Este artículo presenta un método para preparar vesículas unilaminares gigantes compuestas (cGUV) con una estructura de vesícula en vesícula, con conductividad eléctrica personalizada en regiones internas, anulares y externas. La electroformación sintetiza GUV simples, que se transforman en estomatocitos y cGUV mediante choque osmótico, proporcionando un modelo valioso para estudiar la biofísica de las células nucleadas.
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Artículo de método
Síntesis de vesículas unilamelares gigantes compuestas: un modelo biomimético de células nucleadas
En este artículo
Resumen
Resumen
Una vesícula unilamelar gigante simple (sGUV) es una vesícula esférica del tamaño de una micra, que está compuesta por una bicapa lipídica que encierra una solución acuosa en su interior y está suspendida en otro medio acuoso. Como modelos biomiméticos de células biológicas, los sGUV son sistemas bien establecidos para estudios biofísicos. Sin embargo, los sGUV imitan principalmente a las células anucleadas, lo que limita su aplicación como modelos para las células no nucleadas. Proponemos vesículas unilamelares gigantes compuestas (cGUVs) como un modelo biomimético más apropiado para las células nucleadas. Las cGUV son estructuras de vesícula en vesícula, donde se puede suponer que las bicapas de vesícula externa e interna representan la célula y la membrana nuclear de una célula, respectivamente.
En este estudio, describimos un método simple para la síntesis de cGUVs. En resumen, los sGUV se generaron utilizando la composición lipídica de DMPC y colesterol dentro del rango de 37-43 mol% en un medio de sacarosa mediante el método de electroformación. A continuación, estos sGUV se sometieron a un choque osmótico mediante la introducción de una solución hipertónica de glucosa, lo que desencadenó una transición inmediata a una forma somatocítica. Este proceso condujo a la formación de un estado intermedio en el que las vesículas externas e internas permanecieron conectadas a través de un cuello, lo que finalmente resultó en el desarrollo de la estructura de vesícula en vesícula, conocida como cGUV.
Además, se sabe que los GUV preparados con niveles más altos de colesterol en la bicapa exhiben una permeabilidad iónica reducida. Esta característica permite el ajuste de la conductividad en la solución anular de un cGUV mediante el ajuste de las conductividades del medio hidratante, la solución interna a través de la glucosa hipertónica y la solución externa mediante el ajuste de la dilución o la adición de medios conductores, lo que hace que los cGUV resultantes tengan conductividades controladas en las regiones externa, anular e interna, Relevante para estudios de campo eléctrico. Proponemos este enfoque eficiente y sencillo para sintetizar vesículas compuestas que se pueden utilizar como modelo biomimético para células eucariotas nucleadas, avanzando en su aplicación en la investigación biofísica.
Introducción
Los modelos biomiméticos se han empleado ampliamente para estudiar los complejos fenómenos biofísicos de las membranas celulares. Estos modelos biomiméticos más simples proporcionan información valiosa al minimizar la interferencia de la miríada de variables presentes en las células biológicas. Las vesículas unilamelares gigantes (GUV) son un sistema biomimético fundamental utilizado para estudiar la biofísica de membranas 1,2. Los GUV están bien establecidos como un modelo representativo de la membrana celular. Comprenden una sola bicapa lipídica esférica de tamaño 10-30 μm de diámetro y están encapsuladas y suspendidas en una solución acuosa. En este artículo, denominamos a estos sGUV. Estos sistemas se construyen utilizando un enfoque de abajo hacia arriba, donde los componentes celulares esenciales (lípidos, proteínas y catalizadores) se ensamblan para imitar la estructura y función de las membranas biológicas 3,4.
