Artículo de método

Modelo murino de disección aórtica torácica inducida por infusión oral de β-aminopropionitrilo y angiotensina II subcutánea

DOI:

10.3791/68232

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16 de mayo de 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiovascular Surgery, Tianjin Medical University General Hospital, 2Department of Biopharmaceutics, Tianjin Key Laboratory of Technologies Enabling Development of Clinical Therapeutics and Diagnostics, School of Pharmacy, Tianjin Medical University, 3Department of Physical and Rehabilitation Medicine, Tianjin Medical University General Hospital

En este artículo

Resumen

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Este protocolo proporciona un procedimiento detallado, paso a paso, para la inducción de la disección aórtica torácica en ratones. En concreto, incluye el cálculo preciso de las dosis necesarias de β-aminopropionitrilo y angiotensina II, el procedimiento de llenado de la bomba osmótica y la técnica de implantación de la bomba osmótica.

Resumen

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La disección aórtica torácica (DAT) es una enfermedad cardiovascular altamente mortal que carece de un tratamiento médico eficaz. La replicación de modelos animales de fisiopatología de TAD es esencial para estudiar los mecanismos intrínsecos de TAD. El modelo de TAD ampliamente utilizado inducido por el β-aminopropionitrilo (BAPN, un inhibidor irreversible y oralmente activo de la lisil oxidasa) en ratones tiene la limitación de una tasa de éxito inconsistente. Este protocolo describe en detalle un modelo murino modificado de TAD inducido por BAPN oral combinado con infusión subcutánea de angiotensina II (Ang II). Después de cuatro semanas de administración de BAPN seguidas de 24 h de infusión de Ang II, se indujo de forma fiable un modelo murino con características similares al TAD humano y la tasa de éxito de la construcción del modelo TAD mejoró significativamente. La BAPN oral inhibe la reticulación de la elastina y el colágeno, lo que resulta en la destrucción de la estructura de la pared aórtica e induce la dilatación aórtica y la formación de disección hasta cierto punto. La inducción posterior de Ang II exacerba aún más la degeneración de la pared aórtica, favoreciendo así la aparición de TAD. En consecuencia, la combinación de BAPN y Ang II representa un enfoque refinado para construir un modelo murino de TAD, que ofrece una valiosa herramienta para explorar la patogénesis y los posibles enfoques terapéuticos para el TAD.

Introducción

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La disección aórtica torácica (DAT) es una enfermedad aórtica grave causada por un desgarro de la íntima debido a un sangrado dentro de la pared de la aorta torácica, lo que resulta en la separación de las capas de la pared aórtica, la sangre ingresa a los medios de la pared aórtica, formando una luz falsa y causando presión sobre la luz verdadera 1,2,3. Los estudios epidemiológicos sugieren que la incidencia de TAD es de entre 7 y 9 casos por 100.000 personas al año4. En la actualidad, se cree que la patogenia de la TAD está causada por la estructura y hemodinámica anormales del medio aórtico, y factores como la hipertensión, la dislipidemia y la enfermedad vascular hereditaria aumentan el riesgo de TAD5. La intervención quirúrgica sigue siendo la principal opción de tratamiento para la TAD. Sin embargo, debido a los altos riesgos perioperatorios, es de gran importancia explorar la patogénesis de la TAD y los métodos de intervención temprana para retrasar su progresión para mejorar el pronóstico de la TAD. Dado que es muy difícil obtener muestras humanas y realizar experimentos directamente en humanos, es necesario establecer modelos animales de TAD que imiten las características del TAD humano.

