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Artículo de método

Ligadura de la arteria coronaria descendente anterior izquierda en ratas para desarrollar un modelo de infarto de miocardio oclusivo

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DOI:

10.3791/68143

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3 de octubre de 2025

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1Department of Pharmacology, Khalsa College of Pharmacy, 2Khalsa College of Veterinary and Animal Sciences, 3Department of Molecular Biology and Biochemistry, Guru Nanak Dev University, 4Universal Diagnostics, 5Histopathology Department, Fortis Memorial Research Institute

En este artículo

Resumen

El protocolo muestra el desarrollo de un modelo de infarto de miocardio (IM) mediante la ligadura permanente de la arteria coronaria descendente anterior izquierda en ratas. La supervivencia de los animales después del infarto de miocardio es esencial para salvar los cardiomiocitos en la zona isquémica, prevenir la expansión del infarto y reducir la inflamación y la fibrosis postmiocárdica.

Resumen

Las enfermedades cardiovasculares (ECV), incluidas las cardiopatías isquémicas y los accidentes cerebrovasculares, son una de las principales causas de mortalidad y morbilidad en todo el mundo. El infarto de miocardio es un síndrome clínico de cardiopatía isquémica que se produce debido a una isquemia prolongada. El miocardio isquémico sufre alteraciones funcionales, metabólicas y estructurales, lo que lleva a un daño irreversible en una porción del miocardio debido a la necrosis. Los modelos experimentales de infarto de miocardio son cruciales para comprender los cambios celulares, moleculares y morfológicos agudos y crónicos que ocurren durante y después del infarto de miocardio y para desarrollar y optimizar nuevas dianas o estrategias para el tratamiento. El modelo quirúrgico de infarto de miocardio en animales pequeños que emplea el cierre permanente de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (DA) casi se parece al infarto de miocardio humano. El objetivo de este estudio es establecer un modelo de infarto de miocardio inducido quirúrgicamente que implique el cierre de la arteria coronaria LAD de forma indeleble en ratas. El protocolo experimental incluye una inducción inicial de anestesia con ketamina 80 mg/kg y xilacina 12 mg/kg i.p., intubación de una cánula endotraqueal usando un otoscopio sin realizar traqueotomía bajo ventilación asistida por ventilador con el uso de presión positiva extrínseca al final de la espiración (PEEP) para evitar el colapso de los alvéolos. Se adoptó un procedimiento de toracotomía que limita las lesiones causadas a los músculos esqueléticos durante la cirugía. Este enfoque es mínimamente invasivo, repetible y reduce la mortalidad después de la cirugía. En este modelo, los animales sobrevivieron 4 días después del infarto para comprender los cambios patobiológicos a corto plazo, principalmente la inflamación posterior al infarto, la angiogénesis como un proceso natural de curación del infarto y, en última instancia, la fibrosis en el miocardio infartado.

Introducción

Las enfermedades cardiovasculares (ECV), que comprenden principalmente la cardiopatía isquémica (CI) y el accidente cerebrovascular, son una de las principales causas de mortalidad y morbilidad en todo el mundo. Según la Federación Mundial del Corazón, 20,5 millones de personas murieron por enfermedades cardiovasculares en 2021 1,2. El infarto de miocardio (IM), también conocido como ataque cardíaco, es un síndrome clínico agudo de CI. Durante el infarto de miocardio, el tejido miocárdico sufre daños irreversibles como resultado de una isquemia prolongada, que generalmente es causada por un trombo oclusivo formado sobre una placa aterosclerótica rota en una arteria coronaria3.

La reperfusión oportuna mediante intervención coronaria percutánea (ICP) o agentes trombolíticos es la terapia principal para salvar el miocardio isquémico de la necrosis 3,4. En los países desarrollados, debido a una mayor implementación de la ICP, la mortalidad después de la ICP ha disminuido, pero la incidencia de la IM está aumentando en países en desarrollo como el sur de Asia5. Después del infarto de miocardio, una porción del miocardio que sufre necrosis está rodeada por una zona de células miocárdicas dañadas de forma reversible y una zona isquémica. El miocardio isquémico sufre un remodelado ventricular post-infarto de miocardio que puede conducir a dilatación y disfunción ventricular, progresando finalmente a insuficiencia cardíaca6.

