Artículo de método

Seguimiento in vivo guiado por imágenes de células progenitoras epiteliales pulmonares distales trasplantadas para fibrosis pulmonar mediante imágenes de partículas magnéticas

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DOI:

10.3791/68477

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27 de junio de 2025

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1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 3Department of Pediatrics and Human Development, Michigan State University, 4Lyman Briggs College, Michigan State University, 5College of Social Science, Michigan State University, 6Department of Chemistry, Hunter College, 7Corewell Health Medical Group, 8Institute for Quantitative Health Science and Engineering (IQ), Michigan State University, 9Department of Biomedical Engineering, College of Engineering, Michigan State University

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

La terapia celular ofrece una intervención prometedora para la fibrosis pulmonar mediante el uso de células progenitoras para reparar el tejido dañado y mejorar la función pulmonar. Dado que las imágenes desempeñan un papel fundamental en el seguimiento de la integración celular, en este trabajo describimos el seguimiento in vivo guiado por imágenes magnéticas de la terapia celular para la fibrosis pulmonar en un modelo de ratón.

Resumen

La fibrosis pulmonar (PF) es una enfermedad pulmonar progresiva y crónica caracterizada por una lesión epitelial alveolar repetida que conduce a un depósito excesivo de la matriz extracelular, lo que resulta en engrosamiento del tejido, cicatrización y alteración del intercambio de gases, lo que conduce a la disfunción respiratoria. En los Estados Unidos, se reportan alrededor de 50,000 casos nuevos anualmente, y los pacientes enfrentan complicaciones graves como neumotórax, hipertensión pulmonar, insuficiencia respiratoria y un mayor riesgo de cáncer de pulmón. Las opciones terapéuticas actuales tienen una eficacia limitada y su objetivo principal es retrasar la progresión de la enfermedad. La terapia celular se ha convertido en una intervención prometedora, que ofrece el potencial de regenerar el tejido pulmonar dañado, modular la inflamación y mejorar la función pulmonar. Sin embargo, la eficacia de estas terapias depende en gran medida de la capacidad de controlar la distribución, la supervivencia y la integración de las células trasplantadas en los pulmones del huésped.

La adquisición de imágenes de partículas magnéticas (MPI) es una nueva modalidad de adquisición de imágenes preclínicas no invasivas que utiliza nanopartículas superparamagnéticas de óxido de hierro (SPION) como trazadores. MPI ofrece alta sensibilidad, especificidad y ausencia de señal de fondo, lo que permite el seguimiento cuantitativo y en tiempo real de las células marcadas in vivo. En este estudio, investigamos el uso de MPI para monitorear células progenitoras epiteliales pulmonares distales humanas trasplantadas a los pulmones de ratones inmunocomprometidos. Las células se marcaron con diferentes concentraciones de SPION para optimizar la señal, confirmada por inmunotinción y cuantificación de hierro. Después de la instilación intratraqueal, se adquirieron exploraciones MPI 2D para rastrear la distribución espacial de las células trasplantadas. Las imágenes longitudinales durante 2 semanas permitieron visualizar la integración y retención celular dentro del tejido pulmonar. La instilación exitosa exhibió señales de MPI tanto en el pulmón izquierdo como en el derecho, que disminuyeron (~65%) con el tiempo. Posteriormente, los ratones fueron sacrificados para la validación histológica. Este estudio demuestra la utilidad de la MPI para el seguimiento longitudinal no invasivo de la terapia celular en la fibrosis pulmonar, y gira en torno a las intrincadas técnicas utilizadas durante los procedimientos.

