luz e intensidad de la luz) a través de un diseño experimental de Taguchi L4 sobre el crecimiento celular y el contenido celular de clorofila a y b en Chlorella sorokiniana, seguido de la validación del método utilizando Haematococcus pluvialis microalgas como modelo de estudio adicional. El crecimiento celular se cuantificó mediante la técnica espectrofotométrica de densidad óptica a una longitud de onda de 550 nm. Para la cuantificación de las clorofilas, se obtuvo un extracto celular utilizando una solución de acetona pura al 90% y, posteriormente, se cuantificaron las concentraciones de clorofilas a y b mediante técnicas espectrofotométricas a longitudes de onda de 647 nm y 664 nm, según el método descrito por Jeffrey y Humphrey. Los resultados experimentales indicaron que el control de las condiciones de baja adición de CO2 , luz púrpura y baja intensidad de luz aumenta tanto el crecimiento celular como la concentración de clorofilas a y b dentro de las células. La implementación de este método de cuantificación de clorofila permite determinar de forma rápida, sencilla y precisa el contenido de clorofila, ya que las longitudes de onda utilizadas se encuentran en los picos de absorbancia de ambos tipos de clorofilas, lo que hace que esta técnica sea fácilmente reproducible para cualquier microalga en estudio.
Introducción
En los últimos años, los crecientes problemas ambientales causados por las actividades antropogénicas y sus efectos adversos sobre la salud y el equilibrio de los ecosistemas han impulsado la búsqueda de sistemas de producción más eficientes y respetuosos con el medio ambiente. Esto ha acelerado los procesos en las industrias y ha fomentado la implementación de tratamientos de biorremediación y el desarrollo de biocompuestos para mitigar estos efectos nocivos1.
Este contexto ha propiciado un importante crecimiento en el estudio de las microalgas, impulsado por la necesidad de encontrar soluciones innovadoras a los retos medioambientales y económicos actuales. Las microalgas prosperan en ambientes acuáticos, utilizando la luz solar y el dióxido de carbono como fuentes de energía y carbono, respectivamente. Esta característica los convierte en una alternativa sostenible y prometedora para la producción de diversos productos valiosos. La investigación en este campo se ha centrado en la comprensión de la fisiología y el metabolismo de estas células, así como en el desarrollo de tecnologías eficientes para su cultivo y procesamiento2.
Existe una clara necesidad de desarrollar herramientas accesibles y fiables para el estudio de las microalgas con el fin de acelerar los procesos de investigación y profundizar en la comprensión de su fisiología, metabolismo y posibles aplicaciones. Estas herramientas deberían permitir un análisis rápido del efecto de los factores ambientales y de producción sobre parámetros clave, como la concentración de clorofila, que es un indicador fundamental de la salud y el desarrollo de estos organismos. Una disminución en el contenido de clorofila puede indicar estrés ambiental, deficiencias nutricionales o enfermedades.
Estos pigmentos verdes juegan un papel crucial en la fotosíntesis, capturando la energía de la luz solar para convertir el dióxido de carbono y el agua en glucosa y oxígeno y constituyen entre el 0,5% y el 5% de la biomasa de las microalgas3. Más allá de su papel esencial en el mantenimiento de los procesos vitales, las clorofilas han encontrado aplicaciones en diversas industrias. Los extractos de clorofila se utilizan en el procesamiento de alimentos y bebidas como colorantes naturales, impartiendo tonos verdes vibrantes a los productos y al mismo tiempo proporcionando propiedades antioxidantes. Además, los suplementos a base de clorofila están ganando popularidad en el sector de la salud y el bienestar debido a sus supuestos efectos desintoxicantes y antiinflamatorios. Al aprovechar las propiedades multifacéticas de la clorofila, las industrias pueden desarrollar productos innovadores que contribuyan tanto al atractivo visual comoal bienestar del consumidor.