En las últimas décadas, se han descrito ampliamente muchos modelos animales de aneurisma aórtico (AA). Sin embargo, todavía hay pocos estudios sobre el establecimiento de modelos TAD; algunos investigadores incluso han considerado que el TAD es un subproducto del modelo animal AA6. De hecho, dado que el TAD es el resultado de un desgarro inicial de la íntima de la aorta torácica seguido de una rápida expansión de la falsa luz, esta diferencia significativa en el mecanismo distingue el TAD del aneurisma aórtico7. Hasta la fecha, la disección aórtica de roedores inducida por β-aminopropionitrilo (BAPN) es el modelo más utilizado de TAD. La BAPN, un inhibidor específico e irreversible de la lisil oxidasa, inhibe la reticulación de las fibras elásticas y las fibras de colágeno en la pared aórtica, y es ampliamente utilizada en modelos animales de disección aórtica 8,9,10. En la mayoría de los casos, se ha añadido BAPN al agua potable de ratones para construir modelos de TAD, y se ha descrito una combinación de BAPN y angiotensina II (Ang II) a través de una bomba osmótica para construir modelos de TAD11,12. Sin embargo, estos métodos para construir modelos TAD no se describen en detalle. Debido a las diferencias en las cepas de ratones, la administración de BAPN y la concentración y duración de Ang II, la incidencia y el alcance de las lesiones de TAD han sido inestables en diferentes experimentos. Por lo tanto, existe una necesidad urgente de un método estable para construir modelos TAD de ratón.

Aquí, este protocolo describe en detalle, paso a paso, un método simple y altamente exitoso que utiliza una combinación de agua suplementada con BAPN y bomba osmótica Ang II para construir un modelo TAD de ratón. Este protocolo es aplicable a la mayoría de los laboratorios y es fácil de aprender, lo que permite que incluso los investigadores sin experiencia en la construcción de modelos de ratón lo realicen de manera consistente.

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Protocolo

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Los protocolos para animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Médica de Tianjin (Número de Aprobación TMUaMEC 2022036). En este estudio se utilizaron ratones machos C57BL/6J de tres semanas de edad. Los detalles de los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Mantenimiento y agrupamiento de animales

  1. Cría a los ratones en comida de mantenimiento estándar. Utilice ratones de tres semanas de edad para este estudio.
  2. Asigne aleatoriamente los ratones al grupo control (Control), al grupo BAPN oral (BAPN), al grupo de BAPN oral e infusión salina (BAPN + solución salina), y al grupo de BAPN oral e infusión de Ang II (BAPN + Ang II) (Figura 1). Proporcione a los ratones del grupo de control agua potable normal.
  3. Proporcionar a los ratones del grupo BAPN agua potable suplementada con BAPN a una dosis de 1 mg/g/día durante 4 semanas. Infundir a los ratones del grupo BAPN + Ang II con Ang II (1 ng/g/min) y a los ratones del grupo BAPN + solución salina con una cantidad equivalente de solución salina durante 24 h después de 4 semanas de administración oral de BAPN.

2. Preparación para agua potable suplementada con BAPN

  1. Proporcione a los ratones agua potable suplementada con BAPN durante 4 semanas consecutivas después de 3 días de alimentación adaptativa, estableciendo 1 día como ciclo de inducción.
  2. Pesa los ratones en cada jaula para calcular la cantidad de BAPN requerida en el agua potable.
  3. Registre el volumen de agua (vol) de cada jaula durante el día anterior.
  4. Para asegurar una ingesta adecuada de agua, use 1,3 veces el volumen de agua diario (1,3 x vol) como la cantidad de agua para un ciclo de inducción. En consecuencia, disuelva 1,3 veces el peso requerido de BAPN en el volumen calculado de agua potable. En la Tabla 1 se muestra un método de cálculo detallado y un ejemplo.
    NOTA: Los ratones a esta edad todavía se encuentran en un período de rápido crecimiento. Se recomienda que el volumen de ingesta de agua de los ratones se registre diariamente durante todo el período de inducción del modelo y que el agua potable suplementada con BAPN en la jaula se cambie todos los días. Para evitar la descomposición del BAPN, envuelva la botella en papel de aluminio para protegerla de la luz.

3. Cálculo de la masa de Ang II

  1. Pesa cada ratón y calcula la masa de Ang II necesaria para el experimento en función del peso corporal máximo.
  2. Utilice la plantilla de cálculo (Tabla 2) para calcular la masa de Ang II necesaria para el experimento.
  3. Calcule la masa de Ang II requerida para 130 μL de solución de Ang II por ratón, ya que cada bomba requiere aproximadamente 100 μL.
  4. Utilice la plantilla de cálculo (Tabla 3) para calcular el volumen de llenado de la solución de Ang II y la solución salina necesaria para el experimento.