Introducción

La terapia celular 1,2 ofrece potencial regenerativo, promoviendo la reparación de tejidos, reduciendo la inflamación y mejorando los resultados en enfermedades crónicas como la leucemia y el linfoma 3,4 (células madre hematopoyéticas), osteoartritis 5,6 (células madre mesenquimales), diabetes tipo 17 (trasplante de células de los islotes), lesiones de la médula espinal 8,9, enfermedades neurodegenerativas10,11,12 (células madre neurales) y fibrosis pulmonar 13,14,15,16 (células progenitoras pulmonares). Estas terapias ofrecen un potencial significativo, aunque aún persisten desafíos como el rechazo inmunológico y la eficacia a largo plazo 17,18. La fibrosis pulmonar (PF) es una enfermedad pulmonar crónica y progresiva caracterizada por una cicatrización excesiva del tejido pulmonar, lo que conduce a un deterioro de la función pulmonar19. La terapia celular para la PF tiene como objetivo regenerar el tejido pulmonar dañado y reducir la fibrosis mediante la introducción de células regenerativas, como las células madre mesenquimales o las células progenitoras pulmonares distales, en los pulmones afectados20. Las células progenitoras pulmonares distales, que incluyen poblaciones como las células basales, las células alveolares de tipo II, las células madre bronquioalveolares y otras células progenitoras multipotentes, tienen la capacidad de promover la reparación de tejidos, reducir la inflamación, regenerar potencialmente el tejido pulmonar dañado y revertir parte del daño pulmonar mientras se restaura la función pulmonar normal21. Varios estudios preclínicos y clínicos en etapas tempranas han demostrado que el trasplante de células progenitoras pulmonares a pulmones fibróticos puede ayudar a regenerar las estructuras alveolares, promover la remodelación de los tejidos y reducir la inflamación 13,22,23. Además, estas células pueden secretar varios factores de crecimiento y citocinas que modulan el entorno fibrótico, promoviendo aún más la reparación. A pesar de los resultados alentadores en la mejora de la función pulmonar, siguen existiendo desafíos para optimizar la administración de células, incluido el aislamiento, la expansión y la integración eficientes de estas células en el tejido pulmonar dañado, lo que garantiza la seguridad a largo plazo y evita efectos secundarios no deseados. Se necesita investigación continua para refinar los protocolos y evaluar la seguridad y eficacia a largo plazo de las terapias con células progenitoras para la fibrosis pulmonar.

El trasplante de células en los pulmones para la fibrosis pulmonar implica varias técnicas, cada una diseñada para mejorar la entrega de células, la supervivencia y la integración en el tejido pulmonar dañado. Los métodos comunes incluyen la inyección intravenosa24,25, la administración endobronquial26,27 y la instilación intratraqueal 28,29,30,31, cada uno con ventajas y desafíos específicos. La administración intravenosa de células madre se ve obstaculizada por la localización pulmonar subóptima, el secuestro en órganos no diana, la viabilidad post-infusión limitada y el riesgo de respuestas inmunogénicas. La administración endobronquial, aunque más localizada, está limitada por la distribución celular heterogénea, la posible oclusión de las vías respiratorias, las respuestas inflamatorias y los desafíos del procedimiento dentro de la arquitectura pulmonar fibrótica. De manera similar, la instilación intratraqueal, a pesar de permitir la deposición pulmonar directa, puede conducir a una dispersión celular inconsistente, penetración pulmonar distal inadecuada, irritación localizada y variabilidad en la uniformidad de la dosis a través de los compartimentos pulmonares. Aunque todas estas técnicas tienen como objetivo mejorar la supervivencia, la integración y la eficacia de las células en la regeneración del tejido pulmonar, la elección de la técnica óptima depende de factores como el tipo de células que se trasplantan, el estadio de la fibrosis y la salud general del paciente.