En este sentido, una microalga de gran relevancia biotecnológica es C. sorokiniana. Este microorganismo destaca por su rápida tasa de crecimiento, lo que lo hace altamente eficiente en la producción de biomasa. Además, C. sorokiniana exhibe un contenido diverso de compuestos altamente nutricionales, incluidas proteínas, lípidos y vitaminas, lo que la hace valiosa para diversas aplicaciones enla producción de alimentos, piensos y biocombustibles. Además, se ha descubierto que esta especie de microalga produce enzimas extracelulares con diversas funciones, lo que abre posibilidades para aplicaciones biotecnológicas como el tratamiento de aguas residuales, la biorremediación y los productos farmacéuticos4. Además de su rápido crecimiento y aplicaciones versátiles, C. sorokiniana también demuestra un potencial significativo para la producción de clorofila. Como microorganismo fotosintético, C. sorokiniana posee la maquinaria necesaria para la síntesis de clorofila, que constituye entre el 0,5% y el 5% de la biomasa de microalgas3. Esta capacidad hace que C. sorokiniana sea un candidato atractivo para la producción de clorofila a escala comercial y promete ser una solución sostenible a los desafíos ambientales y nutricionales urgentes5.
Por otro lado, otra especie de microalga de gran interés es H. pluvialis. Esta microalga es conocida por su producción de astaxantina, un potente pigmento antioxidante con numerosas aplicaciones industriales. La astaxantina sirve como mecanismo protector del fotosistema de H. pluvialis , protegiéndolo del estrés oxidativo inducido por factores ambientales. Este pigmento es muy buscado en las industrias de cosméticos, nutracéuticos y acuicultura, debido a sus propiedades antioxidantes y posibles beneficios para la salud. Con su abundante capacidad para producir astaxantina, H. pluvialis presenta una vía prometedora para el desarrollo de productos innovadores que satisfacen diversas necesidades industriales y de los consumidores6.
Estudios recientes también han puesto de relieve el potencial de H. pluvialis1 para la producción de clorofila, lo que aumenta aún más su importancia industrial. Por ejemplo, un estudio investigó el contenido de clorofila de H. pluvialis en diferentes condiciones de crecimiento y encontró que, bajo parámetros óptimos de cultivo, H. pluvialis exhibió tasas de producción de clorofila notables, superando a las de otras especies de microalgas7. Este hallazgo subraya el potencial de H. pluvialis como fuente sostenible de clorofila, ofreciendo nuevas oportunidades para su utilización en diversos sectores industriales.
Protocolo
1. Preparación de medios de cultivo y preparación de inóculo
- Prepare 1 L de medio de crecimiento 3N-BBM+ V(CCAP) (Macronutrientes: NaNO3 [0,75 g L-1], CaCl2 [0,019 g L-1], MgSO4 [0,019 g L-1], K2HPO4 [0,057 g L-1], NaCl [0,025 g L-1], KH2PO4 [0,175 g L-1]; micronutrientes: Na2 EDTA [0,0186 g L-1], FeCl3 [0,0024 g L-1], MnCl2 [0,001 g L-1], ZnCl2 [1,25 x 10-4 g L-1], CoCl2 [5 x 10-5 g L-1], Na2MoO4 [9,98 x 10-5 g L-1])8 y esterilizarlo durante 15 min a 121 °C y 1,5 psi.
- Inocular un matraz con 1 L de medio de crecimiento a una concentración aproximada de 3 x 106 células mL-1 para la microalga C. sorokiniana; o agregue del 5% al 10% (v/v) de inóculo al medio de crecimiento.
NOTA: Para mantener las condiciones estériles, se recomienda utilizar una capucha de flujo laminar, guantes, bata de laboratorio y mascarilla. - Incubar el matraz inoculado bajo fuentes de luz roja con una intensidad aproximada de 3.600 a 4.200 lux, a una temperatura comprendida entre 22 y 26 °C, con un fotoperiodo de 12 h de luz y 12 h de oscuridad para C. sorokiniana y un fotoperiodo de 16 h de luz y 8 h de oscuridad para H. pluvialis, y agitar manualmente cada 24 h. Aproximadamente durante 7 días para ambas cepas.