Aunque los sGUV simples, con solo el núcleo acuoso en su interior, se usan comúnmente, se han desarrollado modelos más avanzados para replicar características específicas de las células biológicas. Por ejemplo, los GUV con estructuras soportadas por actina emulan el citoesqueleto 5,6,7, mientras que los entornos con alto contenido de sal se utilizan para imitar las condiciones fisiológicas. Los ambientes con mayor contenido de sal imitan las condiciones fisiológicas, pero es difícil obtenerlas en los GUV ya que los métodos tradicionales, como la electroformación 8,9, a menudo no son adecuados para sintetizar GUV de tamaño micrométrico en tales condiciones. Los métodos más nuevos, como el método asistido por gel, que utiliza geles poliméricos o de almidón para ayudar a la hinchazón de la bicapa durante la hidratación, abordan estas limitaciones10,11. Del mismo modo, se han estudiado los cambios morfológicos de los sGUVs12. La adición de filamentos cerrados y abiertos, como actina encapsulada, microtúbulos y otros componentes del citoesqueleto, de rigidez variable, y la condición de estrés osmótico en su interior influyen en la transición morfológica de estas vesículas osmóticamente desinfladas pero inicialmente cuasi-esféricas. El análisis teórico revela diversas transformaciones morfológicas, incluyendo estructuras tubulares, esféricas, en forma de raqueta, en forma de cereza y en gotas, alineándose bien con las observaciones experimentales12. Estos hallazgos tienen implicaciones significativas para comprender la organización de filamentos, microtúbulos y nanoanillos dentro de las células y vesículas. Otros estudios revisan los métodos para la encapsulación de proteínas y exploran cómo la actina encapsulada, los microtúbulos y los componentes del citoesqueleto regulan la forma de las vesículas osmóticas desinfladas12,13.
Además, inspirados en la arquitectura de las células eucariotas, se desarrollan modelos complejos basados en GUV para el desarrollo de modelos artificiales que se asemejan a la fisión y la división celular, la reproducción y las características multicompartimentales de las células eucariotas, las células autorreproductoras 14,15,16,17 y las células multicompartimentales. Más allá de la aplicación estructural, los GUV también son los modelos elegidos para comprender la electroporación celular, un proceso en el que un campo eléctrico aplicado induce la formación de poros en la membrana lipídica debido al estrés de Maxwell. Los GUV, con dimensiones comparables a las celdas biológicas, exhiben electrodeformación y electroporación bajo campos eléctricos. Dichos estudios sobre GUV proporcionan información sobre las propiedades electromecánicas, como la capacitancia de la membrana y la rigidez a la flexión18 y sobre los mecanismos de electroporación 2,19,20. Sin embargo, en la práctica, estos estudios son más representativos de las células anucleadas, como los glóbulos rojos (RBC).
Para cerrar esta brecha, proponemos vesículas unilamelares gigantes compuestas (cGUVs) como un nuevo modelo biomimético para células eucariotas nucleadas21,22. Estas vesículas poseen una estructura de vesícula en vesícula, donde la bicapa interna imita a la membrana nuclear y la bicapa externa representa la membrana plasmática. Además, demostramos cómo se puede modular la conductividad eléctrica de las regiones interna, anular y externa sin necesidad de instrumentación avanzada, como micromanipuladores o microjeringas. Este enfoque simplificado para sintetizar cGUV ofrece una plataforma prometedora para avanzar en la investigación biofísica de las células nucleadas.
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Protocolo
1. Preparación de soluciones de mezclas lipídicas
- Prepare 1 mL de solución de DMPC y colesterol en una proporción molar de 63:37 a una concentración final de 5 mg/mL. Para ello, hay que añadir 149 μL de DMPC (25 mg/mL de caldo tal como se recibe disuelto en cloroformo), 252 μL de colesterol (5 mg/mL de colesterol disuelto en cloroformo) y 599 μL de cloroformo.
- Prepare otra solución de 1 mL de DMPC: Colesterol en una proporción molar de 57:43 a 5 mg/mL, mezcle 139,8 μL de DMPC (25 mg/mL de caldo tal como se recibe disuelto en cloroformo), 301 μL de colesterol (5 mg/mL, preparado a partir de polvo disuelto en cloroformo) y 559,2 μL de cloroformo.