A pesar de sus desafíos, la instilación intratraqueal sigue siendo uno de los métodos más utilizados para administrar células directamente a los pulmones, especialmente en el contexto de la fibrosis pulmonar. En esta técnica, las células se introducen en el pulmón a través de un catéter insertado en la tráquea32. Luego, las células se depositan en el espacio alveolar, donde potencialmente pueden reparar el tejido pulmonar dañado. Este método es mínimamente invasivo y relativamente fácil de realizar en comparación con otros enfoques de administración como la perfusión pulmonar ex vivo . Dado que las células se depositan directamente en los pulmones, pueden mejorar las posibilidades de integración y reparación efectivas. A diferencia de la inyección intravenosa, la instilación intratraqueal evita la circulación sistémica, lo que reduce el riesgo de que las células queden atrapadas en otros órganos como el hígado o el bazo, lo que lleva a un efecto terapéutico más focalizado en los pulmones. A pesar de estos beneficios, el método aún enfrenta desafíos en términos de distribución y retención celular subóptima, y supervivencia dentro de los pulmones, lo que puede limitar la efectividad terapéutica. La investigación en curso está trabajando para refinar este enfoque y obtener resultados clínicos más efectivos. Los investigadores pueden determinar si la instilación intratraqueal es adecuada para sus aplicaciones evaluando varios factores. Estos incluyen el tipo de células que se administran, su capacidad para sobrevivir e integrarse en el tejido pulmonar y la gravedad del modelo de enfermedad (es decir, fibrosis pulmonar).

La imagen es una herramienta indispensable para el seguimiento de las células, la evaluación de su viabilidad, distribución y efectos, la mejora del seguimiento de la terapia celular y la optimización de las estrategias de tratamiento33. Los investigadores han evaluado la eficiencia del parto a través de imágenes y análisis posteriores al parto para rastrear la distribución y retención de células. Se han utilizado varias técnicas como la fluorescencia, la resonancia magnética (RM), la tomografía computarizada (TC), la tomografía por emisión de positrones (PET), la tomografía computarizada por emisión de fotón único (SPECT) y el ultrasonido para rastrear las células madre marcadas para la fibrosis pulmonar. Sin embargo, se enfrentan a limitaciones como la baja penetración a profundidad (fluorescencia), la poca sensibilidad (RM), la exposición a la radiación (TC, PET, SPECT) y la baja resolución (ultrasonido)34. Aunque la optimización del contraste, la resolución y la biocompatibilidad de las imágenes puede ayudar a superar estos desafíos hasta cierto punto, la exploración de nuevas técnicas de imagen también puede resultar esencial para el seguimiento preciso de las células madre en los pulmones. En los últimos años, las imágenes de partículas magnéticas (MPI) se han convertido en una modalidad de imagen prometedora y libre de radiación, que ofrece imágenes cuantitativas de alta sensibilidad, en tiempo real y con alto contraste sin interferencias de fondo.

MPI utiliza nanopartículas superparamagnéticas de óxido de hierro (SPIONs) para la visualización directa, y su principio de funcionamiento se basa en la respuesta de magnetización no lineal de estos SPIONs cuando se exponen a un campo magnético variable en el tiempo35,36. Los electroimanes se utilizan para crear una región libre de campo (FFR), donde solo las partículas dentro de esta región exhiben magnetización no lineal y generan una señal cuando son excitadas por un campo magnético oscilante. Por otro lado, la magnetización de las partículas fuera de este FFR está saturada y no participan en la producción de señales. Al mover sistemáticamente el FFR a lo largo del volumen de imágenes, MPI construye mapas espaciales de la distribución de nanopartículas y las imágenes posteriores. El MPI ofrece varias ventajas sobre las modalidades de imagen tradicionales37,38. A diferencia de la resonancia magnética o la tomografía computarizada, la MPI proporciona una señal solo desde el trazador, lo que da como resultado un ruido de fondo cero y un contraste excepcional. Ofrece imágenes en tiempo real con alta resolución temporal, lo que lo hace ideal para el seguimiento de procesos dinámicos como la migración celular o la perfusión. Además, el MPI es altamente sensible, lo que permite la detección de pequeñas cantidades de SPIONs sin radiación ionizante, a diferencia del PET o el CT. Además, también demuestra una excelente cuantificación lineal, lo que permite una evaluación precisa de la concentración de trazadores. En general, MPI combina las fortalezas de sensibilidad, seguridad y cuantificación, lo que lo convierte en una poderosa herramienta para la obtención de imágenes biomédicas. El MPI es prometedor para el seguimiento de células madre en los pulmones, lo que permite un seguimiento preciso de la migración celular, la retención y los efectos terapéuticos. Proporciona un excelente contraste sin interferencia de la señal tisular, lo que permite una localización precisa de las células madre marcadas 39,40,41,42. En las siguientes secciones se describen los protocolos llevados a cabo para estos estudios, demostrando el uso de la instilación intratraqueal para administrar las células marcadas a los pulmones de ratón y la confirmación a través de MPI.

