Artículo de método

Elastómeros magnetorreológicos micromodelados para impulsar cambios en la alineación de los cardiomiocitos

DOI:

10.3791/68271

⸱

10 de junio de 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Delaware, 2Cardiovascular Institute, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 3Department of Materials Science and Engineering, University of Delaware, 4Nemours/Alfred I. duPont Hospital for Children

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Presentamos una plataforma de ensayo de rigidez dinámica y reversible fabricada con un elastómero de silicona ultrasuave (polidimetilsiloxano, PDMS) con partículas de hierro incrustadas. Este nuevo ensayo es adecuado para estudiar los cambios físicos emergentes dependientes del tiempo en los fenotipos celulares, incluida la guía de contacto. Aquí, medimos la alineación de cardiomiocitos de ratas neonatales sobre el endurecimiento de la matriz utilizando magnetismo.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las señales asociadas al sustrato, como las mecánicas y topográficas, influyen profundamente en la respuesta celular. Sin embargo, gran parte de la investigación fundamental emplea efectos estáticos o aislados. La dirección y la escala de tiempo de estos efectos mecánicos en las respuestas celulares emergentes siguen siendo en gran medida inexploradas. Las herramientas para examinar cómo los estímulos asociados al sustrato que varían en el tiempo impulsan los procesos fisiológicos y patológicos pueden desbloquear el siguiente nivel de conocimiento mecanobiológico. Aquí, utilizamos elastómeros magnetorreológicos (MRE) con micropatrones que pueden endurecerse y ablandarse rápidamente en respuesta a un campo magnético externo, lo que permite una investigación más rigurosa de los efectos de la estimulación mecánica (rigidez) y guiada por contacto (topográfica) en la orientación y alineación de los cardiomiocitos de ratas neonatales. Al integrar el control dinámico de la rigidez mecánica que se puede ajustar e invertir temporalmente, podemos probar rigurosamente los efectos de la carga mediante (1) el preacondicionamiento en condiciones idénticas y (2) el cambio agudo de la biomecánica in vitro para imitar correctamente la fenomenología clínicamente relevante, como el infarto de miocardio. Este enfoque nos permite estudiar el impacto de la carga en las respuestas celulares de una manera más realista y controlada.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La capacidad del corazón para bombear sangre de manera eficiente depende de la arquitectura y las propiedades mecánicas (rigidez) de su miocardio, donde la organización precisa de las células y el tejido es esencial para la contracción coordinada y la función general. El miocardio está compuesto principalmente por cardiomiocitos (CM), que, en los adultos, exhiben una morfología alargada, casi en forma de bastón, con sarcómeros (la unidad contráctil de los CM) alineados a lo largo de la célula. Por el contrario, las MC fetales o derivadas de células madre pluripotentes inducidas (iPSC) difieren significativamente de las MC adultas. Tienden a tener una forma más redondeada, un solo núcleo, una estructura sarcomérica desorganizada o desalineada y una frecuencia de batido irregular. La semejanza estructural de la organización in vivo del miocardio permite la sincronía de la contracción y la transmisión de fuerza; Esto es crítico y esencial para recapitular el miocardio natural a través de un modelo in vitro. Para generar CMs con características estructurales similares al miocardio maduro, estudios previos han demostrado estrategias exitosas para mejorar la maduración, incluyendo la manipulación de la rigidez del sustrato 1,2, la aplicación de tensión mecánica3, la utilización de la guía de contacto 4,5 o el empleo de estimulación eléctrica 6,7.

Desde hace mucho tiempo se sabe que la rigidez del entorno extracelular afecta a las células. Existe una gran diversidad de rigidez en todo el cuerpo humano, que va desde cientos de pascales (Pa) en el cerebro y hasta decenas de gigapascales (GPa) en el hueso 8,9,10. Se ha encontrado que durante el desarrollo, los tejidos cambian de rigidez, y esta alteración regula la diferenciación y maduración a nivel celular en los fenotipos adultos que son necesarios para el funcionamiento normal 11,12,13,14. Los cambios en la rigidez también se han relacionado con estados de enfermedad y la progresión de patologías específicas 15,16,17,18. Específicamente, la rigidez del miocardio cambia con el desarrollo y la progresión de las enfermedades; por ejemplo, un miocardio sano tiene un módulo elástico de ~10 kPa en contraste con un corazón que falla, que tiene un módulo elástico de 35-70 kPa o más19. Además, numerosos estudios in vitro han reportado que los cardiomiocitos cultivados en un sustrato similar a la rigidez del miocardio nativo tuvieron una mejor organización del sarcómero20, generaron una contracción óptima 1,19 y tuvieron la mayor duración del potencial de acción21.

