Se desarrolló una nueva técnica quirúrgica para implantar dispositivos de telemetría en cerdos que permite un seguimiento continuo sin molestias. El dispositivo se coloca en la parte posterior, lo que minimiza la irritación y el riesgo de infección.
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Artículo de método
Técnica quirúrgica para la implantación de un dispositivo de telemetría inalámbrica en el lomo de los cerdos
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Resumen
Resumen
Los dispositivos de telemetría son esenciales para la investigación cardiovascular preclínica, ya que permiten el monitoreo continuo de parámetros fisiológicos como el electrocardiograma, la temperatura y la respiración en animales de experimentación sin causar interrupciones. Los métodos tradicionales, como la colocación intraabdominal, pueden causar molestias, particularmente en cerdos debido a su hábito de acostarse boca abajo. Para abordar este problema, se desarrolló una novedosa técnica quirúrgica para implantar dispositivos de telemetría inalámbrica en cerdos, con el objetivo de mejorar la comodidad de los animales y mantener la calidad de la señal. Este estudio involucró a 40 cerdos Yorkshire (20-30 kg). El dispositivo de telemetría se implantó en la espalda. Se hizo una incisión de 2 pulgadas lateral a la columna vertebral, seguida de una disección roma para crear un bolsillo debajo de la fascia dorsal ancho. El bolsillo se trató con una solución de vancomicina para prevenir infecciones antes de la inserción del dispositivo. Los cables estaban asegurados y el sitio se cerró en capas. Todos los cerdos mostraron señales de telemetría fuertes y continuas después de la cirugía. Durante el período de seguimiento de 180 días, solo ocurrieron dos casos de infección: uno se manejó con antibióticos y el otro requirió la extracción del dispositivo. No se observó sangrado significativo ni pérdida de señal de telemetría, y todos los animales sobrevivieron hasta el final del estudio. Esta nueva técnica ofrece un método fiable para implantar dispositivos de telemetría en cerdos, reduciendo las molestias y el riesgo de infección al tiempo que proporciona datos fisiológicos de alta calidad. Es prometedor para un uso más amplio en la investigación cardiovascular preclínica, mejorando tanto el bienestar animal como la confiabilidad de los datos.
Introducción
Los dispositivos de telemetría desempeñan un papel fundamental en el avance de la comprensión de la fisiología cardiovascular, particularmente en estudios que utilizan un modelo animal de infarto de miocardio. Al permitir la monitorización continua de las señales fisiológicas, incluidos los parámetros vitales y las lecturas del electrocardiograma (ECG), estos dispositivos ofrecen información inestimable sobre los cambios dinámicos que se producen durante los eventos cardíacos. En los estudios preclínicos, donde los modelos animales como los cerdos son fundamentales para imitar las respuestas cardiovasculares humanas, los dispositivos de telemetría se han convertidoen herramientas indispensables. La capacidad de registrar el ECG de forma continua en animales sin restricciones y que se mueven libremente proporciona una perspectiva matizada sobre el impacto del infarto de miocardio, lo que permite a los investigadores capturar alteraciones en tiempo real en la función cardíaca.
En estudios que involucran modelos animales de infarto de miocardio, los dispositivos de telemetría implantables ofrecen claras ventajas. Facilitan la medición de parámetros críticos como la frecuencia cardíaca con una interrupción mínima del comportamiento natural de los animales, eliminando los posibles factores de confusión introducidos por dispositivos externos2.
Estos dispositivos suelen venir con un manual con instrucciones para su implantación quirúrgica, pero diferentes estudios y modelos animales pueden requerir técnicas de implantación diferentes a las del manual. Los sitios de implantación de telemetría tradicionales, como la colocación intraabdominal o del cuello, presentan inconvenientes en los modelos porcinos utilizados en estudios cardiovasculares extendidos, que incluyen posibles molestias, interferencia con el acceso femoral, movimiento restringido y mayor riesgo de infección 1,2,3. Por lo tanto, se necesitaba un enfoque alternativo que fuera compatible con el monitoreo a largo plazo en cerdos sin restricciones.
En comparación con la colocación intraabdominal tradicional, que puede causar molestias, o la colocación del cuello, que ha tenido tasas de éxito más bajas en cerdos en algunos otros estudios, este enfoque dorsal tiene como objetivo mejorar el bienestar manteniendo la calidad de los datos.
