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Artículo de método

Modelo murino de lesión uterina quirúrgica y resultados posteriores del embarazo

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DOI:

10.3791/67977

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27 de junio de 2025

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe un procedimiento para inducir lesiones uterinas en un modelo de ratón, seguido de análisis posteriores durante un embarazo posterior.

Resumen

Las lesiones uterinas causadas por cesáreas y otros procedimientos (dilatación y legrado, miomectomías, etc.) pueden provocar varias morbilidades en embarazos posteriores, como placenta previa, espectro de placenta accreta (PAS), embarazo con cicatriz por cesárea y ruptura uterina. Las cesáreas representan aproximadamente el 30% de los partos en los EE. UU., y se prevé que las tasas aumenten. Por lo tanto, es esencial una comprensión más profunda de los mecanismos por los que surgen los trastornos del embarazo asociados a lesiones y una plataforma para probar posibles intervenciones. Para lograr estos objetivos, existe una necesidad crítica de modelos animales de lesión uterina, particularmente aquellos que abordan el impacto de la lesión en los resultados posteriores en el útero. Este protocolo describe un procedimiento quirúrgico novedoso para un modelo de lesión uterina inducida mecánicamente en el ratón de laboratorio (Mus musculus). Se demuestran los pasos tomados en la preparación para la cirugía, la inducción de la lesión uterina en sí y los procedimientos de recuperación posquirúrgica. Se proporciona información adicional sobre la disección posterior de ratones preñados y no gestantes. En general, al detallar un conjunto de procedimientos para inducir lesiones uterinas en un modelo in vivo , este protocolo presenta un método manejable para dilucidar los eventos moleculares y celulares de la cicatrización de heridas uterinas y sus efectos en el embarazo posterior.

Introducción

Aunque 1 de cada 3 partos en los EE. UU. se realizan por cesárea, se sabe poco sobre cómo se cura el útero y cómo un útero lesionado conduce a complicaciones en embarazos posteriores 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12, 13 de la Constitución. Estas complicaciones incluyen ruptura uterina, placenta previa, PAS y embarazo con cicatriz por cesárea, que en conjunto afectan a ~ 2.5% de las pacientes que han tenido una o más cesáreas 1,2,6,8,12,14,15,16,17. La placenta previa se caracteriza por la colocación anormal de la placenta en la porción inferior del útero 4,16. Esto no solo causa obstrucción física del cuello uterino y un riesgo elevado de sangrado durante el embarazo, sino que también es un factor de riesgo significativo para la afección más grave e invasiva del PAS 8,12. El PAS se define por la invasión excesiva de la placenta en los tejidos maternos, incluso hasta la vejiga o el recto, y a menudo requiere una histerectomía por cesárea para evitar una hemorragia materna potencialmente mortal12,17. Los embarazos con cicatrices por cesárea, aunque raros, conllevan una alta tasa de morbilidades relacionadas, incluyendo aborto espontáneo, muerte fetal y parto prematuro18,19. Además de las complicaciones asociadas con los antecedentes de cesáreas previas, otros procedimientos uterinos como la miomectomía o la dilatación y legrado (D&C) también conducen a morbilidades en las pacientes. Por ejemplo, ~30% de las pacientes sometidas a una D&C después de un aborto espontáneo tardío y hasta el 46% de las pacientes sometidas a una segunda resección histeroscópica por leiomioma desarrollan adherencias intrauterinas características del síndrome de Asherman (EA)20,21. La EA afecta a ~2% de las mujeres, causando amenorrea, dismenorrea, fallo de implantación embrionaria, pérdida recurrente del embarazo, parto prematuro y/o PAS 21,22. Por lo tanto, dadas las importantes morbilidades y mortalidades asociadas con el trauma uterino previo, un modelo animal experimental es fundamental no solo para dilucidar los mecanismos por los cuales las heridas uterinas se curan y cómo la lesión uterina afecta los resultados del embarazo posterior, sino también como una plataforma para el desarrollo de nuevos diagnósticos y terapias23,24.