Actualmente, se están llevando a cabo amplias investigaciones para promover la regeneración de cardiomiocitos dañados mediante terapia con células madre7 y facilitar la reparación miocárdica estimulando la angiogénesis dentro de la zona isquémica8. Sin embargo, se requieren mejoras considerables en las estrategias para el éxito clínico de ambos enfoques. Por lo tanto, los modelos experimentales que imitan el infarto de miocardio o la isquemia son cruciales para comprender los cambios patológicos, celulares, moleculares y morfológicos que ocurren durante y después del infarto de miocardio, de modo que se puedan identificar y optimizar nuevas dianas terapéuticas o estrategias de tratamiento para la traducción clínica. En este estudio, se desarrolla un modelo experimental de infarto de miocardio mediante la realización del cierre de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) de forma irreversible en ratas. En primer lugar, se realizó la intubación endotraqueal en animales anestesiados sin traqueotomía bajo ventilación asistida por ventilador mediante la aplicación de presión positiva extrínseca al final de la espiración (PEEP) para prevenir la atelectasia (desinflado/colapso de los sacos de aire en los pulmones). Se adoptó un procedimiento mínimamente invasivo para abrir la cavidad torácica, evitando cualquier lesión en los músculos esqueléticos durante la cirugía. La ubicación de la ligadura involucra el origen de la primera rama diagonal del LAD, que produce suficiente infarto e imita la condición clínica del infarto de miocardio oclusivo (OMI). Como la ubicación de la ligadura es la región media de la LAD, la tasa de mortalidad después de la cirugía, así como las complicaciones posquirúrgicas, es menor9. En este modelo, los animales sobrevivieron 4 días después del infarto de miocardio para comprender las modificaciones a corto plazo que ocurren en el tejido miocárdico después del infarto de miocardio y la identificación de nuevos objetivos y estrategias para tratar el infarto de miocardio.

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Protocolo

Los procedimientos experimentales se realizaron según el protocolo después de la aprobación del Comité Institucional de Ética Animal (CIA) [Protocolo No. (IAEC/KCP/2023/009)]. Se siguieron las directrices del Comité para el Control y la Supervisión (CCSEA) y del Ministerio de Medio Ambiente, Bosques y Cambio Climático del Gobierno de la India en el manejo y cuidado de los animales de experimentación.

1. Anestesia e intubación de cánula endotraqueal (Duración: 10-15 min)

  1. Use ratas Wistar de ambos sexos, con un peso de 200 a 240 g, con más de 6 meses de edad. Registra el peso de las ratas. Anestesiar a la rata mediante la administración de ketamina (80 mg/kg) y xilacina (12 mg/kg) según el peso corporal por vía intraperitoneal.
    NOTA: La ketamina, un anestésico disociativo, produce anestesia rápida pero inmovilización muscular parcial10. Así, se utiliza en combinación con Xilacina para producir relajación muscular y lograr un estado de anestesia quirúrgica11.
  2. Pellizque la cola para asegurar la extensión de la anestesia. Si la rata muestra reflejos, administre 1/3 de la dosis de ketamina. Conecte una almohadilla térmica al ventilador para colocarla sobre la mesa de operaciones y proporcionar calentamiento homeotérmico.
  3. Coloque a la rata en una posición de decúbito dorsal sobre la almohadilla térmica (Figura 1A). Mantenga la rata en esta posición aplicando cintas adhesivas y coloque la mesa de operaciones en una posición inclinada.
  4. Ajuste los parámetros respiratorios del ventilador con el volumen corriente a 8 mL/kg (2-3 mL/min), la frecuencia respiratoria a 77 respiraciones por minuto (lpm) y la presión máxima (presión inspiratoria máxima) a 15 cm H2O. Para evitar el colapso de los pulmones, ajuste la presión positiva al final de la espiración (PEEP) a 2 cm H2O.
  5. Para realizar la intubación endotraqueal, agarre la lengua y levántela con pinzas romas. Inserte un otoscopio (Figura 1B) en la boca para ver las cuerdas vocales e introduzca la cánula endotraqueal (Figura 1B y Figura 2A) a través de las cuerdas vocales. Para ver claramente la epiglotis, proyecte una linterna alrededor de la garganta desde arriba.
  6. Conecte la cánula endotraqueal con el tubo del ventilador (Figura 1A y Figura 2B) y controle los movimientos torácicos para confirmar la intubación correcta. La hinchazón del abdomen indica una sospecha de intubación esofágica, repita la intubación según el paso 1.8.
  7. Una vez realizada toda la configuración, use un microscopio estereoscópico quirúrgico para la ligadura de LAD (Figura 1A) y use una lámpara de calentamiento durante la operación para mantener la temperatura corporal de la rata a 37 ° C.
  8. Aplicar crema depilatoria en el cuello y la región torácica de la rata y dejar actuar durante 10 - 20 min. Retire suavemente el pelaje de la rata desde el cuello hasta la región torácica.