El objetivo principal de este estudio fue desarrollar y validar una nueva técnica quirúrgica para implantar dispositivos de telemetría inalámbrica en la espalda de los cerdos para garantizar la comodidad y confiabilidad de los animales. El objetivo era aprovechar los beneficios de la monitorización continua del ECG durante un período prolongado (hasta 180 días). Esta técnica se desarrolló en respuesta a las limitaciones observadas con los métodos de implantación tradicionales (por ejemplo, colocaciones intraabdominales, inguinales y de cuello), que en los cerdos se asocian con un riesgo sustancial de molestias, movilidad limitada, interferencia con el acceso vascular e infección. Desarrollamos este novedoso enfoque dorsal para mejorar el bienestar animal, reducir las complicaciones postoperatorias y mantener una calidad de señal confiable durante el monitoreo a largo plazo en animales sin restricciones.
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Protocolo
Todos los procedimientos con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) del Instituto del Corazón de Texas. A los animales se les implantó el sistema digital EMKA easyTEL+L-EEEETA (https://www.emkatech.com/product/easytel-large-animals/).
1. Preparaciones preoperatorias para animales de experimentación
- Utilice cerdos Yorkshire de ambos sexos que pesen entre 20 kg y 30 kg. No alimente a los cerdos 12-24 h antes del inicio de la anestesia, pero permita el acceso al agua.
2. Sedación y anestesia
- Administrar Telazol (tiletamina y zolazepam; 2-6 mg/kg intramuscular [IM]) y sulfato de atropina (0,02-0,05 mg/kg IM). Espere de 10 a 15 minutos para que los medicamentos induzcan la sedación, luego transporte al cerdo a la sala de preparación. Confirmar una anestesia adecuada por la ausencia de tono de la mandíbula y la falta de respuesta al pellizco del dedo del pie. Aplique un ungüento oftálmico en ambos ojos para evitar que la córnea se seque durante la anestesia.
- Coloque una mascarilla para administrar oxígeno e isoflurano al 3% hasta que la relajación adecuada del tono de la mandíbula permita la intubación endotraqueal.
- Intubar al cerdo con visión directa de las cuerdas vocales. Conecte el cerdo a un ventilador de volumen y mantenga la anestesia mediante inhalación de isoflurano (0,5%-3,0%) en O2 (40%-100%).
- Coloque un catéter intravenoso (IV) en una vena del oído. Afeitar el área sobre la vena auricular lateral y desinfectarla con alcohol isopropílico al 70% seguido de una solución de povidona yodada. Inserte un catéter de 20 a 22G en la vena, utilizando una técnica aséptica, luego asegure el catéter con cinta médica y enjuáguelo con solución salina estéril para confirmar la permeabilidad.
- Administrar buprenorfina (Buprenex; 0,005-0,015 mg/kg IM), flunixina meglumina (1,1-2,2 mg/kg IV o IM) y ceftiofur (Naxcel; 3-5 mg/kg IM).
- Afeitarse el pecho, la parte superior de la espalda, la parte inferior de la espalda y las porciones distales de las cuatro extremidades, específicamente las áreas sobre la cara anterior de los cascos, usando maquinillas eléctricas para exponer completamente la piel para la colocación de electrodos. Limpie todas las áreas afeitadas con una gasa estéril empapada en alcohol isopropílico al 70%, limpiando con movimientos circulares desde el centro hacia afuera para eliminar los desechos y los aceites en preparación para el drapeado estéril. Coloque electrodos adhesivos de ECG en las cuatro extremidades, asegurando un contacto firme con la piel para minimizar los artefactos de señal.
3. Procedimiento quirúrgico
- En el quirófano, coloque al cerdo sobre la mesa en posición ventral. Mantener la anestesia con inhalación de isoflurano (0,5%-3,0%). Iniciar la infusión intravenosa de plasmalito a 10-15 mL/h.
- Preparación del sitio quirúrgico
- Limpie el sitio de la incisión quirúrgica prevista en la parte superior izquierda de la espalda y el área afeitada circundante (aproximadamente 15 cm x 15 cm) con una gasa estéril empapada en alcohol isopropílico al 70%. Limpie desde el centro hacia afuera hasta que no quede suciedad o escombros visibles en la gasa. Deje que el alcohol se seque al aire por completo.