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Protocolo

Todos los procedimientos que involucran sujetos animales han sido aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Estatal de Michigan (IACUC) y los que involucran sujetos humanos han sido aprobados por Corewell Health IRB no. 2017-198. Todos los pacientes dieron su consentimiento informado por escrito antes de participar en el estudio.

Se recolectaron muestras de explantes de pulmón humano de pacientes con fibrosis pulmonar idiopática (FPI) sometidos a trasplante de pulmón de Corewell Health. Antes del procedimiento de trasplante, todos los pacientes cumplían con los criterios diagnósticos de fibrosis pulmonar idiopática (FPI), caracterizada por hipoxemia, disnea y disminución del volumen pulmonar43. El análisis anatomopatológico del tejido extraído del extremo distal del lóbulo pulmonar confirmó la presencia de fibrosis.

Los ratones machos NOD/SCID se compraron a las 8 semanas de edad y se les permitió aclimatarse durante 1 semana y luego envejecieron hasta 12 semanas antes del procedimiento.

1. Aislamiento y expansión de las células epiteliales de las vías respiratorias humanas

  1. Coloque la muestra de pulmón explantada en hielo para preservar la integridad celular durante la disección. Identificar los bronquios/vías respiratorias grandes presentes en la muestra; Las vías respiratorias pequeñas se encuentran en las porciones distales de la muestra pulmonar, más alejadas de las vías respiratorias grandes. Con instrumentos esterilizados, extirpe la porción distal de la muestra de pulmón y procese en porciones más pequeñas para ayudar en la digestión del tejido. Enjuague la muestra con solución salina tamponada con fosfato (DPBS) de Dulbecco para eliminar el exceso de sangre y líquido, luego digiera el tejido pulmonar explantado que contiene las vías respiratorias pequeñas en un tampón que consta de proteasa de Streptomyces griseus, 1x penicilina/estreptomicina, DNasa I y 1x gentamicina en un tubo de 50 mL. Coloque el tejido en un baño de agua a 37 °C para mecerlo durante aproximadamente 4 h, o hasta que el tejido esté suficientemente digerido.
  2. Pase el contenido del tubo de 50 ml a través de un filtro de células estéril de 100 μm. Enjuague el pañuelo 3 veces con DPBS y pase los lavados por el colador. Granular las células por centrifugación a 400 × g durante 5 min, eliminar el sobrenadante y volver a suspender las células en 1 mL de medio de cultivo pipeteando la suspensión celular 50x con una pipeta ajustada a 500 μL.
  3. Añadir la suspensión celular a un matraz de cultivo de 75cm2 que contenga el medio de crecimiento epitelial de las vías respiratorias. Cultivar las células a 37 °C, 5% de CO2 durante aproximadamente 2 semanas.

2. Marcaje de células epiteliales de las vías respiratorias con nanopartículas (trazador de óxido de hierro)

  1. Cuando los cultivos epiteliales sean confluentes en un 80%, marque las células con trazador de óxido de hierro a una concentración final de 250 μg/mL. Añadir el volumen adecuado de trazador de óxido de hierro a 10 mL de medio de cultivo por matraz de células epiteliales e incubar durante 48 h.
    NOTA: Se evaluaron diferentes concentraciones de trazador de óxido de hierro (50, 100, 200 y 250 μg/mL) para el marcaje celular seguido de sus exploraciones MPI 2D (Figura 1A). Para este estudio se finalizó la concentración de 250 μg/mL, junto con 50.000 células para trasplante.
  2. Después de 48 h, lavar las células 3 veces con DPBS para eliminar el exceso de nanopartículas.
  3. Separe las células con un reactivo de desconexión de células e incube las células a 37 °C durante 15 min, o hasta que las células comiencen a levantarse de la superficie del matraz.
  4. Recoja las células en un tubo de 50 mL que contiene 1 mL de suero fetal bovino. Enjuague el matraz 3 veces con 5 mL de DPBS y agregue los lavados al tubo de 50 mL que contiene las celdas.
  5. Granular las células por centrifugación a 400 × g durante 5 min. Retire el sobrenadante y vuelva a suspender las células en 1 mL de medio de cultivo pipeteando la suspensión celular 50x con una pipeta ajustada a 500 μL.
  6. Utilice un hemocitómetro para determinar la concentración celular y determinar el volumen de suspensión celular necesario para el trasplante in vivo .
  7. Alícuota 100 μL de la célula en suspensión y fijación en paraformaldehído al 4%.