- Para teñir la bicapa lipídica, agregue 100 μL de rojo del Nilo (de una solución madre de 5 mM) a 1 mL de la mezcla de lípidos que contiene DMPC y colesterol en una proporción molar de 63:37 (descrita en los pasos 1.1 y 1.2). Alternativamente, agregue 30 μL de Liss Rhod-PE (1 mg/mL de stock de Liss Rhod-PE) a 1 mL de mezcla lipídica preparada (descrita en los pasos 1.1 y 1.2).
NOTA: Dado que el disolvente (cloroformo) es muy volátil, después de abrir repetidamente el vial para el uso de la solución madre (25 mg/ml de DMPC), puede concentrarse, lo que puede cambiar la composición.
2. Protocolo de electroformación para sintetizar vesículas unilaminares gigantes simples (sGUVs)
- Limpie a fondo los portaobjetos recubiertos de óxido de indio y estaño (ITO) con una solución de jabón para platos y enjuague con agua desionizada (0,055 μS/cm). Limpie los portaobjetos con una solución de etanol al 100%, enjuague con agua desionizada y seque en un horno a 85 °C.
- Identifique el lado conductor de los portaobjetos recubiertos de ITO utilizando una pinza amperimétrica. Asegure el portaobjetos recubierto de ITO limpio en la etapa del recubrimiento giratorio con una aspiradora con el lado conductor hacia arriba.
- Aplique 25 μL de las soluciones lipídicas (preparadas en el paso 1.1) lanzando cuatro gotas de la solución sobre el lado conductor del portaobjetos ITO. A continuación, tome otro portaobjetos de ITO y aplique 25 μL de las soluciones lipídicas (preparadas en el paso 1.2) lanzando cuatro gotas de la solución sobre el lado conductor del portaobjetos de ITO.
- Seque al vacío ambos portaobjetos recubiertos de lípidos en un desecador que se mantenga en la oscuridad durante al menos 2 h.
NOTA: La protección contra la luz protege los lípidos de posibles cambios químicos. - Coloque un portaobjetos ITO recubierto de lípidos (recubierto con lípidos preparado en el paso 1.1) en paralelo con otros portaobjetos ITO limpios, con los lados conductores enfrentados, con un espaciador de caucho de silicona de 3 mm de grosor entre ellos. Selle el conjunto con una abrazadera para crear una cámara de electroformación segura.
- Siga el mismo procedimiento descrito en el paso 2.5 para el portaobjetos recubierto de ITO con solución lipídica preparado en el paso 1.2 para formar una cámara de electroformación.
- Coloque ambas cámaras en una incubadora mantenida a 38-40 °C y llene la cámara con 100 mM de solución de sacarosa con la ayuda de una jeringa de 2 mL. Aplique un campo eléctrico de CA de 5 Vpp a una frecuencia de 10 Hz utilizando un generador de funciones de doble canal durante 4 h.
NOTA: Asegúrese de que el lado conductor de la corredera ITO esté correctamente sujeto a las pinzas de cocodrilo que se conectan con el generador de funciones. - Desconecte la cámara de electroformación del generador de funciones. Retire la cámara de la incubadora y deje que se enfríe a temperatura ambiente. Recoja los sGUV sintetizados de ambas cámaras con una jeringa y transfiéralos a un tubo de microcentrífuga de 2 ml e incube a temperatura ambiente (25-27 °C) durante 1 h antes de someterlo a un choque osmótico.
3. Transición de forma en choque osmótico (sGUV-a-estomatocito-a-cGUV)
- Transfiera 200 μL de sGUV suspendidos en medios hidratantes que contengan 100 mM de solución de sacarosa a una cámara de observación.
- Introducir 125 μL de solución de glucosa (300 mM) a esta suspensión de sGUV que contiene 200 μL de 100 mM de sacarosa dentro de la cámara de observación para inducir un choque osmótico que inicie la transición de forma de los sGUV.
