El estudio describe un protocolo para el diseño, la fabricación y la colocación de un nuevo sistema de registro continuo de EEG/ECG en conejos. Este sistema cableado permite registros continuos de EEG/ECG desde nueve electrodos distintos en la cabeza y el tórax, lo que facilita evaluaciones completas de la actividad eléctrica en el cerebro y el corazón.
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Artículo de método
Procedimiento de implante quirúrgico y configuración de cableado para la monitorización continua de EEG/ECG a largo plazo en conejos
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Resumen
Resumen
Un enfoque multisistémico que incluye la recopilación continua de registros de electroencefalograma (EEG) y electrocardiograma (ECG) facilita una evaluación integral de la actividad eléctrica en el cerebro y el corazón, particularmente antes y alrededor de los eventos episódicos. Sobre la base de nuestro protocolo anterior que facilita la recopilación de registros intermitentes de EEG/ECG de conejos conscientes y restringidos, desarrollamos un protocolo para la recopilación de registros continuos de EEG/ECG de conejos sin restricciones. Este nuevo método permite grabaciones de alta calidad las 24 horas del día, los 7 días de la semana en la jaula de alojamiento, lo que captura el rango normal de estados fisiológicos y permite que los conejos se muevan, coman, beban y duerman libremente. Permite evaluaciones exhaustivas de la prevalencia, incidencia y susceptibilidad a anomalías en el EEG/ECG, convulsiones, arritmias y muerte súbita. Este procedimiento implica la colocación quirúrgica de electrodos subdérmicos y el diseño y fabricación de un sistema de cableado robusto que es impermeable al daño de los conejos. El procedimiento quirúrgico incluye dos incisiones y el túnel subdérmico de nueve electrodos y cables que salen a través de un puerto hecho a medida. El conector externo se conecta a un mazo de cables que incluye un eslabón giratorio eléctrico, lo que permite el libre movimiento del conejo en toda su jaula. Además, los cables están encerrados en una funda metálica suspendida por un cable retractor del techo de la jaula del conejo. A continuación, los cables se conectan a un amplificador/digitalizador para la adquisición de registros continuos de EEG/ECG de alta calidad.
Introducción
Previamente desarrollamos un protocolo para recoger grabaciones agudas (< 5 h) de vídeo/EEG/ECG de conejos. Implica el uso de nueve electrodos subdérmicos de EEG y ECG, la colocación del conejo en un sistema de retención y el seguimiento cercano del conejo por parte del investigador durante todoel tiempo que dure el registro. Si bien este sistema proporciona grabaciones de video/EEG/ECG de alta calidad, tiene varias limitaciones. Las arritmias, las convulsiones epilépticas y otras anomalías del EEG/ECG pueden ser desencadenadas por diversos sustratos fisiológicos y ambientales, por lo que estos eventos pueden pasarse por alto al realizar registros intermitentes. Por lo tanto, esta plataforma de registro no facilita evaluaciones completas y precisas de la función eléctrica neurocardíaca a lo largo del día, durante diversos estados fisiológicos o en el entorno normal de alojamiento de los conejos.
La monitorización continua de vídeo/EEG/ECG es importante para evaluar la función eléctrica cardíaca y neuronal durante diversos estados fisiológicos. Facilita la evaluación precisa de la prevalencia e incidencia de la actividad epileptiforme y las arritmias, así como la concordancia y progresión de los cambios multisistémicos que rodean los eventos episódicos. Por ejemplo, las fluctuaciones circadianas en la función autónoma, así como los cambios autonómicos mediados por el estrés y la actividad, influyen en gran medida en la frecuencia cardíaca y las métricas del ECG y pueden proporcionar un desencadenante de arritmias 2,3. En ciertos tipos de epilepsia (por ejemplo, epilepsia mioclónica juvenil), es más probable que ocurran convulsiones durante el sueño o dentro de 1-2 horas despuésde despertarse. Los cambios dinámicos en la actividad eléctrica en el cerebro durante el sueño pueden influir en la susceptibilidad, el origen y la propagaciónde las convulsiones.
El estrés, la actividad y las convulsiones motoras pueden causar artefactos musculares y el desprendimiento de los electrodos, lo que influye en la calidad y la estabilidad de las grabaciones. En particular, durante los estudios proconvulsivos, los conejos experimentan convulsiones mioclónicas, clónicas, tónicas y clónico-tónicas. La fase tónica implica la extensión involuntaria del cuello, que puede desplazar los electrodos de clavija y, por lo tanto, interrumpir la señal durante una fase crítica del experimento. Como tal, el sistema temporal que involucra electrodos de clavija tiene limitaciones críticas que deben abordarse. Además, como los conejos están en un sistema de sujeción, es difícil documentar el alcance total de las manifestaciones motoras.