3. Inmunotinción y microscopía in vitro

  1. Cargue la alícuota de 100 μL de suspensión celular en un cartucho de citogiro que contenga un portaobjetos y un filtro y centrifuga durante 5 minutos a 1.000 rpm.
  2. Delinea las celdas en el portaobjetos con un bolígrafo hidrofóbico.
  3. Lave los portaobjetos durante 2 x 15 minutos con DPBS.
  4. Permeabilice las células en el portaobjetos incubando con Triton X-100 al 0,1% en DPBS durante 5 min a temperatura ambiente.
  5. Lave las celdas durante 2 x 2 minutos con DPBS.
  6. Bloquee los portaobjetos con 5% de albúmina sérica bovina (BSA)/1% de suero de cabra en DPBS durante 2 h.
  7. Incubar los portaobjetos en anticuerpo primario (anti-dextrano) en suero de cabra al 2,5% BSA/0,5% en DPBS durante la noche a 4 °C.
  8. Retire el anticuerpo primario y lave los portaobjetos 3 x 5 min en 1x solución salina tamponada Tris con Tween 20 (TBST).
  9. Incubar los portaobjetos con anticuerpo secundario 1:1.000 en suero de cabra al 2,5% BSA/0,5% en DPBS durante 1 h a temperatura ambiente en la oscuridad.
  10. Lave los portaobjetos durante 3 x 5 min con 1x TBST.
  11. Agregue un agente de tinción nuclear, 4′,6-diamidino-2-fenilindol (DAPI), al portaobjetos a una concentración de 1:1,000 en DPBS y deje incubar a temperatura ambiente durante 5 min.
  12. Lave los portaobjetos 2 x 5 min con 1x TBST. Retire el exceso de 1x TBST del portaobjetos.
  13. Agregue medio de montaje con DAPI y coloque un cubreobjetos de vidrio sobre la corredera, teniendo cuidado de evitar burbujas de aire.
  14. Una vez que el portaobjetos se haya endurecido, sella los bordes del cubreobjetos con un esmalte de uñas transparente.
  15. Tome imágenes de los portaobjetos en un microscopio confocal.