Por lo tanto, varios estudios han desarrollado modelos de ratón de lesiones uterinas. Sin embargo, los primeros estudios no examinaron las consecuencias de la lesión uterina en los embarazos posteriores25 o limitaron el daño a la superficie luminal uterina para investigar la implantación embrionaria fuera de la ventana de receptividad endometrial en ratones ovariectomizados26. Para abordar estas lagunas de conocimiento, el modelo descrito en este protocolo, junto con otros estudios recientes, presenta una metodología quirúrgica novedosa para la introducción de la lesión uterina en ratones27,28. Este protocolo utiliza el ratón de laboratorio común como organismo modelo debido a su amplia accesibilidad, trazabilidad genética, gestación corta, tiempo rápido desde el nacimiento hasta la pubertad, tamaños de camada grandes y rentabilidad. Además, la característica anatómica de dos cuernos uterinos en ratones permite un control interno con un cuerno intacto en cada animal de experimentación, así como la capacidad de separar los defectos locales directamente en la cicatriz vs. defectos globales en todo el entorno uterino. El enfoque descrito en este Protocolo implica una laparotomía dorsal simple, seguida del uso de una aguja con rebabas para crear una incisión a través de las capas endometrial y miometrial de un solo cuerno uterino. Esta metodología se asemeja más a las lesiones observadas durante las cesáreas y las miomectomías, aunque puede modificarse fácilmente para investigar lesiones no incisionales como las D&C, que preceden a la EA29,30. Después de la lesión, se permite que los animales se recuperen y luego se aparean con machos sementales para embarazos cronometrados para examinar las consecuencias de la lesión en los resultados intrauterinos posteriores27,28.

Aunque la estrategia general es similar a la de otros estudios recientes, hay aspectos de este protocolo que aportan distintas ventajas. Por ejemplo, tanto Li et al. como Burke et al. accedieron al útero por vía abdominal en lugar de dorsalmente como se describe aquí31,32. Un abordaje dorsal es más sencillo de realizar y más propicio para una rápida recuperación postoperatoria del animal. Para los ratones no preñados en el estudio de Burke et al., se utilizaron agujas dobladas o curetas para raspar el endometrio, imitando así más de cerca las D&C, en contraposición a las lesiones incisionales de espesor completo en este Protocolo que modelan más de cerca las cesáreas y las miomectomías32. En ratones periparto, Burke et al. introdujeron incisiones en el mesomal en lugar de en la superficie del anti-mesometrial donde se implantan los embriones, como se describe aquí. Mediante el uso de una aguja de rebaba en lugar de las tijeras utilizadas por Li et al.31, este enfoque puede modificarse más fácilmente desde lesiones de espesor completo hasta lesiones restringidas al endometrio para modelar tanto las D&C como las cesáreas y miomectomías. Tanto Li et al. como Burke et al. cerraron las heridas uterinas con suturas, lo que, aunque más fiel a los eventos durante una cesárea, introduce una variabilidad adicional en el proceso de cicatrización, así como el potencial de efectos de cuerpo extraño 31,32,33,34,35,36. Estudios similares en ratas han utilizado rutas abdominales para generar heridas uterinas incisionales37,38 o excisionales39 de espesor completo que se cierran con suturas 37,38,39 tanto en animales no gestantes 38,39 como en animales37 preñados. Por lo tanto, el protocolo presentado aquí es particularmente adecuado para investigadores interesados en un enfoque fácil y reproducible que requiera una experiencia quirúrgica mínima, que aborde los eventos relacionados con la implantación y placentación del embrión después de una lesión uterina de espesor completo, y que sea fácilmente adaptable a una amplia variedad de preguntas, incluidas las lesiones similares a la D&C en el endometrio27,28.