Por lo tanto, es importante desarrollar un procedimiento para implantar electrodos para registros multisistémicos continuos y estables a largo plazo cuando el animal se encuentra en su entorno normal sin restricciones. Esto facilitará evaluaciones detalladas durante una amplia gama de estados fisiológicos y en respuesta a los desencadenantes ambientales. También será valioso para capturar eventos episódicos raros. Como la configuración no requiere que el investigador esté presente durante la grabación, aumenta la eficiencia y el rendimiento de la plataforma de investigación. También minimiza la frecuencia con la que las personas molestan a los conejos. Por último, dado que este procedimiento permite que los animales permanezcan en su entorno natural de alojamiento durante todo el registro, mejora la calidad de vida de los conejos y mejora el bienestar general de los animales.
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Protocolo
El estudio describe un protocolo para el diseño, la fabricación y la colocación de un nuevo sistema de registro continuo de EEG/ECG en conejos. El protocolo está aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Médica SUNY Upstate. Se siguen todos los requisitos de la IACUC para el bienestar animal, las directrices quirúrgicas y los criterios de valoración del estudio. Los investigadores y el profesorado/personal del Departamento de Investigación con Animales de Laboratorio de SUNY Upstate realizan controles regulares de bienestar y atención general. Cualquier lesión, malestar, infección o efecto adverso se trata de inmediato.
1. Construcción de un conjunto de electrodos implantables
- Llevar a cabo la fabricación interna del conjunto de electrodos implantables en un entorno sanitario, que incluye una mesa de laboratorio limpia, guantes de examen de nitrilo y una mascarilla de procedimiento.
- Si se adapta un haz de cables existente con un enchufe de conexión rápida y conectores DIN, retire los extremos macho y hembra de los enchufes (Figura complementaria 1A). Guarde los enchufes y el cable largo con los conectores DIN para las etapas posteriores del montaje del cable (Figura complementaria 1B).
- Agregue o retire los cables de ambos enchufes y del haz de cables con cubierta con conectores DIN para asegurarse de que tenga el número de electrodos necesarios (9 para esta configuración de ejemplo; Figura complementaria 1A).
- Reúna 5 electrodos de EEG (colores rojo, naranja, amarillo, verde y azul) y 4 electrodos de ECG (colores negro, rosa, blanco y gris). Usando un tubo termorretráctil y una pistola de calor, agrupe los cables a las longitudes correctas para el modelo animal desde la cabeza de cada electrodo (Figura complementaria 2A).
NOTA: Para un conejo blanco de Nueva Zelanda (de 1,25 a 13 meses de edad y de 0,8 a 4,17 kg): los cables de EEG están a 25 cm de la cabeza del electrodo, los cables de ECG negros y rosas son de 40 cm (brazo izquierdo y pierna izquierda), el alambre de ECG blanco es de 35 cm (brazo derecho) y el alambre de ECG gris es de 30 cm (pierna izquierda). Esto proporciona una amplia longitud para tunelizar los cables y electrodos hasta la ubicación deseada, así como proporciona una longitud adicional para el crecimiento y el movimiento del conejo. - Pase el haz de cables a través del casquillo de paso de cables (Figura complementaria 2B).
NOTA: La esterilización por plasma se realiza en los implantes ensamblados antes de la cirugía. - Corte el lado de los cables lejos del electrodo aproximadamente a 1-1,5 cm del extremo del casquillo de paso del cable y quite un segmento corto de ~ 5 mm de recubrimiento de los extremos de cada cable (Figura complementaria 2B).
- Conecte un extremo de un conector a tope a cada cable que salga del casquillo de paso, engarzando hacia abajo para una fijación segura. Coloque un trozo de tubo termorretráctil en cada cable del enchufe. Inserte el extremo pelado de un cable del enchufe en el lado no engarzado del conector a tope y conéctelo a su cable correspondiente del mismo color (Figura complementaria 2C).
NOTA: No engarce sobre el tubo termorretráctil, ya que puede romperse y dejar expuesto el metal conductor de los conectores a tope. La soldadura se puede realizar en lugar de conectores a tope si el cable seleccionado es compatible. - Cubra y termorretráctil cada conector/conexión a tope (sin metal expuesto) con un pequeño tubo termorretráctil para aislar cada canal.
- Deslice un trozo de tubo termorretráctil grande sobre el enchufe hasta la base del casquillo de paso del cable, cubriendo todos los cables y dejando un cable mínimo expuesto en la base del enchufe (Figura complementaria 2D). Utilice la pistola de calor y los guantes protectores para encoger el tubo con calor.