NOTA: Mantener en condiciones de crecimiento durante al menos 7-10 días (hasta obtener un color verde intenso) para C. sorokiniana y 10-12 días para H. pluvialis. Para obtener el concentrado de microalgas que servirá como inóculo en la cinética, es necesario eliminar el medio sobrenadante de las algas producidas. - En un entorno estéril, llene los tubos de centrifugación cónicos estériles de 15 mL con aproximadamente 10 mL de medio inoculado y centrifugue a 3.000 x g durante 20 min a 25-30 °C.
- En condiciones estériles, extraer el sobrenadante con una micropipeta o vertiendo y concentrando la biomasa en un tubo de centrifugación cónico estéril de 50 mL.
- Repita este proceso según sea necesario hasta obtener el volumen requerido de inóculo para la cinética.
- Mida la densidad óptica (OD550 nm) del inóculo para determinar la concentración celular de las microalgas y almacene a una temperatura de 3-4 °C hasta que esté listo para su uso.
NOTA: Inicialmente se realizó un recuento celular directo para correlacionar la concentración celular con la absorbancia. Una vez contado, el inóculo puede almacenarse en refrigeración durante no más de 4 días.
2. Estudio de la cinética de crecimiento
- Preparar el volumen requerido de 3N-BBM+ V (CCAP) adecuado para cada experimento (8 L para las pruebas de nivel del fotobiorreactor para C. sorokiniana y 0,5 L para las pruebas de nivel de matraz para H. pluvialis) de acuerdo con los procedimientos estándar de laboratorio, asegurando una esterilización adecuada.
- Tanto para el fotobiorreactor como para los matraces, configure la fuente de luz en el espectro de color deseado (azul a 460 nm, morado, mezcla de 460 nm y 630 nm para C. sorokiniana y rojo a 630 nm para H. pluvialis); Cubra ambos sistemas para evitar interferencias de luz externa.
NOTA: Debido a la variación en la longitud de onda emitida por cada diodo emisor de luz, la espectrorradiometría se realizó utilizando un espectrorradiómetro en las fuentes de luz para determinar la longitud de onda y la potencia de emisión de cada diodo9. La luz púrpura se logró combinando LED rojos y azules, lo que resultó en longitudes de onda de 460 nm con una potencia de emisión de 1,65 W nm-1 para los LED azules y de 630 nm con una potencia de emisión de 0,6 W nm-1 para los LED rojos. Estas mediciones se utilizaron para las pruebas realizadas únicamente bajo luz azul y roja. - Programe el temporizador para alternar entre ciclos de luz de 12 h y 12 h de oscuridad para C. sorokiniana y ciclos de luz de 16 h y 8 h de oscuridad para H. pluvialis.
- Conecte el sistema de aireación deCO2 al recipiente de cultivo del fotobiorreactor para proporcionar suministro de dióxido de carbono en intervalos de 12 h para C. sorokiniana.
- Inocular el recipiente de cultivo con un volumen suficiente de preinóculo para lograr una densidad celular inicial de 3 x 105 células mL-1 o su equivalente en densidad óptica (OD550 nm) = 0,180.
NOTA: Asegurar la técnica aséptica durante la inoculación para evitar la contaminación. - Muestrear el cultivo a intervalos regulares de 12 h para C. sorokiniana y 8 h para H. pluvialis para monitorear el crecimiento celular y los parámetros fisiológicos. Recolectar muestras utilizando técnicas estériles para mantener la integridad del cultivo.
3. Cuantificación de clorofilas
NOTA: Los datos para la cuantificación celular se proporcionan en el Archivo Complementario 1.
- Coloque 40 mL de la muestra en tubos de centrifugación cónicos de plástico.
- Centrifugar a 3.000 x g durante 20 min a 15 °C y desechar el sobrenadante por decantación o con una pipeta Pasteur.