El paso 1 de este protocolo describe los pasos preoperatorios. El paso 2 describe el procedimiento quirúrgico para inducir una lesión en un cuerno uterino. Finalmente, el Paso 3 detalla la disección de una madre embarazada para investigar los efectos de la cirugía uterina en un embarazo posterior. En conjunto, este estudio presenta un modelo quirúrgico único en roedores de la cicatrización de heridas uterinas y los resultados asociados del embarazo que es rápido de realizar y fácil de adoptar.

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Protocolo

Todos los procedimientos demostrados en este protocolo han sido aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de California, Davis (Protocolo IACUC #23985). Los procedimientos descritos en este protocolo se realizan típicamente en hembras C3H de entre 7 a 10 semanas de edad y 19 a 25 g de peso, aunque este protocolo es adecuado para ratones hembra de todas las cepas, edades y pesos, dependiendo de la pregunta del investigador. Monitoree a los animales antes de la cirugía para asegurarse de que solo los animales sanos sin signos de lesiones o angustia se utilicen para los estudios. Los detalles de los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación de la zona quirúrgica

  1. Antes del día de la cirugía, coloque todos los instrumentos quirúrgicos (pinzas finas (#5 o #55), portaagujas, tijeras de iris curvadas y aplicador de pinzas cutáneas (cargado con pinzas)) en bolsas de esterilización y autoclave.
  2. Si usa un anestésico inyectable, prepare una dilución funcional de 10 mg/mL de ketamina y 1 mg/mL de xilacina en solución salina de cloruro de sodio al 0,9%.
    NOTA: Alternativamente, el isoflurano administrado por vía nasal es una forma aceptable de anestesia40.
  3. Inmediatamente antes de la cirugía, póngase el equipo de protección personal (EPP): bata de laboratorio, gorro quirúrgico para el cabello, mascarilla quirúrgica y guantes.
  4. Preparar el área preoperatoria.
    NOTA: Esto puede consistir en una almohadilla de banco absorbente forrada con toallas de papel y una jaula en la que el animal puede descansar después de recibir anestesia antes de la cirugía. Cubra la jaula del animal con toallas de papel y colóquela junto a la almohadilla del banco preoperatorio.
  5. Pese al animal designado para la cirugía en un vaso de precipitados de plástico tarado o en un recipiente similar encima de una balanza (Figura 1A). Registre el peso para calcular las cantidades adecuadas de anestésico, analgésico y solución salina.
  6. Administre anestesia inyectable al animal a través de los siguientes pasos:
    1. Llene una jeringa de insulina con el volumen adecuado de la dilución de trabajo de ketamina/xilacina (ver paso 1.1) para alcanzar una dosis de 100 mg/kg de ketamina y 10 mg/kg de xilacina (Figura 1B).
      NOTA: Por ejemplo, un animal que pesa 22 g necesitaría 0,22 ml de la solución anestésica de 10 mg/ml de ketamina y 1 mg/ml de xilacina.
    2. Inyectar la dosis adecuada de ketamina/xilacina por vía intraperitoneal (I.P.) después de raspar e invertir firmemente al animal en posición supina41 (Figura 1C).