- Realice un exfoliante quirúrgico estéril con una solución de exfoliante de povidona yodada y una gasa estéril. Aplique el exfoliante con movimientos circulares firmes, comenzando en la línea de incisión y moviéndose hacia afuera en círculos en expansión. Continúe frotando durante al menos 5 minutos, usando una gasa nueva según sea necesario.
- Aplique la solución de povidona yodada con una gasa estéril o palitos de esponja, nuevamente moviéndose desde el centro hacia afuera. Deje que esta capa de pintura final se seque al aire por completo; No lo limpie.
- Aísle el área quirúrgica preparada con paños quirúrgicos estériles.
- Identifique los puntos de referencia anatómicos de la incisión. Estos puntos de referencia forman un triángulo que comprende la columna vertebral (borde superior), la escápula (borde izquierdo) y el borde inferior del músculo trapecio (borde derecho; Figura 1).
- Con una cuchilla número 10, haga una incisión longitudinal de 2 pulgadas aproximadamente a 2 pulgadas lateralmente de la columna vertebral.
- Después de hacer una incisión en la epidermis, use un electrocauterio para avanzar a través del tejido subcutáneo y luego divida el músculo trapecio. Tenga especial cuidado de dividir todas las capas fasciales.
- Una vez que se haya dividido la capa fascial interna, use una disección roma con el dedo índice y medio para crear un bolsillo en esta capa. Verifique que la punta de la escápula esté al alcance de las yemas de los dedos. Después de la disección, la punta de la escápula será palpable en la extensión de la bolsa (Figura 2).
- Compruebe que el dispositivo de telemetría pueda caber en el bolsillo con una tensión mínima en la incisión de la piel. Saca el dispositivo del bolsillo.
- Mezclar vancomicina (1 g) con 50 ml de solución salina al 0,9% y colocar aproximadamente 10 ml de la mezcla en el bolsillo durante 1-2 min. Retire el exceso de solución con una gasa.
- Use un angiocath de 14 Fr para colocar los cables como se muestra en la Figura 2.
- Inserte angiocath, yendo lateral a medial, de afuera a orientación interna. Dirija la aguja debajo del músculo hacia el bolsillo. Avance la aguja hasta que solo quede visible un tercio de su cuerpo. Retire la aguja y pase el cable a través del catéter, desde la punta del catéter hasta el centro del catéter.
- Deje entre 1 y 2 pulgadas de plomo expuesto. El plomo suficientemente expuesto evita que se pierda en el tracto subcutáneo durante la colocación de otros cables. Retire el catéter.
- Inserte una mina de color (amarilla, roja, verde o azul), seguida inmediatamente de su correspondiente mina transparente contralateral en el lado opuesto del bolsillo. Inserte cada par juntos, un par a la vez, para que coincida con su disposición en el dispositivo de telemetría y evite confusiones durante la colocación. Los cables coloreados y transparentes forman un par diferencial para cada canal de ECG, lo que permite la adquisición de señales bipolares y reduce el ruido eléctrico. Repita este proceso secuencialmente para todos los pares de derivados. Inserte el cable de tierra negro al final. Este enfoque garantiza una orientación constante del cable y una transmisión de señal precisa (Figura 3).
- Una vez colocados todos los cables, tire de los cables para que las puntas de los cables apenas queden debajo de la piel. Asegúrese de que no haya cables visibles a nivel de la piel (Figura 3).
- Reúna todos los cables en un lazo, usando la mano como guía, y átelos en un paquete con sedas gruesas.
- Coloque el dispositivo y el paquete de cables en el bolsillo. Asegúrese de que el dispositivo quede plano y orientado correctamente. Un lado del dispositivo está etiquetado con la instrucción: Este lado hacia afuera.
- Coloque el dispositivo dentro del bolsillo de modo que su borde lateral quede al menos 1-2 cm medial al borde caudal palpable de la escápula. Antes de continuar, manipule suavemente la extremidad anterior izquierda del cerdo a través de su rango de movimiento para confirmar que el dispositivo no incida significativamente ni roce contra la escápula.
- Asegúrese de que las lecturas del dispositivo se transmitan al receptor y a la computadora (Figura 4).