- Transfiera el pellet de celda a un tubo de vidrio cubierto con papel de aluminio y un tapón de rosca para evitar la oxidación.
- Vuelva a suspender el pellet celular con 3 mL de solución de acetona pura al 90% usando un vórtice.
- Sonicar la muestra suspendida en un baño de hielo durante dos ciclos de 5 min cada uno y dejar reposar a 4 °C durante 16 h10.
- Después de 16 h, vuelva a sonicar en las mismas condiciones mencionadas en el paso anterior (paso 3.5) y vuelva a centrifugar en las condiciones descritas anteriormente (paso 3.2).
- Separe el extracto de pigmento con una pipeta Pasteur y transfiéralo a otro tubo limpio y protegido de la luz.
- Coloque el extracto de pigmento en una celda de cuarzo para leerlo en un espectrofotómetro a longitudes de onda de 630 nm, 647 nm y 664 nm.
NOTA: Calibrar previamente el espectrofotómetro con acetona al 90%. - Para calcular las concentraciones de clorofila, utilice las siguientes ecuaciones11:
Clorofila A = 11,93 A664 - 1,93 A647
Clorofila b = 20,36 A647 - 5,50 A664
NOTA: Los resultados se expresan en μg mL-1 de extracto, que se multiplican por el volumen del extracto y se dividen por el número de mL de muestra para obtener concentraciones de clorofila en μg mL-1 de cultivo. - Para obtener valores en μg chl cell-1, utilice la siguiente fórmula:
μg de chl célula-1 = μg de chl en 1 mL de concentración de células de cultivo / [células mL-1] en el cultivo.
Resultados
Para observar la eficiencia de la técnica de detección de variaciones en la concentración celular de clorofila y evaluar el efecto de los factores de crecimiento en C. sorokiniana, se estableció un diseño experimental Taguchi L4 , evaluando la adición de volumen de CO2 , el color de la luz y la intensidad de la luz. Cada factor se evaluó en niveles bajos y altos, como se muestra en la Tabla 1, bajo las condiciones definidas por el diseño experimental en la Tabla 2.
Una vez concluido el proceso experimental, los resultados mostraron que la combinación de baja adición de CO2, luz púrpura y alta intensidad lumínica (C1, P, I2) correspondiente al tratamiento 2, incrementó el crecimiento microbiano a 7,83 x 105 células mL-1. Por otro lado, el contenido de clorofila fue mayor en el tratamiento 4 bajo las condicionesC2, P,I2, alcanzando una concentración de 5,92 x 10-7 μg cel-1 a las 132 h (Figura 1) coincidiendo con la luz púrpura y la alta intensidad lumínica como los niveles óptimos de los factores en ambas experiencias.
Al mismo tiempo, se observó un comportamiento similar en las cuatro líneas evaluadas. Sin embargo, se observó una clara favorabilidad en las pruebas realizadas bajo luz púrpura. Este patrón sugiere que la luz púrpura puede tener un impacto positivo en los resultados, lo que podría promover condiciones óptimas para el crecimiento o la actividad celular. Estos hallazgos subrayan la importancia de considerar cuidadosamente las condiciones de iluminación en los experimentos biológicos.
A partir del análisis estadístico se obtuvo el gráfico de efectos principales. En la Figura 2 se puede observar cómo cada nivel de los factores evaluados influye en la producción de clorofila en C. sorokiniana. Las mejores condiciones para la producción de clorofila fueron la alta adición de CO2, la luz púrpura y la alta intensidad lumínica (C2, P,I2), donde el color y la concentración de dióxido de carbono muestran valores de significación muy cercanos, mientras que la intensidad de la luz muestra un menor efecto significativo sobre las variables de respuesta evaluadas.
Además, se generó un diagrama de contraste (Figura 3), mostrando el comportamiento de la concentración de clorofila celular según el efecto de la adición de volumen de CO2 y el color de la luz a la que fueron sometidas.