Además, se ha vuelto más reconocido que las células in vivo están expuestas a una compleja variedad de señales topográficas dentro de su microambiente que impulsan la forma y la función. Estas señales topográficas vienen en varios tamaños y geometrías, desde la disposición aleatoria de integrinas a nivel molecular hasta la alineación a nivel de micras de las células en los tejidos musculares22,23. Al igual que otros reguladores mecánicos, la topografía es importante para la morfología celular, como la diseminación, la elongación, la alineación, la motilidad, la diferenciación y la apoptosis 24,25,26. Con la introducción de sustratos de cultivo sintéticos, se han desarrollado métodos para crear una topografía de superficie controlada para el cultivo de células y tejidos 27,28,29. Por ejemplo, se han utilizado nano y microranuras micromodeladas para proporcionar una guía de contacto para las células de mamíferos, de modo que las células se orienten y remodelen su citoesqueleto para seguir las estructuras topográficas del sustrato de cultivo.

Aquí, presentamos un método de cultivo in vitro que integra tanto la guía estructural (señal de contacto) como la mecánica (rigidez) utilizando un sustrato de elastómero magnetorreológico (MRE) modelado, un material sintonizable que se puede endurecer o suavizar ajustando la fuerza del campo magnético 17,30,31,32. Al colocar los imanes cerca del sustrato de cultivo, se puede aumentar la rigidez, y el grado de rigidez se puede modificar variando la distancia entre la muestra y el imán. Por el contrario, la rigidez se puede reducir quitando el imán por completo. Este enfoque proporciona un método robusto, dinámico y controlable para replicar las condiciones mecánicas similares a las in vivo, mientras que el micropatrón de superficie introduce la anisotropía, lo que permite la creación de sustratos de cultivo celular 2D más biomiméticos.

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Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Preparación del sello PDMS estampado

NOTA: Un sello PDMS es esencial por su flexibilidad, ya que permite una fácil manipulación y un contacto preciso al preparar la superficie MRE estampada. La naturaleza flexible del sello también permite la eliminación sin esfuerzo de la capa MRE PDMS sin dañar el patrón, lo que garantiza tanto la transferencia precisa del patrón como la preservación de la superficie MRE.

  1. Preparar 10 g de 10:1 (base: agente de curado) 184 PDMS.
  2. Vierta 5 g de los 184 PDMS en una placa de Petri de 35 mm y desgasifique en un desecador durante ~5-10 min, hasta que todas las burbujas se hayan disipado.
  3. Deje que 184 PDMS se curen parcialmente en un horno a 60 °C durante 30 min.
  4. Cuando queden 5 minutos para que el 184 PDMS se cure parcialmente, agregue una capa delgada del 184 PDMS adicional a la rejilla de difracción y desgasifique en el desecador durante ~ 5 minutos.
  5. Retire del horno el plato de 35 mm con los 184 PDMS parcialmente curados.
  6. Voltee la rejilla de difracción con PDMS sobre el 184 PDMS parcialmente curado en un plato de 35 mm.
    NOTA: Asegúrese de que la rejilla de difracción esté hacia abajo en los 184 PDMS parcialmente curados en el plato de 35 mm.
  7. Presione ligeramente la rejilla de difracción hasta que una pequeña cantidad de 184 PDMS rodee la rejilla.
  8. Use los 184 PDMS restantes sin curar para rellenar el plato que rodea la rejilla para asegurarse de que permanezca en su lugar mientras se cura.
  9. Coloque el plato que contiene la rejilla de difracción en el horno a 60 °C durante 1,5 h.
  10. Una vez que el 184 PDMS esté completamente curado, retire el plato de 35 mm con la rejilla de difracción del horno.
  11. Marque alrededor de la rejilla de difracción con un bisturí.
  12. Aplique una pequeña cantidad de alcohol isopropílico (IPA) para penetrar debajo de la rejilla de difracción.
  13. Tire de la rejilla del 184 PDMS en la dirección paralela a los patrones.
  14. Retire el exceso de 184 PDMS, dejando solo la sección con patrón.
  15. Corta el sello 184 PDMS al tamaño necesario.
    NOTA: Este estudio utiliza un sello de 1 cm × 1 cm para los dispositivos.