4. Disolución de Ang II

  1. Almacene el polvo liofilizado de Ang II en un vial sellado a -80 °C. Para evitar la condensación de humedad, deje que el Ang II se equilibre a temperatura ambiente y luego centrifurícelo antes de abrirlo.
  2. Pesar la cantidad calculada de Ang II en un microtubo estéril utilizando una balanza analítica.
  3. Agregue el volumen calculado de solución salina normal en el microtubo que contiene el Ang II liofilizado y el vórtice completamente hasta que se disuelva por completo.
  4. Prepare la solución de Ang II requerida por separado para cada ratón en un banco limpio en función del peso corporal. Dale la vuelta al microtubo para asegurarte de que la solución esté bien mezclada.

5. Llenado de la bomba osmótica

  1. Obtenga las dos partes de la bomba osmótica del paquete y prepare la bomba con instrumentos estériles para evitar el riesgo de infección.
  2. Pese cada bomba, incluido el cuerpo de la bomba y el moderador de flujo, con una balanza analítica. Registre los datos y utilícelos para calcular la relación de llenado.
  3. Conecte el tubo de llenado a una jeringa estéril de 1 ml recién abierta y aspire cuidadosamente la solución de Ang II preparada descrita anteriormente, teniendo cuidado de no aspirar burbujas de aire.
  4. Sostenga el tubo de llenado en la posición hacia arriba y retire con cuidado las burbujas de aire de la jeringa. Mantenga esta posición para evitar que entren burbujas de aire en el tubo de llenado.
  5. Inserte suavemente el extremo del tubo de llenado en la abertura en la parte superior de la bomba osmótica hasta que no se pueda insertar más.
  6. Sostenga la bomba osmótica en posición vertical y apriete lentamente el émbolo de la jeringa. Una vez que aparezca la solución de Ang II en la salida, deténgase inmediatamente y retire con cuidado el tubo de llenado.
  7. Inserte con cuidado y lentamente el moderador de flujo en la abertura de la bomba osmótica hasta que no quede ningún espacio visible entre el moderador de flujo y la parte superior de la bomba. Limpie el exceso de solución de Ang II con papel absorbente estéril.
  8. Pese la bomba cargada en una balanza analítica y regístrese. La diferencia en el peso de la bomba antes y después de la infusión es la masa de la solución de Ang II cargada.
  9. Calcule la tasa de llenado utilizando la siguiente fórmula:
    Tasa de llenado = (masa de la bomba llena - masa de la bomba vacía) / (volumen estándar) x 100%
    NOTA: El volumen de llenado debe ser más del 90% del volumen estándar indicado en la hoja de instrucciones. Si es así, el relleno se ha realizado correctamente. De lo contrario, la bomba debe vaciarse y volver a llenarse.
  10. Coloque las bombas llenas en solución salina estéril a 37 °C con la cabeza del moderador hacia arriba durante al menos 6 h hasta la implantación.

6. Procedimiento quirúrgico para la implantación de la bomba

  1. Autoclave todos los instrumentos quirúrgicos, incluidas tijeras, hemostáticos, pinzas, pinzas de aguja y agujas de sutura, 24 horas antes de la implantación de la bomba.
  2. Coloque el ratón en una cámara de inducción anestésica con isoflurano al 1,5%-2% a un caudal de 2 L/min y estabilice el ratón durante 2 min. Afeita el pelo del ratón en un área de aproximadamente 2 cm × 1 cm en la piel media del escapulario.
    NOTA: Debido a que la respuesta del ratón al isoflurano es variable, es posible que sea necesario ajustar la concentración para mantener una anestesia estable.
  3. Coloque el ratón en posición prona con la nariz en el cono de la nariz conectado a la máquina de anestesia de isoflurano. Aplique ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad mientras está bajo anestesia. Asegúrese de que el ratón no responda a estímulos dolorosos antes y durante la implantación de la bomba.
  4. Desinfectar la piel dorsal tres veces con yodóforo médico.
  5. Realice con cuidado una incisión transversal de aproximadamente 1 cm en la piel con un bisturí.
  6. Sujete suavemente el margen incisal con pinzas curvas y diseccione sin rodeos el tejido subcutáneo con otro par de pinzas curvas para crear un bolsillo para la bomba. Asegúrese de que el bolsillo sea lo suficientemente grande como para permitir que la bomba se mueva libremente.
  7. Inserte la bomba llena en la bolsa subcutánea con el cabezal moderador de flujo colocado hacia el extremo caudal del ratón. Deje suficiente espacio para cerrar la incisión y evite estirar demasiado la piel.
  8. Una vez implantada la bomba, alinear cuidadosamente el margen incisal y cerrar la piel con suturas 6-0 no absorbibles.
    NOTA: Inspeccione cuidadosamente el sitio de la incisión para asegurarse de que la herida esté completamente cerrada y que la bomba no esté presionando directamente contra la incisión.
  9. Limpie la incisión nuevamente con yodoforo y aplique gel anestésico de lidocaína al 5% por vía tópica con un hisopo de algodón estéril. Apague el isoflurano (0%).