NOTA: Asegúrese de no encoger el tubo sobre el mecanismo de bloqueo necesario para el tapón. - Generar un molde que sirva para dar forma a la base acrílica en el lateral del puerto con los electrodos (Figura complementaria 3).
NOTA: Utilice una tapa de tubo cónico de 50 mL, retire las roscas con una lijadora y haga cuatro ranuras en un grupo y luego cinco ranuras más de 110 ° a 120 ° del primer grupo de ranuras (Figura complementaria 3A). Taladre un orificio de 0,5 pulgadas en la base del molde (tapa del tubo). Aplica cinta adhesiva en el interior del molde. Corta la cinta de las ranuras. - Baje el puerto ensamblado con un casquillo de paso en el molde con el tapón (rojo) pasando a través del orificio en la parte inferior del molde. La unidad está en su lugar cuando el casquillo de paso del cable se asienta al ras con la parte inferior del molde (Figura complementaria 3B).
- Coloque los cables de manera que los cinco electrodos de EEG queden dentro de las cinco ranuras del lado izquierdo del molde y los cuatro cables de ECG queden dentro de las cuatro ranuras del lado derecho del molde. Cubre las ranuras en el interior del molde con cinta adhesiva.
- En un área bien ventilada, mezcle el acrílico dental en un frasco de vidrio usando dos partes de resina en polvo y una parte de resina líquida. Con una pipeta de transferencia, mezcle el polvo y el líquido hasta que la mezcla sea viscosa pero aún fluya a través de una pipeta de transferencia.
- Utilice una pipeta de transferencia para distribuir la mezcla acrílica en el molde, asegurándose de que todos los cables estén cubiertos. Deja que el acrílico comience a endurecerse, pero retira la base acrílica de la tapa del tubo antes de que el acrílico se endurezca por completo.
- Lime los bordes ásperos de la base del puerto acrílico. La Figura 3C complementaria ilustra el producto final de los cables incrustados en el acrílico, que atraviesan el casquillo de paso, se conectan al enchufe y están sellados con un tubo termorretráctil.
2. Conjunto de mazo de cables
- Obtenga el enchufe que es complementario al enchufe en el puerto. Obtenga el eslabón giratorio y mantenga nueve cables preconectados a cada lado (Figura complementaria 4).
- En el lado giratorio pequeño, recorte los cables a 5 cm de longitud y quite 5 mm del recubrimiento del cable del extremo de cada uno (Figura complementaria 5A).
- Corte un trozo de tubo termorretráctil pequeño de 2 cm y colóquelo sobre cada cable del enchufe complementario (Figura complementaria 5A).
- Suelde los cables del enchufe al cable del color correspondiente en el lado pequeño del eslabón giratorio (Figura complementaria 5A).
- Para cada cable, deslice el tubo termorretráctil sobre las conexiones de soldadura. Use una pistola de calor para fijar.
- Pase un trozo largo de tubo termorretráctil grande sobre el tapón y deslícelo para cubrir toda la longitud del paquete. El tubo termorretráctil debe ser lo suficientemente largo como para cubrir 2,5 mm del tapón y la mayor parte posible del lado pequeño del eslabón giratorio sin impedir su capacidad de rotación. Utilice una pistola de calor para fijar (Figura complementaria 5B).
- En el lado grande del eslabón giratorio, pele 5 mm de recubrimiento del extremo de cada alambre. Deslice una > pieza de revestimiento metálico de 45 cm sobre el haz de cables (esto es más fácil si se comienza desde el extremo cortado, no desde el extremo con conectores DIN) y pase hasta que los cables cortados queden expuestos.
NOTA: Corte trozos pequeños de tubo termorretráctil de 2 cm de largo y colóquelos sobre cada uno de los cables en el lado grande del eslabón giratorio (Figura complementaria 5B). Corta un trozo más grande de film retráctil (5 cm de largo) y deslízalo sobre todo el haz de alambres. En los siguientes pasos, mantenga todos los tubos termorretráctiles alejados del calor o la soldadura. - Conecte los cables desde el extremo más grande del eslabón giratorio a los cables de electrodo cortados (extremo con conectores DIN) mediante torsión y soldadura de cables (Figura complementaria 5B).
- Fije el pequeño tubo termorretráctil con una pistola de calor sobre cada conexión. Para evitar la presión o el apretón de los cables en el lado grande del eslabón giratorio, agregue un trozo extra grande de tubo termorretráctil adhesivo directamente sobre el extremo grande del eslabón giratorio (cubriendo 8 mm del eslabón giratorio) y sobre los cables (cubriendo 2 cm de alambre). Utilice una pistola de calor para fijar (Figura complementaria 5C).