2. Recubrimiento de la superficie del sello PDMS

NOTA: Un tratamiento de silano crea un recubrimiento superficial que evita la adhesión no deseada entre las capas de PDMS durante el estampado, lo que garantiza una separación suave y preserva la calidad de la transferencia del patrón.

  1. Tratamiento con silano (método preferido)
    1. Coloque el sello 184 PDMS fabricado en un limpiador de plasma de O2 con la superficie estampada hacia arriba. Tratar la superficie del PDMS con 45 W de plasma deO2 durante 30 s.
      NOTA: Una vez retirado del limpiador de plasma, coloque una tapa (o cubierta) sobre los sellos inmediatamente para asegurarse de que no se depositen residuos en los sellos limpios.
    2. Coloque 184 sellos PDMS en un desecador en una campana extractora.
    3. Arranca la tapa de un tubo de microcentrífuga.
    4. Coloque la tapa del tubo de microcentrífuga junto a los 184 sellos PDMS en el desecador.
    5. Añada 20 μL de tricloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) a la tapa del tubo de la microcentrífuga.
      PRECAUCIÓN: Este producto químico es peligroso para la salud y, por lo tanto, solo debe usarse en una campana extractora de gases químicos.
    6. Cierre el desecador y tire de una aspiradora.
    7. Deje que el silano cubra los sellos desde 1 h hasta toda la noche.

3. Preparación de elastómeros magnetorreológicos

NOTA: Para crear MRE ajustables y reversibles, una proporción precisa de partículas de hierro carbonílico y elastómero, combinada con la aplicación de un campo magnético, permite el ajuste de la rigidez en un rango de valores. Al variar la fracción de partículas, el módulo del elastómero base y la intensidad del campo magnético, la rigidez del material se puede ajustar con precisión para cumplir con requisitos específicos.

  1. Preparación de MRE de rango dinámico más suave (consulte la Tabla 1 para ver pesos ejemplos)
    1. Mida la cantidad deseada de diluyente de silicona y elastómero Eco parte B y mezcle a 2500 rpm en un mezclador de velocidad durante 1 min.
    2. Agregue el elastómero Eco parte A y las partículas de hierro carbonilo a la solución y mezcle a 2500 rpm en un mezclador de velocidad durante 1 min.
      NOTA: El orden de mezcla es crítico para garantizar el tiempo de polimerización deseado.
    3. Con una pipeta de transferencia con la punta cortada, agregue 5 g de MRE a una nueva placa de Petri de 35 mm y desgasifique en un desecador durante ~5 min, luego deje curar parcialmente en el horno a 60 °C durante ~10 min.
      NOTA: Asegurarse de que el horno y el desecador estén correctamente nivelados es esencial para lograr una muestra plana, lo cual es fundamental para la facilidad de obtención de imágenes.
    4. Una vez que queden 5 minutos, use una pipeta de transferencia para agregar MRE adicional sin curar para cubrir la superficie del sello 184 PDMS. Coloque el sello recubierto en el desecador para desgasificar durante 5 min.
      NOTA: Tenga cuidado de no usar demasiado MRE porque si cubre los bordes del sello, hará que sea más difícil quitar el sello una vez que el MRE esté completamente curado. Además, asegúrese de indicar la dirección del patrón a través de cada paso para que al quitar el sello del MRE, se pueda tirar en la dirección paralela a los patrones.
    5. Retire el MRE del horno y use un par de pinzas para mover con cuidado el sello recubierto. Gírelo boca abajo sobre el MRE parcialmente curado y presione ligeramente. Vuelva a colocar el MRE y el sello recubierto en el horno a 60 °C durante otros 25 minutos.
    6. Una vez que esté completamente curado, use un bisturí para marcar el MRE en la parte inferior del sello, perpendicular a los patrones.
    7. Aplique una pequeña cantidad de alcohol isopropílico en el área de corte alrededor del sello.
      NOTA: El IPA debe filtrarse en el corte y comenzar a moverse por debajo del sello.
    8. Con pinzas, retire el sello de la MRE en la dirección paralela a los patrones.
  2. Preparación de MRE de rango dinámico más rígido (consulte la tabla para ver pesos de ejemplo)
    1. Preparar 30:1 184 PDMS.
      NOTA: Haga más porque algunos permanecerán pegados al recipiente de mezcla.
    2. Agregue la cantidad deseada de 527 PDMS parte A y parte B, luego partículas de hierro carbonílico y 30:1 184 PDMS en proporciones basadas en el ejemplo de la tabla.
    3. Mézclalo a 2500 rpm en una batidora de velocidad durante 1 min.
    4. Con una pipeta de transferencia con la punta cortada, agregue 5 g de MRE a una nueva placa de Petri de 35 mm y desgasifique en un desecador durante ~5 min, luego deje curar parcialmente en el horno a 60 °C durante ~40 min.
    5. Una vez que queden 5 minutos, use una pipeta de transferencia para agregar MRE adicional sin curar para cubrir la superficie del sello PDMS. Coloque el sello recubierto en el desecador para desgasificar durante 5 min.
      NOTA: Tenga cuidado de no usar demasiado MRE porque si cubre los bordes del sello, hará que sea más difícil quitar el sello una vez que el MRE esté completamente curado. Además, asegúrese de indicar la dirección del patrón a través de cada paso para que al quitar el sello del MRE, se pueda tirar en la dirección paralela a los patrones.
    6. Retire el MRE del horno.
    7. Use un par de pinzas para mover con cuidado el sello recubierto, gírelo boca abajo sobre el MRE parcialmente curado y presione ligeramente.
    8. Coloque el MRE con el sello recubierto en la rejilla superior en el horno a 60 °C durante la noche.
    9. Una vez que esté completamente curado, use un bisturí para cortar el MRE en la parte inferior del sello, perpendicular a los patrones.
    10. Aplique IPA en el área de corte alrededor del sello.
      NOTA: El IPA debe filtrarse en el corte y comenzar a moverse por debajo del sello.
    11. Con pinzas, retire el sello de la MRE en la dirección paralela a los patrones.
Rango de rigidezMaterialesEjemplo de peso
SuaveDe 10 a 80 kPaEco (A+B)11,25 g (A)11,25 g (B)
Diluyente de silicona22,5 g
Partículas de hierro45 g
Rígida60–120 kPa527 PDMS (A+B)18,75 g (A)18,75 g (B)
Partículas de hierro37,5 g
184 PDMS (Base+Cura)14,5 g (Base)0,5 g (Curación)