      NOTA: Se puede usar un protector contra rozaduras según sea necesario.
  7. Monitoree al animal durante aproximadamente 3 min. Inyecte 0,02 ml adicionales de solución de ketamina/xilacina I.P.41 si se observa movimiento durante este período de tiempo.
  8. Verifique la sedación adecuada realizando un pinzamiento de la punta delantera ~ 10 min después de administrar la anestesia 40,42.
    NOTA: Por lo general, los animales alcanzan un plano quirúrgico de anestesia en 10-15 minutos. Los ratones C3H suelen requerir ~20% más de anestesia que los animales C57BL/6 o BALB/c (por ejemplo, 0,24 mL de solución de ketamina/xilacina para un animal de 20 g). Es posible que sea necesario determinar empíricamente la dosis en función de cada cepa individual.
  9. Después del cese del movimiento, inyecte al animal por vía subcutánea (S.C.) 0,5 mg/kg de buprenorfina de liberación prolongada (Figura 1D).
    NOTA: Dado el pequeño volumen y la naturaleza viscosa de la buprenorfina de liberación prolongada, se recomienda inyectarla cerca del omóplato mientras se cubre la piel con la otra mano.
  10. Para proteger los ojos del animal, aplique la pomada oftálmica con un hisopo de algodón estéril (Figura 2A).
  11. Coloque el animal anestesiado sobre la almohadilla absorbente preoperatoria forrada con toallas de papel.
  12. Afeita cuidadosamente el sitio de la incisión en la parte inferior y media de la espalda con un cortapieles (Figura 2B). Retire el exceso de pelo con el uso de toallas de papel, seguidas de un rodillo para pelusas (Figura 2C).1.12
    NOTA: La crema depilatoria se puede aplicar con un hisopo de algodón estéril para la eliminación completa del pelo.
  13. Desinfecte el sitio de la incisión con almohadillas de preparación con alcohol e hisopos de povidona y yodo de la siguiente manera:
    1. Comenzando en el centro del sitio de la incisión prevista, limpie hacia afuera con la almohadilla de preparación con alcohol con movimientos circulares (Figura 2D).
    2. A continuación, limpie el sitio de la incisión con un hisopo de povidona yodada de manera similar (Figura 2E).
    3. Alterne entre almohadillas de preparación con alcohol fresco e hisopos de povidona yodada durante un total de 3 rondas.
  14. Prepare el área quirúrgica de la siguiente manera (véase la figura 3A):
    1. Coloque una segunda almohadilla absorbente debajo de un iluminador, seguida de un paño quirúrgico estéril sobre la almohadilla absorbente.
    2. Guantes esterilizantes e iluminador con etanol al 70%.
    3. Coloque las herramientas quirúrgicas estériles en los bordes del paño quirúrgico y coloque al animal en el centro del área quirúrgica.
  15. Cree un campo estéril colocando una cortina estéril (por ejemplo, Glad Press 'n Seal) sobre el animal, dejando solo el hocico expuesto (Figura 3B).
    NOTA: Durante el uso, se pueden colocar herramientas quirúrgicas limpias sobre superficies estériles, como el paño estéril dentro del área quirúrgica.
  16. Corte un cuadrado pequeño sobre la región afeitada en preparación para generar una incisión en ese sitio (Figura 3C, D). Consulte la NOTA para el paso 2.1 (a continuación) para conocer la ubicación específica del sitio de la incisión.