NOTA: La transmisión exitosa se define como una transmisión que mide con precisión la frecuencia cardíaca, evalúa el ritmo e identifica los complejos QRS. La señal sin procesar puede no ser perfectamente isoeléctrica o libre de artefactos. - Asegurar la hemostasia. Cierre la capa muscular con 1-0 Vicryl. Aplique la mezcla de vancomicina sobre la capa muscular. Deje que se absorba de 1 a 2 minutos.
- Cierre la capa subcutánea con 2-0 Vicryl. Grapa la incisión y aplica pegamento para tejidos.
4. Cuidados postoperatorios
- Monitorear y registrar los signos vitales (frecuencia cardíaca, frecuencia respiratoria y temperatura) cada hora, comenzando en el momento de la admisión a la unidad de cuidados intensivos. Evalúe continuamente al cerdo hasta que se cumplan los criterios de extubación, incluido el esfuerzo respiratorio espontáneo mientras está conectado al ventilador, la presencia de un reflejo de masticación y la capacidad de mantener la decúbito esternal. La extubación debe basarse en estos indicadores clínicos y estar respaldada por mediciones de gases en sangre arterial.
- Continuar con el monitoreo cada hora después de la extubación; Reducir a cada 4 h una vez que el cerdo demuestre estabilidad fisiológica. Asegúrese de que el cerdo nunca se deje desatendido durante la recuperación. Un técnico veterinario capacitado debe permanecer presente en todo momento durante todo el período de recuperación.
- Aloje a los cerdos individualmente en corrales adyacentes que permitan el contacto visual pero no físico con sus congéneres, y no devuelva al cerdo al alojamiento grupal hasta que se haya recuperado por completo.
- Administre analgesia postoperatoria, que incluya buprenorfina (0,05-0,1 mg/kg IM o PO) cada 6-12 h o según las indicaciones del veterinario tratante, y flunixina meglumina (1,1-2,2 mg/kg IV, IM o PO) administrada cada 6-8 h según sea necesario.
- Administrar profilaxis antimicrobiana comenzando con Naxcel (ceftiofur; 3-5 mg/kg IM) una vez al día durante 24 h, comenzando el día después de la cirugía, seguido de Baytril (enrofloxacina; 2,5-5,0 mg/kg VO, BID) durante un máximo de 14 días.
- Mantenga el cuidado postoperatorio aséptico aplicando spray de yodo en el sitio de la incisión cada 8 h hasta la cicatrización completa de la herida y la extracción de grapas en el día 14 postoperatorio. Aplique un ungüento antibiótico triple en el sitio de la incisión según sea necesario.
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Resultados
Los datos presentados en la Tabla 1 muestran la fiabilidad y seguridad de la técnica quirúrgica para el implante dorsal de dispositivos de telemetría en cerdos. Se registró una transmisión de ECG exitosa en los 40 cerdos (100%), lo que confirma que el posicionamiento del dispositivo y la configuración de la derivación permitieron una adquisición de señal efectiva a largo plazo. La ausencia de eventos hemorrágicos mayores (0%; definido como ≥10 ml de pérdida de sangre) indica la seguridad de la disección ...
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Discusión
Un procedimiento de implantación de dispositivos se describe como un nuevo método telemétrico invasivo de monitoreo continuo de ECG. Este método garantiza registros confiables en experimentos con animales. Aunque el manual de usuario del dispositivo EMKA4 describe un procedimiento quirúrgico para implantar el dispositivo en el abdomen de animales grandes como perros y cerdos, la colocación intraabdominal no se consideró deseable porque los cerdos generalmente se a...
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Divulgaciones
Ninguno declaró.