2. Inducción quirúrgica del infarto de miocardio (Duración: 20 - 25 min)

  1. Use las pinzas para depilar la piel en el proceso xifoides y haga una ligera incisión (aproximadamente 1 cm) con la ayuda de unas tijeras, seguida de un corte longitudinal comenzando en el proceso xifoides, dirigido hacia el músculo esternocleidomastoideo.
    1. Evite dañar la fascia para prevenir hemorragias graves. Si hay sangrado, use toallitas envueltas para presionar suavemente el área sangrante.
  2. Desde la base del músculo esternocleidomastoideo hasta la5ª-6ª costilla, corte la fascia y los músculos pectorales a lo largo del lado izquierdo del esternón.
  3. Use fórceps para hacer una punción en el3er y4to espacio intercostal hacia el lado izquierdo del esternón. No dañe el corazón ni los pulmones mientras crea un orificio (aproximadamente 6-8 mm). Aplique el pío en este paso.
  4. Use una pinza para cortar costillas para cortar lascostillas 4, 5y 6 junto con los músculos intercostales y separe los músculos intercostales restantes con fórceps (Figura 2C).
  5. Inserte el retractor de costillas suavemente para mantener las costillas separadas y exponer el corazón (Figura 2D). Para ver claramente la aurícula izquierda, separe el pericardio y el timo de la parte frontal del corazón con pinzas y tijeras curvas.
  6. Identificar la ubicación de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) para la ligadura mediante sutura.
    1. Después de extirpar cuidadosamente el pericardio, identifique la DA como una arteria superficial prominente que corre en diagonal desde la base del corazón hasta el vértice a lo largo del surco interventricular. La DA se divide en dos conjuntos de ramas: primero, las ramas septales (S1 y S2) que perforan el tabique interventricular. El segundo conjunto de ramas, llamadas ramas diagonales (D1 y D2), perforan la parte anterior del ventrículo izquierdo.
    2. Identifique las tres regiones de LAD, a saber, regiones proximales, medias y distales. DAP proximal: la región de LAD desde su origen hasta la primera rama, que podría ser un tabique o una diagonal; LAD medio: la región entre la primera rama y la segunda rama diagonal; DAP distal: la región más allá de la segunda rama diagonal se conoce como DAP distal (Figura 2E).
    3. La DA aparece como una arteria rojiza pulsátil con paredes más gruesas. Para confirmar su ubicación, presione suavemente con micropinzas y se sentirá una pulsación.
  7. Realizar el cierre permanente de LAD pasando 8-0 sutura de seda en la región media de la LAD cerca del origen de la primera rama diagonal D1 usando un portaagujas y tirando de la sutura suavemente, evitando cualquier daño al corazón (Figura 2E).
  8. Con fórceps, haga dos nudos de ligadura en orientación idéntica (nudo de cirujano). Sujete la ligadura haciendo múltiples nudos en una dirección de dos lados con la ayuda de fórceps.

3. Cirugía simulada

  1. Realice los pasos 2.1-2.6. Después de realizar una toracotomía del lado izquierdo, exponga el corazón, pase una sutura de seda y tire por debajo de la arteria coronaria principal izquierda (LAD) sin ligar.

4. Administración del fármaco de tratamiento (Duración: 2-5 min)

  1. Después de la ligadura de LAD, inyecte inmediatamente doxazosina 0,06 mg / kg por vía intravenosa a través de la vena de la cola en el grupo de tratamiento (Figura 3)

5. Cierre de la cavidad torácica después de un procedimiento quirúrgico (Duración: 5 min)

  1. Retire los retractores para que las costillas y los músculos intercostales vuelvan a su posición original. Cierre la cavidad torácica suturando los músculos intercostales izquierdo y derecho con una sutura de seda 6-0. Haga puntos de sutura con una sutura de Prolene 4-0 para cerrar la piel (Figura 2F).