Tabla 1: Ejemplo de pesos de todos los materiales para la fabricación de MRE más blandos y más rígidos. Los pesos de la tabla son para hacer un total de 90 g de material MRE. Se puede lograr una preparación menor mezclando todos los componentes en las mismas proporciones que los pesos de ejemplo en la tabla.

4. Preparación de cultivos celulares

NOTA: La preparación de cultivos celulares implica seleccionar la línea celular adecuada, preparar los medios de cultivo con los nutrientes y factores de crecimiento necesarios, y garantizar condiciones estériles para evitar la contaminación. Las células se siembran en recipientes de cultivo y se incuban en condiciones óptimas (generalmente a 37 °C con CO2 controlado). Se realizan monitoreos regulares, cambios de medios y pases para mantener un crecimiento celular saludable.

  1. Esterilice la superficie del MRE lavándola con etanol al 70% 3 veces y deje reposar el tercer lavado durante 20 minutos.
  2. Lave la superficie MRE 3 veces con solución salina estéril tamponada con fosfato (PBS) agregando suficiente volumen para cubrir el plato por completo, luego aspire todo el líquido.
  3. Cubra la superficie del ERM con fibronectina (10 μg/mL) en PBS durante 1 h a 37 °C para promover la adhesión celular al dispositivo.
  4. Lave la superficie MRE 3 veces con PBS, de forma similar al paso 4.1.2.
  5. Siembrar los cardiomiocitos de rata neonata a una densidad de 20.000 células/cm2.
  6. Añada imanes a los dispositivos temporalmente para endurecer la matriz durante el cultivo celular.
    NOTA: Tenga cuidado al colocar dispositivos con imanes en la incubadora. Los dispositivos deben colocarse muy separados para garantizar que los imanes no interactúen. Este estudio recomienda el uso de incubadoras revestidas de acero inoxidable en lugar de incubadoras revestidas de cobre, ya que hay menos interacción.