Agradecimientos
Stephen N. Palmer, PhD, ELS, del Departamento de Publicaciones Científicas del Instituto del Corazón de Texas, contribuyó a la edición del manuscrito.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Jeringa de 1 cc | Vetone | V1 670097 | |
| Jeringa de 10 cc | Medline | SYR110010 | |
| Jeringa de 12 cc | Vetone | V1 670065 | |
| jeringa de 20 cc | Aguja Nipro | JD+20L | |
| 20G | Medline | SYR100205 | |
| de 3 cc | Nipro | JD+03L-NIJ | |
| ACT cartucho | Medtronic | 402-03 | |
| Alcohol | Vetone | V1 500205 | |
| Circuito de anestesia | Fisher & Paykel | RT210 | |
| Angiocath 14 Fr | BD | 382269 | |
| Sulfato de atropina | Vetone | V1 510221 | |
| Paño bariátrico | Medline | DYNJP3105 | |
| Blade 10 | Medline | MDS15010 | |
| Blade 11 | Medline | MDS15011 | |
| Buprenorfina | PAR Pharmaceuticals | 3003408B | |
| Cubierta de la cámara | Aspen Surgical | LT-C02 | |
| Pluma de cauterización | Medline | ESPB3000 | |
| Almohadilla de rascado de pluma de cauterización | Medline | DYNJ01208 | |
| Coflex 2" cinta | Vetwrap | 1404BK | |
| Curos protector de tapa | 3M | CFF1-270 | |
| electrodos de ECG | Medline | ||
| Sistema digital EMKA easyTEL+L-EEEETA | EMKA | ||
| Tubo endotraqueal | Jorvet | J0615J | |
| Flunixina meglumina | Merck | 65707 | |
| Tapón de inyección | ICU Medical | C1000 | |
| Catéter introductor 5F | Abbott | 406101 | |
| Catéter introductor 6F | Abbott | ||
| Isoflurano | Vetone | MWI502017 | |
| Conjunto de extensión de catéter intravenoso | Baxter | 2C8612 | |
| Conjunto de bomba intravenosa SmartSite | BD Alaris | 2420-0007 | |
| Cubierta ligera | Medline | DYNJLHS2 | |
| Naxcel (ceftiofur) | Zoetis | 25434 | |
| Contador de agujas | Medline | DYNJNC20F | |
| Aguja de entrada percutánea | Cook | G00272 | |
| Seda Permahand 2-0 | Ethicon | C012D | |
| PlasmaLyte | Baxter | 2B2544 | |
| Barras de pintura de povidona yodada | Aplicare | ORF20025S | |
| Transductor de monitoreo de presión 1x1 | Edwards Lifesciences | PX260 | |
| Tubo de presión 84" | Edwards Lifesciences | 50P184 | |
| Saline | Baxter | 2F7124 | |
| Fundas para zapatos | Medline | NON29858 | |
| Skin grapadora | Covidien | 8886803712 | |
| Vaso de muestras | Medline | DYND30389 | |
| Esponja, 4"&veces; 4", detectable por rayos X | Covidien | 441002 | |
| Esponja, regazo | Medline | MDS241518 | |
| Gorro de cirujano Guantes quirúrgicos | CardinalHealth | 4359 | |
| Batas quirúrgicas | |||
| Driza | 6211580 | ||
| Mantel | Medline | DYNJP2311 | |
| Telazol | Zoetis | 10004135 | |
| Adhesivo tisular | 3M | 1469SB | |
| Vancomicina | Fresenius Kabi | 402254G | |
| Vicryl 1 | Ethicon | J480H | |
| Vicryl 2-0 | Ethicon | J869H |
Referencias
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- Horning, M., et al. Best practice recommendations for the use of fully implanted telemetry devices in pinnipeds. Animal Biotele. 5 (1), 13(2017).
- Swindle, M., Smith, A. C., Helke, K. Recommendations for medical device implantation in swine. Israel J Vet Med. 68, 3-11 (2013).
- Implanted telemetry: A valuable tool for preclinical research. , National Centre for the Replacement, Refinement and Reduction of Animals in Research. https://www.emkatech.com/implanted-telemetry-in-preclinical-research/ (2023).
- Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the bvaawf/frame/rspca/ufaw joint working group on refinement, part a. Lab Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
- Langin, M., et al. Perioperative telemetric monitoring in pig-to-baboon heterotopic thoracic cardiac xenotransplantation. Ann Transplantat. 23, 491-499 (2018).
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- Prior, H., Mcmahon, N., Schofield, J., Valentin, J. P. Non-invasive telemetric electrocardiogram assessment in conscious beagle dogs. J Pharmacol Toxicol Meth. 60 (2), 167-173 (2009).
- Ruppert, S., Vormberge, T., Igl, B. W., Hoffmann, M. Ecg telemetry in conscious guinea pigs. J Pharmacol Toxicol Meth. 81, 88-98 (2016).
- Shiotani, M., Harada, T., Abe, J., Hamada, Y., Horii, I. Methodological validation of an existing telemetry system for qt evaluation in conscious guinea pigs. J Pharmacold Toxicol Meth. 55 (1), 27-34 (2007).
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Reimpresiones y permisos