6. Cuidados y seguimiento postoperatorios (Duración: 40 min - 60 min)

  1. Siga a la rata operada para recuperarse de la anestesia durante 40 minutos o más. Asegure una recuperación completa levantando o pellizcando la cola.
  2. Retire la conexión del ventilador temporalmente y asegure la respiración autorregulada de la rata examinando el movimiento normal de la región torácica.
  3. Apague el ventilador y retire la cánula endotraqueal. Separe las cintas adhesivas sujetas a las extremidades.
  4. Inyecte Tramadol (12,5 mg / kg) por vía intraperitoneal para aliviar el dolor postoperatorio.
  5. Mantenga la rata en la almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal a 37 °C durante al menos 30 min. Monitoree continuamente a la rata para detectar cualquier condición mórbida, como respiración irregular o dificultad, o cualquier signo peligroso de infarto.
  6. Cuando la rata pueda moverse libremente, considérela en un estado de recuperación completa de la anestesia. Aunque la rata no sea capaz de moverse voluntariamente, manténgala en la jaula dentro de los 45 minutos posteriores a la extracción del ventilador.
  7. Observe a la rata diariamente durante los primeros 4 días. En el 4º día, sacrifique la rata usando una cámara de eutanasia de CO2 .

7. Análisis de marcadores bioquímicos de infarto de miocardio

  1. Evaluar el nivel de troponina como biomarcador de infarto de miocardio a las 6 h y 4 días después de la cirugía en muestras de sangre de animales.
    1. Recogida y preparación de la muestra: Recoger muestra de sangre (200 μL) de la vena caudal después de 6 h de infarto en tubos recubiertos de EDTA o heparina y por punción retroorbitaria (1 mL) después de 4 días de infarto de miocardio.
      NOTA: Se prefiere una muestra de sangre total anticoagulada para la prueba de troponina T.
    2. Aplique 150 μL de muestra a la tira reactiva utilizando pipetas cardíacas y jeringas dosificadoras desechables suministradas en el kit.
    3. Incube a temperatura ambiente durante 15-20 minutos y luego interprete los resultados en función de la aparición de una línea de señal (línea rojiza) en la zona de detección dentro de los 15-20 minutos. Utilice los siguientes parámetros: Sin línea de detección, solo línea de control = negativo; línea de detección visible y línea de control = positivo (Figura 6B).
  2. Detecte troponina I en una muestra de suero utilizando el analizador F estándar.
    1. Recogida y preparación de muestras: Recoger muestras de sangre (200 μL) de una vena de la cola después de 6 h de infarto en tubos recubiertos de EDTA o heparina y por punción retroorbitaria (1 mL) después de 4 días de infarto de miocardio.
    2. Deje que el kit y la muestra de sangre estén a temperatura ambiente antes de la prueba. Verifique la fecha de vencimiento en la parte posterior de la bolsa de aluminio. Abra la bolsa de aluminio y revise el dispositivo de prueba (Figura 4).
    3. Inserte el dispositivo de prueba en la ranura de prueba del analizador. El analizador lee los datos del código de barras y verifica que el dispositivo de prueba sea válido (Figura 4).
    4. Recoja 100 μL de muestra con un gotero de volumen fijo (100 μL). Dispense la muestra recolectada en el tubo tampón de extracción. A continuación, deseche el gotero de volumen fijo usado (100 μL).
    5. Mezcle la muestra y el tampón 2x-3x con el gotero desechable (100 μL). A continuación, recoger 100 μL de la mezcla de muestras.
    6. Después de aplicar la muestra en el pocillo de muestra del dispositivo de prueba, presione inmediatamente el botón TEST START del analizador. El analizador mostrará automáticamente el resultado de la prueba en 10 minutos.
      NOTA: Si la troponina I (TnI) está presente, se unirá a la micropartícula de europio. Este complejo será capturado por el anticuerpo de captura en la línea de prueba, y el analizador detectará la intensidad de la luz de fluorescencia.

8. Análisis del área del infarto

  1. Después de sacrificar las ratas 4 días después de la infracción, determine el área de infarto utilizando el método macroscópico del colorante de cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazolio (TTC).
    1. Retire el corazón del cuerpo del animal y manténgalo durante la noche a 4 °C. Extirpar tanto las aurículas, la raíz de la aorta y el ventrículo derecho. Corte el ventrículo izquierdo congelado en rodajas de 2-4 mm de grosor con una cuchilla quirúrgica. Incubar los cortes ventriculares a 37 °C en solución TTC al 1% (preparada con tampón Tris 0,1 M mantenido a pH 7,8) durante 20 min.
    2. Analice el patrón de tinción ya que el miocardio viable, que contiene una enzima deshidrogenasa y un cofactor NADH, se tiñó de rojo ladrillo con TTC debido a la formación de un formazán, mientras que el área miocárdica que sufre infarto permanece sin teñir.
  2. Determinar el área infartada por el método de volumen.
    1. Coloque rodajas ventriculares entre dos portaobjetos de vidrio y una rejilla de plástico transparente con 100 cuadrados de 1 cm colocados sobre ella.
    2. Calcule el área promedio de cada corte ventricular contando el número de cuadrados a cada lado. Del mismo modo, calcule el número de cuadrados que caen en áreas teñidas y no manchadas en ambos lados. El área amarilla opaca no teñida representaba la porción infartada y el área roja representaba la porción viable.
    3. Expresar el tamaño del infarto como un porcentaje del volumen total del ventrículo izquierdo (%LVV).