7. Cuidados postoperatorios de los animales

  1. Monitoree de cerca a los ratones después de la implantación de la bomba y colóquelos en una jaula de recuperación junto con una manta térmica eléctrica.
  2. Permita que los ratones se recuperen solos en una jaula cálida durante al menos 20 minutos hasta que se despierten y luego devuélvalos a su jaula de alojamiento original.
  3. Observe a los ratones cada hora durante las primeras 6 horas después de la cirugía. Durante las siguientes 18 horas, observe a los ratones a intervalos de 6 horas. Recoja muestras inmediatamente si los ratones están en un estado moribundo o mueren durante la administración de Ang II.

8. Extracción, fijación, limpieza y obtención de imágenes de aortas

  1. Anestesiar ratones de todos los grupos experimentales con isoflurano y luego sacrificarlos por luxación cervical al final del estudio.
  2. Coloque los ratones en posición supina y asegúrelos en una placa de ratón. Haga una incisión en la parte inferior del abdomen y extiéndala a través de la pared torácica hasta que las cavidades torácica y abdominal estén completamente expuestas.
    1. Inmediatamente haga una pequeña incisión en la aurícula derecha, inserte una jeringa estéril en el ventrículo izquierdo e inyecte lentamente aproximadamente 10 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) helada a través del ventrículo izquierdo hasta que los pulmones y el hígado se vuelvan blancos.
  3. Posteriormente, realizar la resección de los pulmones, el hígado, el bazo y los intestinos. Exponga completamente toda la aorta y mida el diámetro máximo de la aorta torácica con un calibrador digital. Diseccionar la aorta desde el corazón y seccionar todas las ramas arteriales y las arterias ilíacas comunes para extraer toda la aorta.
  4. Tome imágenes de la aorta con una cámara digital, consérvela en paraformaldehído al 4% durante 24-48 h e insértela en parafina para la sección.
    NOTA: Tenga cuidado de evitar lesiones en el tracto intestinal, ya que puede interferir con el análisis de tejidos.
  5. Corte secciones de parafina aórtica con un grosor de 3-5 μm con un micrótomo, luego realice el desparafinado y la hidratación. Teñir las secciones con hematoxilina y eosina (H&E) y Elastic-Van Gieson (EVG) utilizando los respectivos kits de tinción de acuerdo con las instrucciones del fabricante.

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Resultados

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Un total de 70 ratones machos C57BL/6J, de 3 semanas de edad, fueron incluidos en este estudio y asignados aleatoriamente a cuatro grupos: Control (n = 10), BAPN (n = 20), BAPN + Salina (n = 20) y BAPN + Ang II (n = 20). En el grupo de BAPN, 11 de 20 ratones desarrollaron disección aórtica torácica (TAD) 28 días después de la administración de BAPN, y 4 ratones murieron por ruptura aórtica. En el grupo BAPN + solución salina, 12 de 20 ratones desarrollaron TAD, con 4 muertes por ruptura. ...