5. Tinción e imagen

  1. Adquisición de imágenes de células fijas
    NOTA: Las imágenes de células fijas implican varios pasos clave para visualizar componentes celulares específicos. En primer lugar, las células se fijan para preservar su estructura. A continuación, la membrana celular se permeabiliza para permitir la penetración de la mancha, seguida de un paso de bloqueo para evitar la unión inespecífica de anticuerpos o tinciones a sitios no deseados, como otras proteínas o desechos celulares. A continuación, las células se tiñen con tintes o anticuerpos dirigidos a moléculas específicas, y cualquier exceso de mancha se elimina mediante el lavado. Finalmente, las células teñidas se obtienen mediante microscopía de fluorescencia para el análisis de las estructuras celulares.
    1. Lave una vez con 1x PBS agregando suficiente volumen para cubrir el plato por completo, seguido de aspirar todo el líquido.
    2. Fije las células usando paraformaldehído al 4% (v/v) durante 10 min.
    3. Lavar tres veces con 1x PBS (similar al paso 5.1.1).
    4. Añadir 0,1% de Triton X (en 1x PBS) e incubar durante 5 min para que permeable.
    5. Lavar tres veces con 1x PBS (similar al paso 5.1.1).
    6. Añadir NH4Cl (50 mM en 1x PBS) e incubar durante 15 min para que se apague.
    7. Lavar tres veces con 1x PBS (similar al paso 5.1.1).
    8. Añadir tampón de bloqueo (5% BSA en 1x PBS) e incubar durante 1 h a temperatura ambiente (RT).
    9. Combine el anticuerpo primario primario Anti-α-Actinina a 1:200 en 5% de BSA (en 1x PBS).
      NOTA: Mezcle bien el anticuerpo.
    10. Agregue la solución de anticuerpos primarios a la muestra.
      NOTA: Agregue lo suficiente para cubrir toda la muestra.
    11. Incubar durante la noche a 4 °C.
      NOTA: Considere colocar la muestra en el balancín a una velocidad lenta para ayudar a que las soluciones se mezclen.
    12. Lavar tres veces con 1x PBS (similar al paso 5.1.1).
    13. Diluir el anticuerpo secundario (555 Alexa Fluor cabra anti-ratón) en 1x PBS (1:2000).
      NOTA: Los anticuerpos secundarios son sensibles a la luz (fluoróforos). Cuando no estén directamente en uso, asegúrese de que estén cubiertos y alejados de la luz.
    14. Añada la solución de anticuerpos secundarios a la muestra.
    15. Incubar en RT durante 2 h.
    16. Lavar tres veces con 1x PBS (similar al paso 5.1.1).
    17. Añadir DAPI (1 μg/mL en agua desionizada esterilizada) e incubar durante 5-10 min en la oscuridad.
    18. Tome imágenes de las células con un microscopio vertical con una lente de inmersión de 20x.
    19. Toma 50 imágenes por dispositivo.
    20. Procese las imágenes usando un complemento de ImageJ llamado Directionality.
      NOTA: Opciones de direccionalidad: En este estudio se utilizaron n = 45 contenedores, que van de 0° a 176° para evitar un efecto de envoltura. El método empleado fue la orientación del gradiente local y se seleccionó la tabla de visualización. La salida de dirección corresponde al ángulo vectorial medio (que indica el ángulo de alineación), mientras que la salida de bondad representa la longitud media del vector (que indica el grado de alineación).
  2. Obtención de imágenes de células vivas
    NOTA: Las imágenes de células vivas permiten el seguimiento de los procesos celulares dinámicos en tiempo real mientras se mantienen las células en su estado natural y vivo. Esta técnica implica el uso de un microscopio de fluorescencia equipado con una cámara de incubación para capturar imágenes o videos de alta resolución de las células a medida que crecen, se dividen o responden a los estímulos. Permite el estudio del comportamiento y las interacciones celulares a lo largo del tiempo y proporciona información valiosa sobre la función y la dinámica celular.
    1. Incubar las células con SiR-actina en proporción 1:1000 con medios de cultivo durante 1 h a 37 °C.
    2. Aspire el medio y reemplácelo con 1:2000 (SiR-actin: Media).
      NOTA: Esta dilución es para reducir la toxicidad celular para la obtención de imágenes en vivo prolongadas.
    3. Recoja imágenes de inmunofluorescencia cada 15 minutos durante 5 h en un microscopio vertical con una cámara de incubación, una platina automatizada y una lente de inmersión de 20x.
      NOTA: Para el experimento de imágenes de células vivas, el imán se agregó tan pronto como se colocó la resonancia magnética en el sistema de imágenes en vivo.