9. Análisis histopatológico

  1. Tinción de hematoxilina y eosina
    1. Para hallazgos histopatológicos, sacrifique al animal 4 días después de la ligadura de LAD, retire el corazón, lave con tampón de fosfato (PBS, pH 7.4) y conserve en solución de formol (10%) inmediatamente.
    2. Realice el procesamiento tisular deshidratando el tejido durante 1 h en una serie de concentraciones crecientes de alcohol (70%, 80%, 95%, 95% y alcohol absoluto) para que se elimine el agua del tejido y el alcohol entre en el interior del tejido. Realice la eliminación del alcohol del tejido por inmersión en xileno.
    3. Después de limpiar, transfiera el tejido con fórceps a cera de parafina fundida en un molde de acero inoxidable. El agente de limpieza se difunde y la cera fundida se infiltra en el tejido. Enfríe el molde en la placa fría para solidificar la parafina. Cuando la cera esté completamente fría y endurecida (30 min), retire el bloque de parafina fácilmente del molde.
    4. Cortar los bloques de parafina que contienen tejido incrustado en secciones de 4 μm de espesor con un micrótomo. Colocar la cinta de secciones de parafina en un baño de agua a 40-45 °C. Monte las secciones en un portaobjetos y séquelo al aire o caliéntelo suavemente. Luego, desparafina las secciones lavándolas con xileno y rehidratándolas con alcohol absoluto y agua.
    5. Tiñe con hematoxilina durante 15 min. Lave las secciones manchadas con agua y trátelas con una mezcla de alcohol ácido al 1% durante 20 s.
    6. Después de lavar con agua, tiñe las secciones con contratinte (solución acuosa al 1% de eosina) durante 2 min. Observe los portaobjetos bajo el microscopio para visualizar los cambios histopatológicos con un aumento de 10x y 40x.
  2. Tinción tricrómica Masson
    1. Prepare los siguientes reactivos.
      1. Solución de Bouin: Agregue 75 ml de ácido pícrico saturado, 25 ml de formaldehído al 40% y 5 ml de ácido acético glacial. Solución de hematoxilina de hierro de Weigert: Prepare la solución madre A que contiene hematoxilina 1 g en 100 ml de alcohol al 95%. Prepare la solución madre B que contenga cloruro férrico al 29% en 4 ml de agua, 1 ml de ácido clorhídrico concentrado y 95 ml de agua destilada. Agregue partes iguales de la solución madre A y B para su uso. La mezcla solo es estable durante no más de 3 meses.
      2. Solución de Fuschin de ácido escarlata de Biebrich: Agregue 90 ml de Biebrich Scarlet acuoso al 1%, 10 ml de fuschin ácido acuoso al 1% y 1 ml de ácido acético glacial. Solución de ácido fosfolíbdico-fosfotúngstico: Agregue 25 ml de ácido fosfolíbdico al 5% y 25 ml de ácido fosfotúngstico al 5%. Solución de azul de anilina: Agregue 2,5 g de azul de anilina y 2 ml de ácido acético glacial a 100 ml de agua destilada. Solución de ácido acético glacial al 1%.
    2. Desparafina las secciones cardíacas incluidas en parafina con xileno, seguido de rehidratación en diferentes concentraciones de alcohol.
    3. Incubar las secciones del corazón con la solución de Bouin durante 30 min a 56 °C para aumentar la intensidad final del color. Enjuague las secciones con agua corriente del grifo hasta que se elimine el color amarillo.
    4. Tiña el tejido con hematoxilina durante 1 minuto y luego lávalo con agua corriente del grifo durante 2-3 minutos. Tiñe las secciones con la solución de fucsina de ácido escarlata de Biebrich durante 15 min.
    5. Diferenciar con ácido fosfomolíbdico - fosfotángico al 5% durante 5 - 8 min. Transfiera la sección directamente (sin enjuagar) a una solución de azul de anilina durante 6-8 min.
    6. Lavar con agua destilada. Luego, diferencie con una solución de ácido acético al 1%. Deshidratar con etanol al 95%, limpiar con xileno, montar en el portaobjetos y examinar bajo un microscopio12.