- Deslice el revestimiento metálico sobre los cables recién conectados y gírelo (Figura complementaria 6A). Si la cubierta de metal no se desliza sobre la eslabonadora, use alicates o una amoladora para quitar y alisar el collar de la eslabonadora para que quede bien ajustada en la funda de metal. Esto debería requerir que el usuario gire la funda sobre el pivote.
- Continúe girándolo hasta que la funda llegue a la base del tapón, pero no impida que el eslabón giratorio gire. Esto es importante para que el revestimiento permanezca fijado al eslabón giratorio (Figura complementaria 6B).
- Estire el revestimiento metálico hasta la longitud máxima y observe esta ubicación en el paquete de alambre/revestimiento de nailon.
- Corte un trozo de tubo de goma de 15 mm (diámetro exterior, diámetro exterior, diámetro exterior) y deslícelo sobre la lámina de nailon y el haz de cables (comenzando por el lado del conector DIN, Figura complementaria 6C).
- Coloque un trozo de tubo retráctil grande de 3 cm sobre el tubo de goma. Con una pistola de calor, fije el caucho y el tubo retráctil en este lugar marcado. Esto funcionará como un tope para evitar que los cables atraviesen el revestimiento de metal.
- Agregue dos piezas de tubo termorretráctil (de 1 cm de longitud) sobre el revestimiento metálico sin estirar a 20 cm y 24 cm del extremo del tapón. Utilice una pistola de calor para fijar (Figura complementaria 6C). Estos sitios se utilizan posteriormente para asegurar el soporte del cable retractor. La Figura 7 complementaria ilustra el mazo de cables completo, que incluye el enchufe, los cables, el pivote, el revestimiento metálico, el tope y los puntos de fijación del cable retractor.
3. Procedimiento quirúrgico
- Administrar antibióticos orales (p. ej., doxiciclina a 5 mg/kg) 24 h y 48 h antes del procedimiento quirúrgico, así como diariamente durante 5 días después de la operación.
- Calcule la dosis de ketamina (40 mg/kg) y xilacina (6 mg/kg) en función del peso (no hay restricciones de peso o sexo, pero se recomienda que los conejos sean al menos destetados para reducir la posibilidad de que la madre o los compañeros de camada alteren el implante del electrodo). Administre estos medicamentos por inyección intramuscular (IM).
- Una vez que el conejo esté completamente sedado (no responda a los estímulos físicos), aplique un gel humectante protector en los ojos del conejo. Cierra los párpados sobre el gel para distribuirlo uniformemente.
- Use una afeitadora eléctrica (gruesa, luego un accesorio fino) para quitar el pelo desde entre los ojos del conejo hasta 5 cm caudal hasta el ángulo inferior de las escápulas. Retira el pelo alrededor del flanco derecho del conejo. Continúa afeitando el pelaje ventral del conejo desde entre las extremidades delanteras hasta el borde inferior de las costillas.
- Iniciar anestesia de mantenimiento inhalada (isoflurano al 2%-3%). Comience a 1,5-2 L/min (LPM) con administración simultánea de oxígeno a 1,5 LPM. Coloque una mascarilla de anestesia veterinaria que se ajuste bien sobre la nariz y la boca del conejo. Asegúrese de que la junta de goma selle adecuadamente alrededor de la cara del animal sin que la nariz del conejo empuje hacia arriba contra la parte posterior de la máscara.
- Coloque una sonda SpO2 en la pata del conejo y confirme los valores fisiológicos y las formas de onda. Coloque al animal en su lado izquierdo de modo que el flanco derecho sea accesible. Realice el resto del procedimiento quirúrgico bajo técnica aséptica, que incluye que los cirujanos se pongan una bata estéril, una redecilla para el cabello, cubrezapatos, una máscara de procedimiento, un lavado y el uso de guantes estériles. Esterilice todas las herramientas, soluciones e implantes.
NOTA: El investigador debe verificar que el conejo se mantenga caliente mientras está anestesiado. Se recomienda una mesa de procedimiento con calefacción o almohadillas térmicas, junto con paños quirúrgicos. - El asistente quirúrgico no estéril distribuye betadine y alcohol isopropílico a recipientes estériles. Cubra el área con betadine seguido de alcohol isopropílico y repita esto 3 veces, comenzando en el sitio quirúrgico previsto e irradiando hacia afuera en un patrón circular. Coloque cortinas estériles sobre el conejo de manera que el sitio quirúrgico previsto aún esté expuesto.
- Realice la colocación de electrodos de ECG como se describe a continuación.