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los elastómeros magnetorreológicos (MRE) ultrablandos a base de silicona tienen módulos elásticos que se pueden ajustar con precisión mediante la aplicación de un campo magnético. Esto permite ajustes rápidos y bidireccionales dentro de un rango fisiológico, con un control preciso sobre la velocidad y la magnitud de los cambios (Figura 1). La mecánica del gel se evaluó midiendo el módulo elástico como se describió anteriormente, y se encontró que el módulo e...

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Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta técnica ha sido rigurosamente probada, pero es esencial prestar especial atención a varios pasos para un experimento exitoso.

En este protocolo, utilizamos una rejilla de difracción comercial como molde maestro para el modelado. Sin embargo, los moldes con patrones alternativos, como los moldes de silicona o los moldes microfabricados SU8, también se pueden emplear para crear una amplia variedad de patrones en diferentes tamaños33,35

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta investigación fue financiada en parte por el Centro de Investigación Musculoesquelética de Delaware COBRE (P20 GM139760), con subvenciones del Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales de los Institutos Nacionales de Salud y el Estado de Delaware. Nos gustaría expresar nuestro más sincero agradecimiento a Sagar Doshi del Centro de Materiales Compuestos (CCM) y a Ashika Singh del laboratorio Dhong de la Universidad de Delaware por su inestimable apoyo al permitirnos utilizar sus microscopios confocales láser y por proporcionar la experiencia necesaria para la caracterización de la superficie de nuestros materiales. Su contribución mejoró significativamente la calidad de nuestro trabajo.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
555 Alexa Fluor anti-ratón anti-ratón anticuerpo secundario  ThermoFisher ScientificA-21422https://www.thermofisher.com/antibody/product/Goat-anti-Mouse-IgG-H-L-Cross-Adsorbed-Secondary-Antibody-Polyclonal/A-21422
Objetivo de inmersión 20xZeiss421452-9800-000https://www.micro-shop.zeiss.com/zh/us/shop/objectives/421452-9800-000/Objective-W-Plan-Apochromat-20x-1.0-DIC-M27-75mm
Antenas de 35 mmThermoFisher Scientific130180https://www.thermofisher.com/search/results?query=130180&focusarea=Search%20All
Anticuerpo primario anti-alfa actininaABCAMEP2528Yhttps://www.abcam.com/en-us/products/primary-antibodies/alpha-actinin-actn1-antibody-ep2528y-ab81265?srsltid=AfmBOoq4HwHixqCheQwwq
VVbjJ3ogKUmZxa4GtG
3SyllFzWvb5XPnwgB
Microsferas de polvo de hierro carbonilochemicalstore.comCIPMShttps://ironpowders.com/types-of-iron-powder/cipms-carbonyl-iron-powder/
Tinción DAPIThermoFisher ScientificD1306https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/D1306
DesecadorFisher Scientific08-642-7https://www.fishersci.com/shop/products/nalgene-transparent-polycarbonate-classic-design-desiccator/086427#?keyword=
Rejilla de difracciónThor LabsGR2550-45031https://www.thorlabs.com/thorproduct.cfm?partnumber=GR2550-45031
Parte A y Gel Ecoflex BSuaveEcoflex  GELhttps://www.smooth-on.com/products/ecoflex-gel/
Limpiador de plasma expandido para mesaSigma AldrichZ561657-1EAhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/z561657
Fibronectina del plasma bovinoSigma AldrichF1141https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/f1141
Flacktek DAC150 SpeedMixer FlacktekDAC150https://flacktek.com/products/small-flacktek/
ImageJ SoftwareNIHhttps://imagej.net/ij/download.html
Alcohol isopropílicoAmazonhttps://www.amazon.com/Isopropyl-Alcohol-Grade-Anhydrous-gallon/dp/B01M6YK5I4/ref=sr_1_1_sspa?dib=eyJ2IjoiMSJ9.xiBzaAiE5lSJqXz
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ImánCMS MagneticsND05578-45Nhttps://www.magnet4sale.com/n45-neodymium-disc-magnet-1-1-2x1-4-35-lb-pull-strong-magnet/
Microscopio vertical Nikon Eclipse 80iNikonEclipse 80i
HornoFisher Scientific15-103-0503https://www.fishersci.com/shop/products/fisher-scientific-isotemp-general-purpose-heating-drying-ovens/p-4935382
Diluyente de siliconaSuaveDiluyente de siliconahttps://www.smooth-on.com/products/silicone-thinner/
Mancha de Actina SiRCitoesqueletoCY-SC001https://www.cytoskeleton.com/sir-actin
Sylgard 184 PDMS (Base + agente de curado)Adhesivos Ellsworth2065622https://www.ellsworth.com/products/by-market/consumer-products/encapsulants/silicone/dow-sylgard-184-silicone-encapsulant-clear-3.9-kg-kit/
Sylgard 527 PDMS parte A y BAdhesivos Ellsworth1696742https://www.ellsworth.com/products/by-market/consumer-products/encapsulants/silicone/dow-sylgard-527-silicone-dielectric-gel-clear-0.9-kg-kit/
Pipetas de transferenciaFisher Scientific13-711-5AMMDhttps://www.fishersci.com/shop/products/transfer-pipette-32/137115AMMD?searchHijack=true&searchTerm=13
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RAPID& matchedCatNo=13
-711-5AMMD
Tricloro -(1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctilo) silano Sigma Aldrich448931https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/448931