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Resultados

La intubación endotraqueal es necesaria para ayudar a la ventilación durante el procedimiento de ligadura de la DA que involucra procedimientos torácicos de tórax abierto en ratas. El éxito de la intubación se confirma mediante los parámetros respiratorios basales antes de la cirugía y el mantenimiento de una respiración estable, el volumen corriente y el volumen minuto durante el procedimiento quirúrgico (Figura 5).

El éxito del procedimiento de ligadura de la DA...

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Discusión

Nuestro presente estudio representa la inducción del infarto de miocardio a través del cierre permanente de la arteria coronaria descendente anterior (DA) izquierda en ratas. En este protocolo quirúrgico, la anestesia anestésica Ketamina 80 mg/kg administrada por vía intraperitoneal inducida por anestesia rápida, junto con la administración intraperitoneal de Xilacina 12 mg/kg, produjo suficiente relajación muscular, facilitando así todo el procedimiento quirúrgico de manera efectiva, as...

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Divulgaciones

Todos los autores han revelado todos y cada uno de los conflictos de intereses.

Agradecimientos

Dr. Ravi Kumar Dhawan, Director de la Facultad de Farmacia Khalsa, Amritsar, por brindar orientación y apoyo para comprar todo el equipo quirúrgico; Administración del Consejo de Gobierno de Khalsa College para proporcionar fondos; Dr. Harish Kumar Verma, Director de la Facultad de Ciencias Veterinarias y Animales de Khalsa, Amritsar, por proporcionar una muestra de regalo de ketamina y xilacina; Dra. Rekha Singh, Departamento de Histopatología, Instituto de Investigación Fortis Memorial, Gurugram para instalaciones y clasificación de histopatología; el Sr. Hemaant Arora, M.D., Universal Diagnostics, que proporciona instalaciones para la evaluación de la troponina I; Dra. Rachna Hora, Profesora Asociada, Departamento de Biología Molecular y Bioquímica por técnicas de transferencia.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Cánula intravenosa de calibre 18Kent scientific, EE. UU.
Cánula intravenosa de calibre 20Kent scientific, EE. UU.
4-0 Sutura de polipropilenoKhanna Quirúrgico
6-0 sutura de sedaNanak Quirúrgico
8-0 sutura de sedaNanak Quirúrgico
Pinzas AdsonNanak Quirúrgico
Aparato de anestesiaOrquídea Científica
Cámara de inducción de anestesiaOrquídea Científica
Tijeras curvasNanak Quirúrgico
Tubo de intubación endotraquealKent Scientific, Estados Unidos
Crema depilatoriaNanak Quirúrgico
Almohadilla térmicaKent scientific, EE. UU.
Pinzas en forma de ganchoNanak Quirúrgico
KetaminaMuestra de regalo de KVAS, Amritsar
Micro portaagujasNanak Quirúrgico
Guantes de nitrilo Nanak Quirúrgico
Mesa de operaciones
OtoscopioNanak Quirúrgico
Pinzas de guisantesNanak Quirúrgico
Retractor de costillasNanak Quirúrgico
Pinza rectaNanak Quirúrgico
Pinza de corteNanak Quirúrgico
Gorro quirúrgico para el cabelloNanak Quirúrgico
Mascarilla quirúrgicaNanak Quirúrgico
Estereomicroscopio quirúrgicoOlimpo Magnus24B1187Zoom estéreo Microscopio MSZ-TR con soporte de brazo articulado, relación de zoom: 1:7 Zoom objetivo: 0,65 - 4,5x Ocular 10x/22 mm Aumento: 6,5 - 45x con ocular de 10x Iluminación de anillo LED
Pinzas desdentadasNanak Quirúrgico
TramadolMuestra de regalo del hospital Amandeep, ASR
PinzasNanak Quirúrgico
VentiladorRoVent (Kent Scientific,  Estados Unidos)RV-04-220Ventilador automático con control de volumen y presión y calentamiento y monitoreo de temperatura
XilacinaMuestra de regalo de KVAS, Amritsar

Referencias

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