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Discusión

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Debido a la comprensión limitada de la disección aórtica torácica (DAT) potencialmente mortal, el establecimiento de modelos animales estables es esencial para explorar los mecanismos moleculares que subyacen a la aparición y progresión de la TAD. β-aminopropionitrilo (BAPN), un inhibidor de la lisil oxidasa, es ampliamente utilizado en modelos de TAD en roedores porque interrumpe la reticulación del colágeno y la elastina, debilitando así la pared aórtica y aumentando su susceptibilidad...

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Divulgaciones

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Los autores de este manuscrito no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

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Este trabajo contó con el apoyo de una subvención de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82370299) y el Proyecto de Construcción de la Disciplina Médica Clave (Especialidad) de Tianjin (TJYXZDXK-060B).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
3-Sal de fumarato de aminopropionitriloSigma-AldrichA3134
Balanza analíticaRadwagAS 220.R2
Máquina de anestesiaTecnología biológica Renyi de Shanghái Co. Ltd.MSS-3
Angiotensina IIMCEHY-13948
Ratones macho C57BL/6JGemPharmatechN000013
Dieta ChowSibeifu Beijing Biotechnology Co. LtdSPF-F02-002
Tanque de agua electrotérmico a temperatura constanteYiheng Technical Co. Ltd.DK-8D
Kit de tinción EVGSolarbioG1590
Prisma GraphPadTeclado gráficoVer 10.0.2
H& Kit de tinción EServicebioG1076
HemostáticoShinva Medical Instrument Co. Ltd.ZH240RN
IsofluranoRWDR510-22-10
MicrotuboAxygen Scientific, Inc.MCT-150-C
Pinza de agujaShinva Medical Instrument Co. Ltd.ZM234R/RN/RB
Bomba osmóticaAlzet1003D
ParaformaldehidoServicebioG1101
PBS, 1xServicebioG4202
SalinoServicebioG4702
EscalpeloShinva Medical Instrument Co. Ltd.ZB084R/RN
TijeraShinva Medical Instrument Co. Ltd.ZC480RN/RB/RNj/RNh
Microscopio estereoscópicoLeicaFÁCIL 4
SuturaSuministros médicos Jinhuan Co. Ltd.F604
PinzasShinva Medical Instrument Co. Ltd.ZO022RB