Se observó que la luz púrpura (una mezcla de luz azul y roja) y una alta intensidad de luz promueven significativamente el crecimiento microbiano y la producción de clorofila. Por su parte, una alta adición deCO2 influye en ambos parámetros positiva y negativamente, respectivamente, ya que aumenta la concentración celular de clorofila al máximo durante la experimentación, pero dificulta el crecimiento microbiano. Sin embargo, es notable que bajo luz púrpura, una adición de volumen deCO2 de 20 s pulsos de CO2 cada 12 h a un caudal de 8.5 ft³ h-1 permite una respuesta favorable para ambos parámetros.
Para validar el método y los resultados obtenidos de C. sorokiniana, se realizó una prueba confirmatoria de nivel de matraz en H. pluvialis bajo luz roja debido a su característica natural de degradar la clorofila para sintetizar astaxantina en condiciones de estrés, las cuales fueron inducidas a las 168 h aumentando la salinidad del medio. Se generó un gráfico de concentración (Figura 4) donde se obtuvo la concentración máxima de clorofila a las 0 h con 1.41 x 10-7 μg cel-1. En este caso, debido al comportamiento natural de las microalgas, se observó una disminución en la concentración de clorofila, lo que sugiere posibles cambios fisiológicos en el modelo biológico bajo investigación. Esto se ilustra aún más en la Figura 5, que muestra una micrografía de C. sorokiniana (Figura 5A) y dos micrografías de H. pluvialis: una en la fase verde (Figura 5B) y otra en la fase de cambio y producción de astaxantina (Figura 5C). Curiosamente, a pesar de esta disminución, no se produjo ninguna interferencia por la presencia de compuestos carotenoides, que son, a su vez, pigmentos liposolubles presentes en ellos; Esta es una fuerte evidencia de la selectividad y reproducibilidad de la técnica en microalgas con diversas capacidades y comportamientos.
El gráfico muestra una disminución en la concentración total de clorofila a lo largo del experimento. En particular, hay un aumento de la clorofila a en comparación con la clorofila b a las 50 h, donde la concentración de clorofila b disminuye significativamente. La disminución más sustancial en la concentración de clorofila ocurre al final de la fase de crecimiento exponencial. Esta disminución se atribuye a la producción de carotenoides en H. pluvialis.
De igual forma, se realizó el análisis de la composición de clorofila a y b para el tratamiento con mayor producción de C. sorokiniana (C1, P, I2) en la Figura 6. A diferencia de H. pluvialis, la producción de clorofilas mostró un aumento constante a lo largo de todo el período de experimentación, que se analizó únicamente durante la fase exponencial. Se observa que, al igual que H . pluvialis, la clorofila a está inicialmente presente en proporciones más bajas que la clorofila b al comienzo del experimento; Sin embargo, estas proporciones experimentan un cambio notable en la marca de las 50 h, con la clorofila A mostrando una tasa de producción más alta que la clorofila B a partir de entonces.
La técnica analítica empleada en este estudio ha demostrado ser eficiente en la detección de cambios dentro de un modelo biológico y entre diferentes modelos biológicos. Estos hallazgos subrayan la sensibilidad y precisión del método analítico, lo que permite una comprensión matizada de la dinámica de la clorofila dentro y entre los sistemas biológicos. Estos conocimientos son invaluables para desentrañar los intrincados mecanismos que gobiernan la síntesis y el metabolismo de los pigmentos, allanando el camino para futuros avances en la investigación biotecnológica y ambiental.