- Haga 4 marcas pequeñas con un marcador de punta estéril en los lugares previstos para la colocación del electrodo de ECG. Las ubicaciones previstas incluyen la pared torácica superior medial a (1) la axila derecha (RA) y (2) la axila izquierda (LA), y en la cara anterior (3) derecha (RL) y (4) izquierda (LL) del borde inferior de las costillas inferiores (a lo largo de la línea medioclavicular; Figura complementaria 8A). Esto creará la configuración de plomo del Triángulo de Einthoven con una tierra en la ubicación inferior derecha.
- Realice una incisión longitudinal de 2,5-3,5 cm en el flanco derecho del animal, aproximadamente 1 cm dorsal a la extremidad delantera derecha del conejo (Figura suplementaria 8B).
- Usando hemostáticos, diseccione ventralmente sin rodeos de manera que se haga una bolsa subdérmica en todo el tórax. Asegúrese de que este bolsillo se extienda a las cuatro ubicaciones marcadas para cada uno de los cuatro electrodos de ECG.
- Usando el extremo sin aguja de la sutura de monofilamento 3-0, ate 3 juegos de nudos quirúrgicos alrededor de la base del electrodo (Figura suplementaria 9A). La figura complementaria 9B ilustra la forma ideal de cargar la aguja en los hemostáticos: agarrándola por la base de la sutura de modo que la aguja quede paralela a la longitud de los hemostáticos. Esto es para ayudar a pasar la aguja a través de la bolsa subdérmica sin que se enganche en el tejido cercano.
- Pase la aguja ahora conectada a un electrodo a través de la bolsa subdérmica y salga de la piel en el lugar marcado (Figura suplementaria 10A). Cubrir la piel con pinzas o una sutura y una suave tracción ascendente sobre la piel aumenta el espacio dentro de la bolsa subdérmica y reduce la posibilidad de que la aguja se enganche en el tejido conectivo.
- Aplique una tracción suave hasta que el electrodo permanezca en la ubicación marcada (Figura complementaria 10B). Suelte la tracción y palpe para verificar que el electrodo permanezca en su lugar. Si el tejido conectivo impide que el electrodo se asiente en el lugar marcado, diseccione con más contundencia la trayectoria del alambre y el electrodo.
NOTA: Aplicar un exceso de fuerza/tracción en la sutura para animar al electrodo a asentarse donde se desea no funcionará y podría causar un daño excesivo en el sitio de la sutura o romper la sutura. - Para asegurar el electrodo en el lugar marcado, pase la sutura de monofilamento 3-0 y la aguja a través de la piel del conejo directamente adyacente al sitio de salida de la sutura (Figura suplementaria 11A).
- Tire de la sutura parcialmente a través de la piel, de modo que quede un pequeño bucle (Figura suplementaria 11B).
- Hacer un nudo quirúrgico estándar usando la cuerda singular (con la aguja unida) en un lado y el lazo (como si fuera una cuerda singular) en el otro (Figura complementaria 11C). El empate resultante debe parecerse a la Figura Suplementaria 11D. Recorta el exceso de sutura restante.
NOTA: Evite atar la sutura externa demasiado apretada o crear un hoyuelo en la piel. Si es necesario, coloque la punta de un pequeño par de tijeras afiladas dentro del nudo a medida que se aprieta. Esto dejará un accesorio suelto, lo que reduce el riesgo de que el electrodo crezca posteriormente a través de la piel. - Repita este proceso para los electrodos de ECG restantes. Aplica pegamento quirúrgico a cada uno de los nudos externos.
- Realice la colocación de cables de EEG como se describe a continuación.
- Gire al animal a la posición prona y asegúrese de que la mascarilla de anestesia esté asegurada y que los dispositivos de monitoreo fisiológico estén colocados correctamente. Cubra el área con betadine seguido de alcohol isopropílico y repita esto 3 veces, comenzando en el sitio quirúrgico previsto e irradiando hacia afuera en un patrón circular. Coloque cortinas estériles sobre el conejo de manera que el sitio quirúrgico previsto aún esté expuesto.
- Usando un marcador de punta estéril, coloque cinco puntos pequeños en la ubicación prevista para la colocación del electrodo de EEG en los sitios de referencia frontal derecho (RF), frontal izquierdo (LF), occipital derecho (RO), occipital izquierdo (LO) y centro (Cz) (Figura complementaria 12). Desde la incisión en el flanco del conejo, disección roma hacia el ángulo inferior de las escápulas y luego hasta la base de la cabeza.