2. Inducción quirúrgica de la lesión uterina

NOTA: Esta sección describe la cirugía y el procedimiento para introducir una lesión en un solo cuerno uterino de una rata hembra no embarazada. En primer lugar, se realiza una laparotomía dorsal para exponer la parte superior del asta uterina. A continuación, se inserta una aguja de 25 G en la luz uterina para dañar el endometrio uterino y, si se desea, para cortar el miometrio. Esto crea una herida longitudinal en el cuerno uterino lesionado, lo que permite una mayor experimentación para abordar preguntas como cómo se cura el útero y cómo afecta la lesión a un embarazo posterior. Es importante que el animal esté debidamente sedado antes de realizar la cirugía. Como se describe en el Paso 1, varios parámetros indican que un animal está adecuadamente anestesiado. Estos incluyen el cese del movimiento, la reducción de la frecuencia respiratoria y la ausencia de un reflejo de la extremidad anterior. Además, el reflejo de la extremidad posterior a un toque ligero debe estar ausente, aunque este reflejo a veces permanece presente a pesar de la anestesia adecuada si se aplica suficiente presión 40,42.

  1. Corta una incisión de 2-3 mm en la piel dorsal del ratón con unas tijeras (tijeras de iris rectas o curvas) mientras sujetas la piel con pinzas finas (#5 o #55).
    NOTA: Corte ~1/3 de distancia entre la base de la cola y el cuello y ~0,5 cm desde la línea media. Véase la figura 4A.
  2. Realice una incisión de 2-3 mm en la fascia inmediatamente superponiendo la almohadilla de grasa ovárica (Figura 4B).
  3. Sujete suavemente la almohadilla de grasa ovárica con un par de pinzas y extráigala de las incisiones en la fascia y la piel (Figura 4C).
    NOTA: Es posible que sea necesario cortar partes de la almohadilla de grasa para que el ovario y el útero puedan extraerse de la cavidad corporal. Evite lesionar cualquier parte del tracto reproductivo femenino, así como el bazo y cualquier vaso sanguíneo grande cerca de la almohadilla de grasa.
  4. Después de exponer el tercio superior del útero, realice lo siguiente (Figura 4D):
    1. Asegure suavemente la ligadura uterotubárica con pinzas (Figura 5A, B).
    2. Use el extremo afilado de una aguja con rebabas para crear un pequeño orificio en la parte superior del útero (Figura 5A, B).
    3. Inserte la aguja con cuidado y comience a raspar la superficie antimesomtrial, del asta uterina (Figura 5C).
    4. Continúe raspando hasta que se haya logrado la perforación completa de las capas endometrial y miometrial (Figura 5D).
      NOTA: La presión excesiva con fórceps y/o la inserción de una aguja pueden desgarrar el útero en la ligadura uterotubular, lo que resulta en la separación del cuerno uterino del oviducto y el ovario. Si es difícil crear un orificio de entrada al útero con la aguja con rebabas sin dañar la ligadura uterotubular, se puede usar una aguja sin rebabas de 25 G o 27 G como alternativa. A continuación, se puede insertar la aguja rebaba en este orificio para generar la incisión como se ha descrito anteriormente. En el enfoque descrito aquí, se introducen incisiones de espesor completo en el asta uterina. Sin embargo, si se desea un daño uterino menos extenso, se puede usar la aguja de 25 G con rebabas para raspar solo las capas más internas del útero, como el endometrio. Además, este procedimiento no utiliza suturas para cerrar el útero para evitar introducir respuestas de cuerpo extraño como variable adicional; Sin embargo, la sutura uterina es una alternativa aceptable para este procedimiento.
  5. Regrese suavemente el cuerno uterino lesionado a la cavidad corporal con pinzas (Figura 6A, B).
  6. Sutura43 la fascia cerrada con sutura tamaño 4-0 y retire cualquier exceso de hilo (Figura 6C-E).
    NOTA: Una sola sutura suele ser suficiente para cerrar la incisión en la fascia.
  7. Cierre la incisión cutánea con pinzas utilizando el aplicador de pinzas cutáneas (Figura 6F).
    NOTA: Se necesitan uno o dos clips para cerrar la incisión.
  8. Inyectar por vía subcutánea41 10 mg/kg de carprofeno como analgesia y 0,5 mL de suero fisiológico (NaCl al 0,9%) para el tratamiento postoperatorio. Véase la figura 7A.
  9. Use un punzón en la oreja o etiquetas metálicas numeradas para identificar al animal44.
  10. Coloque al animal en una jaula climatizada para la recuperación postoperatoria (Figura 7B).
    NOTA: Una vez que el animal pueda levantar la cabeza, devuélvalo a una jaula de alojamiento regular con ropa de cama. Consulte el paso 2.12 a continuación.
  11. Si realiza cirugías adicionales con las mismas herramientas quirúrgicas, realice los siguientes pasos:
    1. Primero, limpie con etanol al 70% y toallas de papel.
    2. Luego, vuelva a esterilizar las herramientas colocándolas en un esterilizador de perlas de vidrio seco durante 30 s.
    3. Deje que las herramientas se enfríen a temperatura ambiente antes de volver a usarlas.
  12. Regrese a los animales para que se alojen en el animalario después de la reanudación del movimiento, ~ 1-2 horas después de la recuperación de la cirugía si se usó ketamina / xilacina o ~ 5 minutos después de la anestesia con isoflurano.
  13. Monitoree diariamente a los animales para detectar signos de dolor y angustia y proporcione inyecciones diarias de 10 mg/kg de carprofeno, según sea necesario, hasta 3 días después de la cirugía.
    NOTA: La escala de muecas45 y la puntuación de condición corporal46 son evaluaciones veterinarias estándar del bienestar animal.