NOTA: Siga el mismo procedimiento (dado en el paso 3) para la síntesis de sGUV de la composición lipídica dada en los pasos 1.1 y 1.2 para la transición de forma impulsada por choque osmótico. - Deje reposar los sGUV inducidos por el choque osmótico durante 1 h en la cámara de observación colocada en la platina de microscopía.
- Para conducir y observar la transición de forma de los sGUVS, coloque la cámara de observación (cámara de electrofusión, una placa de Petri, un portaobjetos de concavidad o cualquier otra cámara que se pueda utilizar para la observación microscópica) en la platina de un microscopio invertido y permita que las vesículas se asienten.
- Supervise las transiciones de forma que se producen dentro de la cámara. Utilice el contraste de interferencia diferencial (DIC) y la microscopía de epifluorescencia con lentes de objetivos Plan fluor, ELWD 20x/0.45, y Plan fluor, ELWD 40x/0.60 para observar las transiciones de forma de los sGUV.
- Observar la formación de vesículas estomatocíticas durante la transición. Monitoree la cámara a lo largo del tiempo a medida que las vesículas más grandes se asientan en el fondo, seguidas de un mayor número de vesículas más pequeñas.
4. Modificación de la conductividad en las regiones interna, anular y externa de los cGUV
- Ajuste la conductividad de las soluciones en diferentes regiones de los cGUV (interno, anular y externo) agregando cantidades apropiadas (μL) de una solución salina madre de 7,5 mM antes de administrar un choque osmótico a los sGUV.
- Por ejemplo, para crear una mayor conductividad en las regiones externa e interna en comparación con la región anular, transfiera 200 μL de solución de sacarosa a la cámara de electrofusión. Añadir 20 μL de solución salina de 7,5 mM a la cámara. Inducir el choque osmótico añadiendo 125 μL de solución de glucosa de 300 mM.
- Deje reposar los sGUV con choque osmótico durante 3-4 h. En este caso, los cGUV se obtienen con mayor conductividad en las regiones externa e interna que en la región anular al final.
- Realice la electrodeformación de cGUV aplicando un potencial eléctrico de CA de 7,5 Vpp a 100 kHz utilizando un generador de funciones en una cámara de electrofusión que contiene electrodos de alambre espaciados a 500 μm.
- Después de aplicar un campo eléctrico de CA, capture el vídeo a 10 fotogramas/s y observe la deformación de la forma oblata de las vesículas externas y la deformación de la forma prolata de las vesículas internas, lo que confirma una mayor conductividad en las regiones externa e interna que en la región anular en los dominios cGUV.
5. Análisis microscópico de cGUVs
- Imágenes de microscopio invertido: Realice microscopía de contraste de interferencia diferencial (DIC) y epifluorescencia utilizando un microscopio invertido y acoplado con una cámara monocromática. Utilice la microscopía DIC y de epifluorescencia con lentes de objetivo Plan fluor, ELWD 20x/0.45 y Plan fluor, ELWD 40x/0.60 para observar las transiciones de forma de los sGUV. Utilice un filtro verde (EX 510-560, DM 575, BA 590) para la bicapa de tinción roja del Nilo para el estudio de epifluorescencia.
NOTA: Las imágenes DIC proporcionan información valiosa sobre el estado del cuello conectado, confirmando si permanece intacto o se fusiona para formar cGUV. - Utilice el software ImageJ para insertar una barra de escala y recortar imágenes de microscopía. Para agregar una barra de escala, vaya a Analizar | Establezca Escala para calibrar la imagen, luego vaya a Analizar | Herramientas | Barra de escala para insertar la barra de escala.