- Realizar una pequeña incisión transversal en la cabeza, de 1,5 cm de longitud, que se extienda entre la cara anterior de la base de las orejas (Figura suplementaria 12). Haga una incisión con precaución para evitar dañar cualquier musculatura subyacente.
- Disección roma caudalmente desde esta incisión hasta hacer una bolsa subdérmica que se conecta a la incisión en el flanco. Diseccionar de forma roma cranealmente hasta quedar una bolsa subdérmica hecha en la cabeza del animal que se extiende hasta las localizaciones para la colocación de cada uno de los electrodos del EEG. Tenga cuidado de no aplicar demasiada fuerza aquí, ya que las órbitas y varios músculos podrían dañarse.
- Pase hemostáticos de goma a través de la incisión en la cabeza hasta la incisión en el flanco. Agarre los electrodos de EEG (1-2 electrodos a la vez), tire a través de la bolsa subdérmica y salga por la incisión en la cabeza. Repita el proceso de atar una sutura alrededor de la base de cada electrodo, como se describió anteriormente en el paso 3.8.4 y se muestra en la Figura suplementaria 9A.
- Coloque y asegure los electrodos de EEG. Pase la aguja a través de la bolsa subdérmica de la cabeza y perfore la piel en los lugares marcados. Coloque la sutura en su lugar y asegúrela con los métodos descritos en los pasos del protocolo 3.8.7-3.8.9 e ilustrados en la Figura complementaria 11.
- Repita el procedimiento para los cinco electrodos. Se recomienda colocar primero los electrodos frontales, seguido de Cz, seguido de los electrodos occipitales. Aplique pegamento quirúrgico a todos los nudos de sutura externos.
- Inserte pinzas grandes en la incisión en el flanco, abra las pinzas y levante la piel en el sitio marcado para el puerto, que es caudal al ángulo inferior de las escápulas.
- Use una biopsia con sacabocados de 6 mm para crear un orificio circular. Gire suavemente la cuchilla de biopsia en cualquier dirección hasta que el orificio esté completo. Extraer la piel incisa dentro de la biopsia por punción (Figura suplementaria 13A).
- Cubra el tapón del cable con plástico/goma para evitar que la sangre/tejido entre en el enchufe. Pase el puerto a través de la incisión en el flanco y empuje el lado del tapón del puerto a través del orificio hecho por la biopsia con sacabocados. La Figura suplementaria 13B ilustra el puerto que sale de la piel y los colores denotan los cables que se tunelizan debajo de la piel y viajan hacia la cabeza (EEG) y el tórax (ECG).
- Presione la piel hasta la base del puerto para que todo esté tenso. Coloque una junta de goma sobre el puerto y empuje hacia abajo hasta que quede al ras de la piel. Mete el exceso de alambre en el bolsillo subdérmico en la parte posterior y el flanco, teniendo cuidado de diseccionar un bolsillo lo suficientemente grande como para acomodar y distribuir uniformemente el exceso de cableado. Asegúrese de que los cables no se amontonen en ninguna área ni pasen directamente por debajo del puerto, ya que esto puede causar irritación.
- Junte suavemente la piel y cierre todos los sitios de incisión con suturas interrumpidas simples. Aplique pegamento quirúrgico a todas las suturas de monofilamento 3-0 de cierre y a lo largo de las incisiones. Deje tiempo para que el pegamento quirúrgico se seque.
NOTA: Comience a ajustar la anestesia inhalada y luego apáguela después de que el acrílico se endurezca (3.9.14). Mantenga la sonda de SpO2 en su lugar durante al menos 15 minutos para el monitoreo postoperatorio. - Mezcle una proporción de 2:1 por volumen de polvo acrílico y líquido con una pipeta de transferencia. Mezcle hasta que parezca lo suficientemente delgado como para pasar a través de una pipeta de transferencia, pero lo suficientemente espeso como para permanecer en el sitio del puerto.
- Aplique la mezcla acrílica en el exterior del puerto, creando una pequeña cúpula de acrílico que sella el sitio del puerto a la piel. Deja tiempo para que el acrílico se solidifique. Coloque una gasa estéril sobre el sitio de la incisión en el flanco del conejo y envuelva al conejo sin apretar con una envoltura veterinaria (es decir, lo suficientemente suelta como para que quepan fácilmente 2 o 3 dedos debajo de la envoltura). Es posible que la incisión en la cabeza quede descubierta.
- Deja que el conejo se recupere en una jaula con acolchado, una manta y una fuente de calor. El conejo debe ser supervisado durante todo este proceso. Cuando el conejo comience a despertarse (espasmos nasales, algún movimiento), administrar una dosis subcutánea de buprenorfina de liberación sostenida (0,1 mg/kg). Continúe la supervisión directa hasta que el conejo haya recuperado la conciencia (de pie y navegando de forma independiente por la jaula).