3. Apareamiento y disección de ratones preñados para evaluar las consecuencias de la lesión uterina

NOTA: Dependiendo de la pregunta de investigación específica, se pueden realizar varios análisis de criterios de valoración después de la lesión uterina. Por ejemplo, los animales no preñados pueden ser diseccionados en diferentes momentos después de la lesión para examinar la cinética de la cicatrización de las heridas27. Además, los animales heridos pueden ser fecundados mediante apareamiento natural o transferencia de embriones para examinar el impacto de las lesiones en embarazos posteriores27. Este paso describe la evaluación del desarrollo embrionario y placentario en un entorno uterino dañado. En particular, este paso proporciona detalles sobre la configuración de apareamientos cronometrados y la disección de animales en el día embrionario 12.5 de gestación (E12.5, con la mañana del tapón vaginal definida como E0.5; más información sobre la identificación de tapones vaginales en el paso 3.2 a continuación). En conjunto, la Etapa 3 proporciona un ejemplo de análisis posteriores que pueden realizarse después de la lesión para examinar un conjunto específico de preguntas experimentales.

  1. Después de la recuperación postoperatoria, realice apareamientos cronometrados47 compartiendo el alojamiento de la hembra lesionada con un macho semental que tenga 11 semanas de edad o más.
    NOTA: La duración de la recuperación después de la lesión estará determinada por la pregunta de investigación específica. Los estudios que utilizan este protocolo suelen permitir 30 días de recuperación (con un rango de 5 a 105 días probados) antes de iniciar los apareamientos cronometrados. Los apareamientos en trío o harén reducen el costo de alojamiento y aumentan la eficiencia de este enfoque experimental. Sin embargo, tenga en cuenta que tales configuraciones de apareamiento requieren aprobación institucional y están destinadas únicamente a fines de disecciones durante el embarazo; Los nacimientos vivos de apareamientos en trío o harén causan estrés a los animales y, por lo general, no se aconsejan ni se permiten.
  2. Realice controles de tapón vaginal todas las mañanas hasta que se identifique un tapón (véase la Figura 8), momento en el que la hembra puede alojarse por separado del macho semental.
    NOTA: Los tapones aparecerán como una masa blanca en el canal vaginal (Figura 8A) o como un abultamiento de toda el área vaginal. Si no hay signos de un tapón visible externamente, se puede insertar lentamente un buscador de sonda en el canal vaginal (Figura 8C, D). Cualquier resistencia antes de la inserción completa de la punta hasta la curva en el buscador de sondas es una indicación de un tapón. Las revisiones de los tapones deben realizarse a las ~ 7 am o lo más temprano posible en la mañana, ya que los tapones se caen en el transcurso del día. Para más detalles sobre la comprobación de los tapones vaginales, véase Behringer et al.48. Para una confirmación adicional y más fiable del embarazo, se puede utilizar la ecografía de alta frecuencia49,50. Si la ecografía no está disponible o no se desea, se ha demostrado que el aumento de peso predice el embarazo con una precisión razonable por E7.7551.
  3. Sacrificar al animal (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente) a la edad gestacional deseada. Consulte la NOTA a continuación para obtener detalles sobre cómo realizar la eutanasia animal y cómo seleccionar una edad gestacional para la disección.