Referencias

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  1. Erbel, R., et al. 2014 ESC guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases:Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  2. Bossone, E., Eagle, K. A. Epidemiology and management of aortic disease: Aortic aneurysms and acute aortic syndromes. Nat Rev Cardiol. 18 (5), 331-348 (2021).
  3. Carrel, T., Sundt, T. M., Von Kodolitsch, Y., Czerny, M. Acute aortic dissection. Lancet. 401 (10378), 773-788 (2023).
  4. Goldfinger, J. Z., et al. Thoracic aortic aneurysm and dissection. J Am Coll Cardiol. 64 (16), 1725-1739 (2014).
  5. Zhou, Z., Cecchi, A. C., Prakash, S. K., Milewicz, D. M. Risk factors for thoracic aortic dissection. Genes. 13 (10), 1814(2022).
  6. Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler. Thromb Vasc Biol. 23 (9), 1621-1626 (2003).
  7. Hameed, I., Cifu, A. S., Vallabhajosyula, P. Management of thoracic aortic dissection. JAMA. 329 (9), 756-757 (2023).
  8. Liu, X., et al. Single-cell RNA sequencing identifies an IL1RN(+)/TREM1(+) macrophage subpopulation as a cellular target for mitigating the progression of thoracic aortic aneurysm and dissection. Cell Discov. 8 (1), 11(2022).
  9. Kanematsu, Y., et al. Pharmacologically induced thoracic and abdominal aortic aneurysms in mice. Hypertension. 55 (5), 1267-1274 (2010).
  10. Zheng, H. Q., et al. Induction of thoracic aortic dissection: A mini-review of β-aminopropionitrile-related mouse models. J Zhejiang Univ Sci B. 21 (8), 603-610 (2020).
  11. Hatipoglu, O. F., et al. Deficiency of CD44 prevents thoracic aortic dissection in a murine model. Sci Rep. 10 (1), 6869(2020).
  12. Ren, W., et al. β-aminopropionitrile monofumarate induces thoracic aortic dissection in C57BL/6 mice. Sci Rep. 6, 28149(2016).
  13. Wawzonek, S., Ponseti, I. V., Shepard, R. S., Wiedenmann, L. G. Epiphyseal plate lesions, degenerative arthritis, and dissecting aneurysm of the aorta produced by aminonitriles. Science. 121 (3133), 63-65 (1955).
  14. Fyfe, F. W., Gillman, T., Oneson, I. B. A combined quantitative chemical, light, and electron microscope study of aortic development in normal and nitrile-treated mice. Ann N Y Acad Sci. 149 (2), 591-627 (1968).
  15. Zhang, Y., et al. S-nitrosylation of septin2 exacerbates aortic aneurysm and dissection by coupling the TIAM1-RAC1 axis in macrophages. Circulation. 149 (24), 1903-1920 (2024).
  16. Pan, L., et al. Legumain is an endogenous modulator of integrin αvβ3 triggering vascular degeneration, dissection, and rupture. Circulation. 145 (9), 659-674 (2022).
  17. Groth, K. A., et al. Aortic events in a nationwide Marfan syndrome cohort. Clin Res Cardiol. 106 (2), 105-112 (2017).
  18. Eagleton, M. J. Arterial complications of vascular Ehlers-Danlos syndrome. J Vasc Surg. 64 (6), 1869-1880 (2016).
  19. Sawada, H., Beckner, Z. A., Ito, S., Daugherty, A., Lu, H. S. β-aminopropionitrile-induced aortic aneurysm and dissection in mice. JVS Vasc Sci. 3, 64-72 (2022).
  20. Franklin, M. K., et al. β-aminopropionitrile induces distinct pathologies in the ascending and descending thoracic aortic regions of mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 44 (7), 1555-1569 (2024).
  21. Izawa-Ishizawa, Y., et al. Development of a novel aortic dissection mouse model and evaluation of drug efficacy using in-vivo assays and database analyses. J Hypertens. 37 (1), 73-83 (2019).
  22. Anzai, A., et al. Adventitial CXCL1/G-CSF expression in response to acute aortic dissection triggers local neutrophil recruitment and activation leading to aortic rupture. Circ Res. 116 (4), 612-623 (2015).
  23. Nishida, N., et al. High salt intake worsens aortic dissection in mice: Involvement of IL-17A-dependent ECM metabolism. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 40 (1), 189-205 (2020).
  24. Chen, J. Y., et al. Increased aortic stiffness and attenuated lysyl oxidase activity in obesity. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 33 (4), 839-846 (2013).
  25. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. J Vis Exp. (103), e53191(2015).
  26. Qi, X., et al. A validated mouse model capable of recapitulating the protective effects of female sex hormones on ascending aortic aneurysms and dissections. Physiol Rep. 8 (22), e14631(2020).
  27. Obama, T., et al. Epidermal growth factor receptor inhibitor protects against abdominal aortic aneurysm in a mouse model. Clin Sci (Lond. 128 (9), 559-565 (2015).
  28. Aicher, B. O., et al. Moderate aerobic exercise prevents matrix degradation and death in a mouse model of aortic dissection and aneurysm). Am J Physiol Heart Circ Physiol. 320 (5), H1786-H1801 (2021).
  29. Aicher, B. O., et al. Quantitative micro-CT analysis of aortopathy in a mouse model of β-aminopropionitrile-induced aortic aneurysm and dissection. J Vis Exp. (137), e57589(2018).
  30. Ohno-Urabe, S., et al. Authentication of in situ measurements for thoracic aortic aneurysms in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 41 (6), 2117-2119 (2021).
  31. Sawada, H., et al. Ultrasound monitoring of descending aortic aneurysms and dissections in mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 40 (10), 2557-2559 (2020).
  32. Deery, S. E., et al. Female sex independently predicts mortality after thoracic endovascular aortic repair for intact descending thoracic aortic aneurysms. J Vasc Surg. 66 (1), 2-8 (2017).
  33. Rylski, B., et al. Gender-related differences in patients with acute aortic dissection type A. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (2), 528-535.e1 (2021).
  34. Fashandi, A. Z., et al. Female mice exhibit abdominal aortic aneurysm protection in an established rupture model. J Surg Res. 247, 387-396 (2020).

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