- Deje que el conejo tenga tiempo para sanar (al menos 72 h) antes de conectar el puerto del conejo al mazo de cables para la recopilación de datos.
NOTA: Siga todos los pasos de cuidado postoperatorio adecuados para garantizar una curación y comodidad adecuadas durante este tiempo, incluidas, como mínimo, las observaciones diarias de la ingesta de alimentos y agua, las deposiciones, la micción, la cicatrización del sitio de la incisión, los niveles de energía y la apariencia de dolor o malestar. Retire todas las suturas en los sitios de incisión 10 días después de la operación.
4. Medición de EEG/ECG
- Pase el mazo de cables a través de la parte superior central de la jaula del conejo (3/4 de pulgada de diámetro; Figura complementaria 14).
- Conecte los conectores DIN a un dispositivo de monitoreo apropiado. Coloque un cable retractor en la parte superior interior de la jaula cerca del orificio para el mazo de cables.
- Extienda el cable retractor con un clip en el extremo y fíjelo al mazo de cables en la ubicación entre las 2 piezas de tubo retráctil (Figura complementaria 15).
- Asegure los cables a la parte superior fuera de la jaula para que no se deslicen dentro de ella (Figura complementaria 14, por ejemplo, cinta adhesiva).
- Conecte el enchufe del mazo de cables al enchufe del lomo del conejo (Figura complementaria 16). Señal de registro (Figura 1).
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Resultados
Con esta técnica quirúrgica no se registraron casos de mortalidad durante ni después de la cirugía. Existe el riesgo de infección y cicatrización incompleta de la herida, especialmente si el conejo se rasca o muerde en el sitio de la incisión. Los antibióticos preoperatorios y postoperatorios, cubrir la incisión con una gasa seca y estéril y colocar un chaleco en el conejo ayudan a proteger el sitio quirúrgico y permiten una mejor cicatrización. Todas las grabaciones se llevan a cabo en l...
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Discusión
Presentamos un protocolo detallado para la generación de un mazo de cables personalizado, la fabricación interna de un implante y el procedimiento para la implantación estéril de los electrodos, cables y puertos de EEG/ECG. Esta configuración facilita la recopilación de registros continuos de EEG/ECG de alta calidad de una manera eficiente, segura y financieramente viable. Este protocolo genera un sistema en el que se pueden recoger tanto los datos de EEG como de ECG en conejos sin neces...
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar. Una parte de la información contenida en este manuscrito también está presente en la tesis de maestría de la primera autora (Laura Williams) con el permiso adecuado.
Agradecimientos
Deseamos agradecer a Pradeep Dumpala, DVM PhD, Sarah Blair, MA, y al personal de cría de SUNY Upstate Medical University por su dedicación y atención al cuidado de los conejos. NIH-NINDS (1R61NS133273), Departamento de Farmacología, Universidad Médica del Norte del Estado de SUNY
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Envoltura termorretráctil 3:1 con adhesivo | N/A | Wirefly | Tubo de poliolefina revestido con adhesivo diseñado para encogerse 1/3 de diámetro cuando se calienta. Aísle los electrodos al conectar cables y enchufes, conectando piezas del arnés de cables entre sí |
| Almohadillas absorbentes-cualquier | Almohadillas absorbentes para la recolección de fluidos | ||
| BD E-Z Scrub 116 Cepillo/esponja quirúrgica | 371163 | BD E-Z Scrub | 3% PCMX Cepillo/esponja para fregar Para fregar antes de operar para la técnica aséptica |
| Punzones de biopsia | 1315 | ARGENT, McKesson | Cuchilla de corte circular de 6 mm para incisión circular para puerto |
| Buprenorfina | - | - | 0.3 mg/mL Buprenorfina Para control del dolor postoperatorio |
| Conectores de tope | X003C7S38P | SVAAR | Empalme de cobre estañado Conectores de tope no aislados de 26-22 AWG Conexión de cables de fibra de carbono desde los electrodos hasta el enchufe |
| Pluma de cauterización | https://jorvet.com/product/cautery-kit-accessories/ | Laboratorios Jorgensen, Inc. | Pluma de cauterización Bovie de mano Para controlar el sangrado |
| Buje de cable coaxial a través de la pared | COAX BUSH WH | Casquillo de plástico eléctrico comercial | con abertura de 6,9 mm de diámetro interior y poste de 1 cm + puerto de alambre |