    NOTA: La fecha de enchufe se designa como E0.5. Elija una edad gestacional en el momento del sacrificio en función de la pregunta experimental que se esté abordando. Por ejemplo, E4.5-E5.5 es apropiado para investigar la biología periimplantacional. E11.5-E14.5 es aconsejable para investigar defectos placentarios a mitad de la gestación, incluida la presencia de placentas fusionadas. Seguir las directrices institucionales para la eutanasia animal. Un procedimiento aceptable es un período de incubación de CO2 de 8 minutos, seguido de un período de espera y observación de 2 minutos y, finalmente, la confirmación secundaria de la eutanasia mediante luxación cervical.
  4. Después de la eutanasia, prepárese para la disección de la siguiente manera (véase la figura 9A):
    1. Coloque al animal en posición supina sobre una superficie de disección.
    2. Obtenga las herramientas de disección necesarias (fórceps, tijeras), junto con placas de Petri llenas de 1× PBS.
    3. Para evitar que los mechones sueltos de pelo se adhieran al sitio de la disección, primero humedezca el pelaje abdominal con etanol al 70%, agua o 1× PBS antes de la disección.
  5. Haga una incisión en la parte inferior del abdomen sujetando la piel del abdomen con pinzas y cortando una V a lo largo del abdomen con unas tijeras hasta llegar al fondo de la caja torácica (~2 cm de incisión por cada trazo de la letra "V"). Véase la figura 9B-D.
  6. Cree una incisión en forma de V en la pared muscular abdominal subyacente (~ 2 cm de incisión por cada golpe de la letra "V") mientras la sostiene con pinzas y corta en forma de V hasta que la cavidad abdominal sea visible. Ver Figura 9E,F.
  7. Exponga el útero apartando suavemente los intestinos y otros contenidos abdominales. Extraiga el útero que contiene los embriones de la cavidad abdominal y lo muestre a la vista. Véase la figura 9G.
  8. Extraer el útero junto con los embriones encerrados de la cavidad abdominal. Coloque el útero en una placa de Petri precargada con 1× PBS. Véase la figura 9H.
    NOTA: Use fórceps para agarrar primero la almohadilla de grasa ovárica. Luego, use tijeras para separar el útero del resto de la cavidad corporal cortando primero la grasa ovárica, seguida de las arterias mesomtriales, la vagina, las arterias mesomales a lo largo del otro cuerno uterino y, por último, la segunda almohadilla de grasa ovárica. Se puede realizar una disección adicional según sea necesario para el análisis posterior deseado, como la microscopía o la histología. Consulte la Figura 10 para ver datos de ejemplo.

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Resultados

Después de la cirugía con el uso de ketamina/xilacina como anestésico, los animales suelen ser parcialmente móviles dentro de ~1 h. y completamente móviles dentro de ~4-6 h. La recuperación de la anestesia con isoflurano suele producirse en cuestión de minutos. Cualquier complicación que pueda surgir, como dehiscencia o dolor de la herida, suele ser evidente dentro de 1 a 3 días después de la cirugía. Realice controles diarios de bienestar para controlar el dolor o las complicaciones hasta que la incisión en la piel haya...

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Discusión

Las cesáreas representan ~33% de los partos en los EE. UU., y hasta el 55%-65% de los partos en países como Brasil y Egipto12,52, y sin embargo, se sabe poco sobre cómo se cura el útero después de una lesión o cómo estas lesiones afectan los embarazos posteriores. Si bien la cesárea previa es un factor de riesgo importante para los trastornos del embarazo como el espectro de la placenta accreta (PAS) y la placenta previa, los mec...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