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jacot, J. G., McCulloch, A. D., Omens, J. H. Substrate stiffness affects the functional maturation of neonatal rat ventricular myocytes. Biophys J. 95 (7), 3479-3487 (2008).
  2. Körner, A., Mosqueira, M., Hecker, M., Ullrich, N. D. Substrate stiffness influences structural and functional remodeling in induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Front Physiol. 12, 710619(2021).
  3. Dou, W., et al. A microdevice platform for characterizing the effect of mechanical strain magnitudes on the maturation of iPSCcardiomyocytes. Biosens Bioelectron. 175, 112875(2021).
  4. Abadi, P. P. S. S., et al. Engineering of mature human induced pluripotent stem cellderived cardiomyocytes using substrates with multiscale topography. Adv Funct Mater. 28 (19), 1707378(2018).
  5. Ahn, H., et al. Hierarchical topography with tunable micro and nanoarchitectonics for highly enhanced cardiomyocyte maturation via multiscale mechanotransduction. Adv Healthc Mater. 12 (12), 2202371(2023).
  6. Chan, Y. C., et al. Electrical stimulation promotes maturation of cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells. J Cardiovasc Transl Res. 6 (6), 989-999 (2013).
  7. Hirt, M. N., et al. Functional improvement and maturation of rat and human engineered heart tissue by chronic electrical stimulation. J Mol Cell Cardiol. 74, 151-161 (2014).
  8. Levental, I., Georges, P. C., Janmey, P. A. Soft biological materials and their impact on cell function. Soft Matter. 3 (3), 299-306 (2007).
  9. Swift, J., et al. Nuclear laminA scales with tissue stiffness and enhances matrixdirected differentiation. Science. 341 (6149), 1240104(2013).
  10. Isermann, P., Lammerding, J. Nuclear mechanics and mechanotransduction in health and disease. Curr Biol. 23 (24), R1113-R1121 (2013).
  11. Wozniak, M. A., Chen, C. S. Mechanotransduction in development: a growing role for contractility. Nat Rev Mol Cell Biol. 10 (1), 34-43 (2009).
  12. Yang, X., Pabon, L., Murry, C. E. Engineering adolescence. Circ Res. 114 (3), 511-523 (2014).
  13. Hazeltine, L. B., et al. Effects of substrate mechanics on contractility of cardiomyocytes generated from human pluripotent stem cells. Int J Cell Biol. 2012, 508294(2012).
  14. Discher, D. E., Janmey, P., Wang, Y. Tissue cells feel and respond to the stiffness of their substrate. Science. 310 (5751), 1139-1143 (2005).
  15. Deng, B., Zhao, Z., Kong, W., Han, C., Shen, X., Zhou, C. Biological role of matrix stiffness in tumor growth and treatment. J Transl Med. 20 (1), 540(2022).
  16. Jaalouk, D. E., Lammerding, J. Mechanotransduction gone awry. Nat Rev Mol Cell Biol. 10 (1), 63-73 (2009).
  17. Vite, A., et al. Extracellular stiffness induces contractile dysfunction in adult cardiomyocytes via cellautonomous and microtubuledependent mechanisms. Basic Res Cardiol. 117 (1), 41(2023).
  18. Stowers, R. S., et al. Matrix stiffness induces a tumorigenic phenotype in mammary epithelium through changes in chromatin accessibility. Nat Biomed Eng. 3 (12), 1009-1019 (2019).
  19. Engler, A. J., et al. Embryonic cardiomyocytes beat best on a matrix with heartlike elasticity: scarlike rigidity inhibits beating. J Cell Sci. 121 (22), 3794-3802 (2008).
  20. Rodriguez, A. G., Han, S. J., Regnier, M., Sniadecki, N. J. Substrate stiffness increases twitch power of neonatal cardiomyocytes in correlation with changes in myofibril structure and intracellular calcium. Biophys J. 101 (10), 2455-2464 (2011).