- Microscopía confocal para la morfología: Para obtener una comprensión más clara de la morfología cGUV, se emplea un microscopio confocal de barrido láser para el escaneo del eje z con un tamaño de paso de 1 μm. Obtención de imágenes con microscopio confocal: utilice un microscopio confocal de barrido láser con una lente de objetivo DIC de aceite Plan-Apochromat 40x/1.3 para obtener imágenes de los cGUV. Imagen cGUV teñidos con rojo del Nilo o rodamina-PE utilizando un modo rojo de un solo canal, con una longitud de onda de excitación de 561 nm y un rango de emisión de 561-695 nm.
- Para modificar y extraer el archivo .czi de la imagen en el software vinculado al microscopio, inserte gráficos como una barra de escala y habilite la vista 2D, 3D, luego vaya a Procesamiento | Método | Parámetros y haga clic en Aplicar para obtener una imagen en formato JPG.
- Preparación para la microscopía confocal: llene una solución acuosa que contenga cGUV en una cámara personalizada modificada (el vidrio inferior se reemplazó con vidrio Coverslip) para la obtención de imágenes confocal. Deje la muestra intacta durante 10-15 minutos para permitir que los cGUV se conformen con la obtención de imágenes confocal; cargue la mezcla de cGUVs en el portaobjetos de la cavidad y séllela con un cubreobjetos para detener los movimientos de los cGUVs. A continuación, analice los cGUV mediante microscopía confocal y barrido z con intervalos de 1 μm.
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Resultados
Los sGUV se sintetizaron utilizando el método de electroformación (como se muestra en la Figura 1) y se recolectaron de la cámara utilizando una jeringa. Los sGUV cosechados se visualizaron inicialmente bajo un microscopio invertido y se sometieron a un choque osmótico para inducir su transformación en forma de estomatocitos. Después de una mayor remodelación de la membrana, este estomatocito se transforma en una estructura de vesícula en vesícula llamada ve...
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Discusión
La composición y los tipos de lípidos determinan en gran medida las propiedades mecánicas de la bicapa que constituye un GUV. Una bicapa compuesta de DMPC/Chol exhibe transiciones de forma únicas cuando se somete a un choque osmótico. Bajo un fuerte choque osmótico hipertónico, el fluido acuoso dentro del sGUV es expulsado, lo que lleva a la deformación de la bicapa del GUV. Las transiciones de forma observadas están influenciadas principalmente por el flujo de agua hacia el exterior y l...
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Divulgaciones
Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.
Agradecimientos
Rupesh Kumar agradece al Ministerio de Desarrollo de Recursos Humanos (MHRD) del Gobierno de la India por la beca y la subvención de contingencia del PMRF. Reconocemos con gratitud el microscopio de barrido láser confocal de la Instalación Central, IRCC, IIT Bombay.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Cholesterol (Sigma grade, 99%) | Avanti Polar Lipids, Inc. | C8667 | Para la síntesis de sGUV |
| Choloroform | Merck Life Science Pvt. Ltd. | DA2P711602 | utilizado como disolvente para la preparación de la solución madre de lípidos |
| DMPC | Avanti Polar Lipids, Inc. | 850345C | Para la síntesis de sGUV |
| Ethanol | Hayman | F204325 | Para la limpieza de diapositivas de ITO |
| FITC-DEXTRAN (4 Kda-MW) | Sigma-Aldrich | 466994 | Para la encapsulación dentro de las vesículas internas de cGUV |
| Glucosa | Sigma-Aldrich | G-7021 | Para la preparación de la solución de glucosa, utilizada para el choque osmótico a sGUV suspendidos en la solución de sacarosa |
| Liss Rhod PE | Sigma-Aldrich | 810150C-1MG | Para teñir moléculas de lípidos |