Figura 1: Contenido celular de clorofila bajo tratamientos de diseño experimental. Contenido celular de clorofila medido en Chlorella sorokiniana a través de diferentes tratamientos experimentales. Los datos se presentan como desviación estándar para n = 3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Gráfico de efectos principales para el contenido de clorofila celular. Gráfico de efectos principales que ilustra el impacto de diferentes tratamientos sobre el contenido de clorofila celular en Chlorella sorokiniana. Los datos se presentan como desviación estándar para n = 3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Gráfico de contorno de la concentración de clorofila celular. Gráfico de contorno que muestra la relación entre la concentración de clorofila celular, la concentración de CO2 y el color de la luz. El color de la luz se representa con el eje 1 como azul y el eje 2 como púrpura, con niveles intermedios que indican la adición de luz roja. Los datos se presentan como desviación estándar para n = 3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Concentración de clorofila durante la cinética de crecimiento de H. pluvialis . Concentración de clorofila medida sobre la cinética de crecimiento de Haematococcus pluvialis. Los datos se presentan como desviación estándar para n = 3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Micrografías de C. sorokiniana y H. pluvialis. Imágenes micrográficas de Chlorella sorokiniana (A) y Haematococcus pluvialis, ilustrando un ejemplar en la fase verde (B) y otro en la fase roja temprana (C). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Concentración de clorofila durante la cinética de crecimiento de C. sorokiniana . Concentración de clorofila medida sobre la cinética de crecimiento de Chlorella sorokiniana. Los datos se presentan como desviación estándar para n = 3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Factor | Nivel bajo | Nivel alto |
| Adición deCO2 (L) | C1 | C2 |
| Color claro | Azul (B) | Púrpura (P) |
| Intensidad de la luz (Lux) | I1 | I2 |
Tabla 1: Factores cinéticos y niveles. Descripción general de los factores cinéticos y sus respectivos niveles: C1 = 0,078 L; C2 = 0,15 L; B = Luz azul; P = Luz púrpura; I1 = 550 lux; I2 = 1200 lux.
| Tratamiento | Adición deCO2 | Color claro | Intensidad de la luz (Lux) |
| (L) | |||
| 1 | C1 | B | I1 |
| 2 | C1 | P | I2 |
| 3 | C2 | B | I1 |
| 4 | C2 | P | I2 |
Tabla 2: Diseño experimental y tratamientos. Resumen del diseño experimental y tratamientos aplicados: C1 = 0,078 L; C2 = 0,15 L; B = Luz azul; P = Luz púrpura; I1 = 550 lux; I2 = 1200 lux.
Fichero complementario 1: Datos de cuantificación celular. Haga clic aquí para descargar este archivo.
Discusión
El estudio comparativo entre H. pluvialis y C. sorokiniana reveló diferencias significativas en la dinámica de producción de clorofila. Mientras que H. pluvialis mostró una disminución en la concentración de clorofila a lo largo del experimento, C. sorokiniana mostró un aumento constante. Además, inicialmente hubo una menor proporción de clorofila a en ambas especies, pero esta proporción se invirtió en condiciones particulares de crecimiento, lo que puede dar indicios de una inducción de la producción de dichas clorofilas a través de la selectividad o exposición de longitudes de onda específicas. Estos hallazgos sugieren una respuesta única de cada especie a las condiciones experimentales, lo que pone de relieve la sensibilidad de la técnica analítica utilizada para detectar cambios dentro y entre modelos biológicos. La capacidad de discernir cambios sutiles en las proporciones de clorofila a y b proporciona nuevos conocimientos sobre la regulación de la síntesis de pigmentos en las microalgas, lo que puede tener implicaciones significativas en campos como la biotecnología y la investigación ambiental.
La detección de períodos de aumento de la producción de clorofila es crucial debido a su papel como pigmento principal en el proceso de fotosíntesis. La clorofila a es esencial para capturar la energía de la luz y convertirla en energía química, que luego se utiliza para impulsar el crecimiento y el metabolismo celular. Por lo tanto, un aumento en la producción de clorofila a indica un aumento en la capacidad fotosintética de los organismos, lo que sugiere condiciones óptimas para el crecimiento microbiano12; esto apoya la observación en C. sorokiniana de que las pruebas que generaron una mayor concentración de clorofila fueron aquellas en las que se obtuvo un mayor crecimiento celular, proporcionando información valiosa sobre cuándo las condiciones ambientales son más favorables para el desarrollo y proliferación de microorganismos fotosintéticos.