| Envoltura cohesiva | https://healthypets.com/vetone-cohesiant-wrap-blue-2x5yd/ | AmerisourceBergen | 4in x 5yd envoltura autoadhesiva Para protección de heridas postoperatorias |
| Bisturí desechable con mango | https://www.securos.com/ | Securos Surgical AmerisourceBergen | Bisturíes desechables estériles para hacer incisiones |
| Anillo | Taidacent | Anillo colector conductor de bola de alta velocidad 12 vías 2A Anillo colector conector rotativo de junta rotativa, anillo colector eléctrico para permitir el libre movimiento del animal sin atar el arnés de cables | |
| Lubricante para ojos pro | https://domespharma.us/eye-lube-pro-detailer-final-v6/ | Sentrx | Gel lubricante Previene la sequedad/daño ocular durante la anestesia |
| Adhesivo | para instrumentos de precisión 503763 World | Para el cierre de sitios de incisión | |
| Isoflurano | ANADA # 200-129 | Isospire | Isoflurano Para anestesia |
| Alcohol isopropílico | 500205 | VETone | 70% alcohol isopropílico Antiséptico tópico |
| Jet Liquid | 1403 | Lang Dental Mfg. Co., Inc. | Líquido de resina acrílica de curado rápido Líquido de resina acrílica dental para sellar el buje y los cables para el puerto de salida del cable. También se usa para sellar el puerto a la piel. |
| Polvo de sombra de diente Jet | 1420 | Lang Dental Mfg. Co., Inc. | Polvo de resina acrílica provisional de corona y puente de curado rápido. Polvo acrílico dental para sellar el buje y los cables para el puerto de salida del cable. También se usa para sellar el puerto a la piel. |
| Ketamina | - | - | 100 mg/mL Ketamina Para sedación |
| Revestimiento de ducha de metal | HOS-960M | Manguera de ducha de metal de repuesto ultraflexible Waterpik, extra larga para cabezales de ducha de mano, 96 pulgadas, cromo Revestimiento de metal para arnés de cables | |
| Juego de Electrodos Condicionales/CT MR y Extensión | MRQW32415 | RhythmLink | Sistema de conexión rápida con enchufes macho-hembra y 8 cables. Enchufes utilizados para la conexión puerto-arnés de cables. Cables y conectores DIN utilizados para el mazo de cables |
| Suturas de monofilamento azul de polipropileno | P8665 | SECUROPRO | 3-0, FS-2, sutura de corte inverso de 18". Cierre cualquier incisión quirúrgica |
| Cable retractor | 0487-013 | West Coast Manufacturing Company | Carrete retráctil industrial con cable de acero inoxidable de 48", soporte de acero en la parte posterior, frente cromado, retracción de 8 oz., abrazadera de manguera de plástico. Tira del arnés de cables sobrante hacia arriba y lejos del animal |
| Junta | de goma E-3603 NSF-51 | Saint Gobain | Tubo de goma transparente cortado a 1,5 cm de ancho. Junta para protección/mantenimiento de un sello. |
| Electrodos Webb pequeños | SWEBB1215 | RhythmLink | 6mm, electrodo de disco plano [WEBB*], cloruro de plata, alambre, electrodos subdérmicos |
| Guantes quirúrgicos de látex estériles | 10122 | AmerisourceBergen | , sin polvo, utilizados para técnica quirúrgica estéril |
| Marcador estéril | DYNJSM01 | Medline | , marca los sitios de incisión/electrodo |
| Paños quirúrgicos estériles con | adhesivo-cualquier | Paños quirúrgicos estériles con tira adhesiva en un lado, Crea un campo estéril fijo | |
| Mascarillas de anestesia veterinaria | : | cualquier | Cono de plástico con juntas de goma para sellar sobre conejos' . Varios tamaños. Administración de anestesia inhalada |
| Exfoliante quirúrgico veterinario Betadine | NDC 67618-154-16 | Betadine | Povidona yodada, 7.5%, Limpiador de piel antiséptico |
| Xylacine | - | - | 100 mg/mL Xilacina, Para sedación |
Referencias
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- Finlay, M. C., Lambiase, P. D., Ben-Simon, R., Taggart, P. Effect of mental stress on dynamic electrophysiological properties of the endocardium and epicardium in humans. Heart Rhythm. 13 (1), 175-182 (2016).
- Shen, M. J., Zipes, D. P. Role of the autonomic nervous system in modulating cardiac arrhythmias. Circulation Res. 114 (6), 1004-1021 (2014).
- Xu, L., et al. Juvenile myoclonic epilepsy and sleep. Epilepsy Behav. 80, 326-330 (2018).
- Bazil, C. W. Seizure modulation by sleep and sleep state. Brain Res. 1703, 13-17 (2019).
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