| Nile red | Sigma-Aldrich | 72485 | Para la tinción de la membrana de cGUV y sGUV |
| Cloruro de sodio (NaCl) | Sigma-Aldrich | 1936060521 | Para la preparación de la solución madre de sal, para cambiar la conductividad de los compartimentos de cGUV |
| Sacarosa | Sigma-Aldrich | S9378 | Para la solución de sacarosa como medio hidratante de la cámara de electroformación |
| Equipos | |||
| Diapositivas Cavitly | Blue star | Suspensión de cGUV colocada para la observación al microscopio | |
| Cámara cMOS pco.edge 4.2 | Excelitas | 61009524 | Para imágenes monocromáticas fluorescentes e imágenes DIC |
| Lámina de cubreobjetos (22 x 60 mm) | Blue star | Para cubrir diapositivas de cavidad | |
| Cámara de electrofusión Eppendrof | Sigma-Aldrich | Suspensión de sGUV colocada en la cámara para observación osmótica y microscópica, también se puede utilizar cualquier otra cámara simple | |
| Generador de funciones (Doble canal) | Tektronix | AFG3022C | Generador de funciones utilizado para entregar un campo eléctrico AC a la cámara de electroformación |
| Incubadora | Personalizado local | cámara de electroformación colocada a 40° | |
| Diapositivas ITO | Sigma-Aldrich | 576352-10PAK | Diapositivas ITO utilizadas en el método de electroformación |
| Microscopio invertido Nikon Eclipse | Nikon | TE2000-U | Para la visualización de sGUV y cGUV |
| Hoja de silicona (3 mm de espesor) | Sigma-Aldrich | GF49463141 | Para el espaciado en la cámara de electroformación |
| Jeringa (2 mL) | Becton Dickinson India Pvt Ltd. | 300844 | Utilizada para inyectar un medio hidratante y recolectar sGUV de la cámara de electroformación |
| Configuración de microscopía confocal Zeiss | Instalación central del IIT Bombay |
Referencias
- Dimova, R. Chapter one - Giant vesicles: A biomimetic tool for membrane characterization. Advances in planar lipid bilayers and liposomes. Iglic, A. 16, 1-50 (2012).
- Maoyafikuddin, M., Thaokar, R. M. Effect of the waveform of the pulsed electric field on the cylindrical deformation of uncharged giant unilamellar vesicles. Langmuir. 39 (28), 9660-9670 (2023).
- Nair, K. S., Bajaj, H. Advances in giant unilamellar vesicle preparation techniques and applications. Adv Colloid Interface Sci. 318, 102935(2023).
- Göpfrich, K., et al. One-pot assembly of complex giant unilamellar vesicle-based synthetic cells. ACS Synth Biol. 8 (5), 937-947 (2019).
- Chen, S., Sun, Z. G., Murrell, M. P. In vitro reconstitution of the actin cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. J Vis Exp. (186), e64026(2022).
- Merkle, D., Kahya, N., Schwille, P. Reconstitution and anchoring of cytoskeleton inside giant unilamellar vesicles. ChemBioChem. 9 (16), 2673-2681 (2008).
- Fink, A., et al. Extracellular cues govern shape and cytoskeletal organization in giant unilamellar lipid vesicles. ACS Synth Biol. 12 (2), 369-374 (2023).
- Angelova, M. I., Dimitrov, D. S. Liposome electroformation. Faraday Discuss Chem Soc. 81, 303-311 (1986).
- Angelova, M. I., Soléau, S., Meleard, P., Faucon, F., Bothorel, P. Preparation of giant vesicles by external AC electric fields. Kinetics and applications. Trends in Colloid and Interface Science VI. Progress in Colloid & Polymer Science. Helm, C., Loesche, M., Moehwald, H. 89, 127-131 (1992).
- Weinberger, A., et al. Gel-assisted formation of giant unilamellar vesicles. Biophys J. 105 (1), 154-164 (2013).
- Maoyafikuddin, M., Pundir, M., Thaokar, R. Starch aided synthesis of giant unilamellar vesicles. Chem Phys Lipids. 226, 104834(2020).
- Shi, C., et al. Morphological transformations of vesicles with confined flexible filaments. Proc Natl Acad Sci USA. 120 (18), e2300380120(2023).