En particular, la comprensión de las proporciones de clorofila en H. pluvialis es especialmente intrigante, ya que pueden proporcionar señales importantes sobre el estado de estrés de las microalgas. Cuando las condiciones se vuelven desfavorables, como bajo mucha luz o privación de nutrientes, las microalgas pueden reducir la producción de clorofila y, en su lugar, sintetizar pigmentos carotenoides como la astaxantina11. Esta transición de las fases de crecimiento verde, caracterizadas por altas concentraciones de clorofila, a las fases inducidas por el estrés rico en astaxantina es beneficiosa para maximizar el rendimiento de astaxantina. Subraya la importancia de monitorear los niveles de clorofila como un indicador de la respuesta al estrés y la dinámica de producción de pigmentos en el cultivo de H. pluvialis .
Además, si bien las limitaciones de la técnica son pocas debido a su alta selectividad, son esenciales precauciones como mantener los extractos alejados de la luz para evitar la oxidación y manipular las muestras centrifugadas con cuidado para eliminar la turbidez de los residuos de biomasa. Además, un inconveniente del método es el requisito de volúmenes de muestra relativamente grandes, especialmente para medios diluidos o estudios cinéticos a largo plazo a nivel de matraz, lo que puede plantear desafíos logísticos. Estas consideraciones ponen de manifiesto la importancia de un diseño experimental cuidadoso y de una manipulación cuidadosa de las muestras para maximizar la eficacia de las técnicas de análisis de clorofila en la investigación de microalgas.
Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Los autores agradecen el financiamiento parcial del TecNM en el marco de la Convocatoria de Investigación Científica, Desarrollo Tecnológico e Innovación (16898.23-P) para los Institutos Tecnológicos Federales. También agradecen el apoyo del Instituto de Ciencia, Tecnología e Innovación del Estado de Michoacán de Ocampo (FCCHTI23_ME-4.1.-0001).
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| C3H6O | Meyer | 67-64-1 | Acetona 90% |
| 15 mL | tubo Biologix | 10-9502 | Tubo de ensayo |
| 2510-DTH | Branson | D-73595 | Sonicator |
| 5 mL tubo de ensayo con tapón de rosca | Kimax | 45066-13100 | Tubo |
| ensayo 50 mL tubo de centrífuga | Biologix | 10-9151 | Tubo de ensayo |
| Papel de aluminio | Reynolds | 611 estándar, 12" x 1000 pies | Tapa del tubo de ensayo |
| CaCl2 | Meyer | 0925-250 | Centrífuga de cloruro de calcio |
| Centrífuga Dynamica | 14 R | Refrigerada | |
| CoCl2 | Merck | 1057-100 | Dicloruro de cobalto |
| FeCl3 | Merck | 157740 | Cloruro de hierro (III) |
| K2HPO4 | Meyer | 2051-250 | Fosfato dipotásico |
| KH2PO4 | Meyer | 2055-250 | Fosfato monopotásico |
| MgSO4 | Meyer | 1605-250 | |
| Micropipeta | LabNet | Micropipeta | Beta-Pette |
| MnCl2 | Merck | 429449 | Cloruro de manganeso (II) |
| Na2 EDTA | Merck | 200-449-4 | Edatamil, Edetato Sal disódica Dihidratado |
| Na2MoO4 | Merck | 243655 Molibdato de sodio | |
| NaCl Meyer | 2365-500 | Cloruro de sodio | |
| NaNO3 | Meyer | 2465-250 | Nitrato de sodio |
| Tira de LED RGB | Steren | GAD-LED2 | Light fuente |
| Espectrofotómetro | PerkinElmer | modelo Lambda35 | Espectrofotómetro |
| espectrorradiómetro | Gigahertz-Optik | modelo BTS256 | |
| Vortex | Scientific Industries | Vortex-Genie® 2 | Vortex |
| ZnCl2 | Merck | 208086 | Cloruro de zinc |
Referencias
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Reimpresiones y permisos