Agradecemos a los Servicios de Cuidado de Animales de Enseñanza e Investigación (TRACS) de UC Davis por su continuo apoyo logístico, de procedimientos y de cría. Agradecemos al Centro de Modelos Animales del Instituto de Investigación Cardiovascular (CVRI) de UC Davis y al director del Núcleo, el Dr. Yi-Je (Jay) Chen, D.V.M., Ph.D. por la orientación técnica y el apoyo, así como por el uso de la suite quirúrgica para la filmación. Agradecemos a todos los miembros del laboratorio Zhang por su apoyo a este trabajo. La Figura 5A se creó con BioRender.com (https://BioRender.com/ig9sfon).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
NaCl al 0,9% para inyección, estérilFresenius Kabi63323-186-10
25 G x 5/8 pulg. BD PrecisionGlide™ AgujaBD305122
70% de etanolFisher ScientificBP82031GAL
Sutura de vicryl 4-0 absorbibleEthiconJ214
Jaulas para animalesVWR10712-110 y 10715-323Las jaulas proporcionadas por la instalación de animales del investigador son aceptables
Punzón de oreja de animalFisher Scientific13-812-201
Sistema de cierre de bobinado AutoClipHerramientas de ciencia fina12020-00
Jeringa de insulina U-100Fisher Scientific14-826-79Marca BD
Bastoncillos BetadineMedlineMDS093901
Buprenorfina de liberación prolongada, 1,3 mg/ml (Ethiqa XR)Fidelis Pharmaceuticals099114La buprenorfina alternativa de liberación prolongada o la buprenorfina HCl son aceptables
Carprofeno (RIMADYL) 50 mg/ml ZoetisRIM-00284R1
Tijeras de iris curvoInstrumentos de precisión del mundo501759G
Esterilizador de herramientas quirúrgicas con perlas de vidrio secoVWR INTERNACIONAL75999-324
Recambio de perlas de vidrio secoVWR INTERNACIONAL75999-332
Ratones hembras, típicamente de 8 a 12 semanas de edad, por ejemplo, cepa C3HRío Charles025
Tijeras finas - curvas 10,5cmHerramientas de ciencia fina14370-23
Recortador de pielesFisher Scientific50-195-4544
Prensa alegre ' n SelloFisher ScientificNC1089054
Guantes de nitriloFisher Scientific19-130-1597C
H2O, destilado estérilHerramientas de ciencia fina15230170
Iluminador para cirugíasAlcanceHL150-AY
Ketamina, 100 mg/ml (zacetamina)Dechra501072
BataUlineS-15376W-50
Microscopio ópticoFisher ScientificS13039
Rodillo de pelusaFisher Scientific17-018-329
Nair Crema DepilatoriaBlanco049-06-3304
PortaagujasHerramientas de ciencia fina12500-12
Toallas de papelScott1804
Placa de PetriFisher Scientific08-757-100
Solución salina tamponada con fosfato (PBS)Thermo Fisher Scientific10010023
Vaso de precipitados de plásticoThermo Fisher Scientific12010250
Buscador de sonda con extremo dobladoFisher Scientific08-995
Fisherbrand™ Bolsas de esterilización de sellado instantáneo de 9 cm (ancho) x 13,3 cm (alto)Fisher Scientific181250
Fisherbrand™ Bolsas de esterilización de sellado instantáneo 9 cm (ancho) x 23 cm (alto)Fisher Scientific181251
Fórceps, finos, #5Herramientas de ciencia fina11254-20
Fórceps, finos, #55 Herramientas de ciencia fina11295-51
EscamaFisher ScientificS93805
Tijeras quirúrgicasHerramientas de ciencia fina14060-09
Botella de sprayFisher ScientificS413505P
Almohadillas estériles de preparación con alcoholFisher Scientific22-363-750
Ungüento veterinario oftálmico estérilPuralubePH-PURALUBE-VET
Hisopos estériles para la aplicación de ungüentos ocularesFisher Scientific18-366-472
Bolsas de esterilizaciónFisher Scientific19-910-673
Paño quirúrgicoFisher Scientific50-209-1792
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