  21. Boothe, S. D., et al. The effect of substrate stiffness on cardiomyocyte action potentials. Cell Biochem Biophys. 74 (4), 527-535 (2016).
  22. Curtis, A., Wilkinson, C. Topographical control of cells. Biomaterials. 18 (24), 1573-1583 (1997).
  23. Martínez, E., Engel, E., Planell, J. A., Samitier, J. Effects of artificial micro and nanostructured surfaces on cell behaviour. Ann Anat. 191 (1), 126-135 (2009).
  24. Ravichandran, R., Liao, S., Ng, C. C., Chan, C. K., Raghunath, M., Ramakrishna, S. Effects of nanotopography on stem cell phenotypes. World J Stem Cells. 1 (1), 55(2009).
  25. Brunetti, V., et al. Neurons sense nanoscale roughness with nanometer sensitivity. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (14), 6264-6269 (2010).
  26. Clark, P., Connolly, P., Curtis, A. S. G., Dow, J. A., Wilkinson, C. D. Topographical control of cell behaviour: I. Simple step cues. Development. 99 (3), 439-448 (1987).
  27. Nguyen, A. T., Sathe, S. R., Yim, E. K. F. From nano to micro: topographical scale and its impact on cell adhesion, morphology and contact guidance. J Phys Condens Matter. 28 (18), 183001(2016).
  28. DowellMesfin, N. M., et al. Topographically modified surfaces affect orientation and growth of hippocampal neurons. J Neural Eng. 1 (2), 78-90 (2004).
  29. Loesberg, W. A., et al. The threshold at which substrate nanogroove dimensions may influence fibroblast alignment and adhesion. Biomaterials. 28 (27), 3944-3951 (2007).
  30. Corbin, E. A., et al. Tunable and reversible substrate stiffness reveals a dynamic mechanosensitivity of cardiomyocytes. ACS Appl Mater Interfaces. 11 (23), 20603-20614 (2019).
  31. Bouhrira, N., Vite, A., Margulies, K. B. Distinct cytoskeletal regulators of mechanical memory in cardiac fibroblasts and cardiomyocytes. Basic Res Cardiol. 119 (2), 277-289 (2024).
  32. Lee, B. W., et al. Adult human cardiomyocyte mechanics in osteogenesis imperfecta. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 325 (4), H814-H821 (2023).
  33. Cao, Z., Ball, J. K., Lateef, A. H., Virgile, C. P., Corbin, E. A. Biomimetic substrate to probe dynamic interplay of topography and stiffness on cardiac fibroblast activation. ACS Omega. 8 (6), 5406-5414 (2023).
  34. Clark, A. T., et al. Magnetic field tuning of mechanical properties of ultrasoft PDMSbased magnetorheological elastomers for biological applications. Multifunct Mater. 4 (3), 035001(2021).
  35. Kim, Y., Kwon, C., Jeon, H. Genetically engineered phage induced selective H9c2 cardiomyocytes patterning in PDMS microgrooves. Materials. 10 (8), 973(2017).
  36. Fujiwara, Y., Deguchi, K., Miki, K., Nishimoto, T., Yoshida, Y. A method for contraction force measurement of hiPSCderived engineered cardiac tissues. Methods Mol Biol. 2320, 171-180 (2021).
  37. Dirar, Q., et al. Activation and degranulation of CART cells using engineered antigenpresenting cell surfaces. PLoS One. 15 (9), e0238819(2020).
  38. Kim, C., Kim, H., Park, H., Lee, K. Y. Controlling the porous structure of alginate ferrogel for anticancer drug delivery under magnetic stimulation. Carbohydr Polym. 223, 115045(2019).
  39. Fan, D., et al. Recent advances of magnetic nanomaterials in bone tissue repair. Front Chem. 8, 745(2020).
  40. GonzalezRico, J., et al. Tuning the cell and biological tissue environment through magnetoactive materials. Appl Sci. 11 (18), 8746(2021).
  41. AntmanPassig, M., Shefi, O. Remote magnetic orientation of 3D collagen hydrogels for directed neuronal regeneration. Nano Lett. 16 (4), 2567-2573 (2016).

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