- Litschel, T., Schwille, P. Protein reconstitution inside giant unilamellar vesicles. Annu Rev Biophys. 50, 525-548 (2021).
- Kurihara, K., et al. Self-reproduction of supramolecular giant vesicles combined with the amplification of encapsulated DNA. Nat Chem. 3 (10), 775-781 (2011).
- Zong, W., et al. A fissionable artificial eukaryote-like cell model. J Am Chem Soc. 139 (29), 9955-9960 (2017).
- Zong, W., Li, Q., Zhang, X., Han, X. Deformation of giant unilamellar vesicles under osmotic stress. Colloids Surf B: Biointerfaces. 172, 459-463 (2018).
- Shin, J., Jang, Y. Multicompartment synthetic vesicles for artificial cell applications. ACS Appl Eng Mater. 2 (12), 2758-2770 (2024).
- Riske, K. A., Dimova, R. Electro-deformation and poration of giant vesicles viewed with high temporal resolution. Biophys J. 88 (2), 1143-1155 (2005).
- Maoyafikuddin, M., Kulkarni, S. V., Thaokar, R. M. Synthesis method and high salt concentration can affect electrodeformation of GUVs under strong pulsed DC fields. ACS Omega. 10 (7), 6427-6436 (2025).
- Behera, N., Thaokar, R. M. Numerical modeling of giant pore formation in vesicles under msPEF-induced electroporation: Role of charging time and waveform. Bioelectrochemistry. 164, 108926(2025).
- Kumar, R., Chakrabarti, R., Thaokar, R. M. Compound giant unilamellar vesicles as a bio-mimetic model for electrohydrodynamics of a nucleate cell. Soft Matter. 20 (35), 6995-7011 (2024).
- Sinha, K. P., Thaokar, R. M. Electrohydrodynamics of a compound vesicle under an AC electric field. Journal of Physics. 29 (27), 275101(2017).
- Méléard, P., et al. Bending elasticities of model membranes: Influences of temperature and sterol content. Biophys J. 72 (6), 2616-2629 (1997).
- Dimova, R. Recent developments in the field of bending rigidity measurements on membranes. Adv Colloid Interface Sci. 208, 225-234 (2014).
- Needham, D., McIntosh, T. J., Evans, E. Thermomechanical and transition properties of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol bilayers. Biochemistry. 27 (13), 4668-4673 (1988).
- Almeida, P. F. F., Vaz, W. L. C., Thompson, T. E. Lateral diffusion in the liquid phases of dimyristoylphosphatidylcholine/cholesterol lipid bilayers: a free volume analysis. Biochemistry. 31 (29), 6739-6747 (1992).
- de Meyer, F., Smit, B. Effect of cholesterol on the structure of a phospholipid bilayer. Proc Natl Acad Sci USA. 106 (10), 3654-3658 (2009).
- Kraske, W. V., Mountcastle, D. B. Effects of cholesterol and temperature on the permeability of dimyristoylphosphatidylcholine bilayers near the chain melting phase transition. Biochim Biophys Acta. 1514 (2), 159-164 (2001).
- Corvera, E., Mouritsen, O. G., Singer, M. A., Zuckermann, M. J. The permeability and the effect of acyl-chain length for phospholipid bilayers containing cholesterol: theory and experiment. Biochim Biophys Acta. 1107 (2), 261-270 (1992).
- Kamiya, K., Osaki, T., Takeuchi, S. Formation of vesicles-in-a-vesicle with asymmetric lipid components using a pulsed-jet flow method. RSC Advances. 9 (52), 30071-30075 (2019).
- Doğan Güzel, F., Kaur, J., Zendeh, Z. Cheap portable electroformed giant unilamellar vesicles preparation kit. J Liposome Res. 33 (2), 183-188 (2023).
- Kaur, J., et al. On-chip label-free impedance-based detection of antibiotic permeation. IET Nanobiotechnol. 15 (1), 100-106 (2021).
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