4. Trasplante de células mediante instilación intratraqueal

  1. Preparación
    1. Pese el ratón para calcular la dosis de bleomicina (BLM) necesaria para cada ratón.
    2. En un tubo de microcentrífuga de 1,7 mL, prepare la solución de BLM deseada (diluida en solución salina esterilizada) en un volumen que no exceda los 50 μL.
      NOTA: La concentración del fármaco variará en función de los objetivos experimentales. Para este procedimiento se utilizó BLM a 0,6 U/kg.
    3. Cargue la solución BLM en una pipeta. Además, precargue una jeringa con 200 μL de aire para asegurarse de que todo el volumen de líquido sea expulsado a la tráquea.
      NOTA: Después de 72 h de tratamiento con BLM, la suspensión celular marcada se administrará de manera similar.
    4. Utilice el recuento de células obtenido en el paso 2.6 para calcular el volumen de suspensión celular, que contiene 50.000 células, que se va a administrar.
    5. Anestesiar al ratón colocándolo en una caja de inducción conectada a la unidad de anestesia suministrando isoflurano (2,5-3%) hasta su sedación.
      NOTA: Los ratones son anestesiados dos veces durante todo el procedimiento: (1) el día de la administración de BLM y (2) el día de la instilación intratraqueal de las células, que es 72 h después de la dosis de BLM.
    6. Configure el kit de intubación de fibra óptica como se muestra en la Figura 2A con la sonda de fibra óptica que pasa a través del laringoscopio y el catéter.
      NOTA: El extremo iluminado de la fibra debe colocarse justo fuera (1-2 mm) del tubo del catéter.
  2. Instilación intratraqueal
    1. Confirme la anestesia comprobando el reflejo pedal pellizcando el dedo del pie en cualquiera de las patas traseras. Una vez confirmada la insuficiencia anestésica, suspender al ratón por los incisivos en posición supina sobre un soporte de intubación para roedores en ángulo (Figura 2B-D).
    2. Con pinzas romas, agarre cuidadosamente la lengua y, con un movimiento hacia arriba y hacia la izquierda, coloque la lengua para obtener una visualización adecuada de la laringe.
    3. Encienda la sonda de fibra óptica y entre en la boca para acercarse a la tráquea. Utilice la lupa del laringoscopio para mejorar la visualización de la laringe y ubique las cuerdas vocales en la abertura traqueal.
    4. Inserte el catéter en la abertura traqueal y con mucho cuidado separe el laringoscopio y sáquelo. Coloque una pequeña gota de solución salina (20 μL) en el extremo superior del catéter.
      NOTA: El nivel de líquido se moverá hacia arriba y hacia abajo, alineado con la frecuencia respiratoria del ratón. Esto confirmará la colocación del catéter en la tráquea y no erróneamente en el esófago.
    5. Coloque una jeringa con 200 μL de aire precargado y empuje la gota hacia adentro. Coloque la suspensión celular (≤50 μL) en el catéter y instile usando la jeringa cargada con aire como se hizo anteriormente.
    6. Para evitar que el líquido instilado se escape de la tráquea, deje el catéter en su lugar durante 5-7 s. Luego, extraiga suavemente el catéter.
    7. Mantenga el ratón en la misma posición en el soporte de intubación durante al menos 30 s.
    8. Retire el mouse y colóquelo en una jaula de recuperación colocada sobre una almohadilla térmica. Monitoree hasta que se recupere completamente de la anestesia.

5. Imágenes de partículas magnéticas

  1. Anestesiar al ratón colocándolo en una caja de inducción conectada a la unidad de anestesia suministrando isoflurano (2-2,5%) hasta su sedación.
  2. Coloque la cama del ratón en un escáner MPI con la línea de anestesia pasando por debajo de la cama a través de las conexiones adecuadas.
  3. Mientras el ratón está sedado, prepare el escáner MPI para la obtención de imágenes. Inicie el software vinculado y defina un nombre de carpeta en Project y el escaneo en el dominio del nombre del examen para su identificación, y configure los parámetros de escaneo de acuerdo con los requisitos. Para seguir este procedimiento, utilice estos parámetros de escaneo: Tipo de escaneo: escaneo 2D; Modo de escaneo: Estándar; Canales de transmisión: multicanal (isotrópico); Promedios por proyección: 2.
  4. Controle la anestesia como se describe en el paso 4.2.1. Coloque el mouse de forma segura en la cama MPI como se muestra en la Figura 2E.
    NOTA: Asegúrese de que el hocico esté correctamente alineado con el cono de la nariz incorporado de la cama para el mantenimiento adecuado de la anestesia durante la exploración.
    PRECAUCIÓN: Una anestesia insuficiente durante la exploración puede hacer que el ratón se despierte mientras se ejecuta la exploración.
  5. Una vez que se haya colocado el mouse en el escáner, empuje la cama dentro del orificio y haga clic en Iniciar escaneo.
  6. Una vez completado el escaneo, retire el mouse de la cama MPI y colóquelo en una jaula de recuperación colocada sobre una almohadilla térmica. Monitoree hasta que se recupere completamente de la anestesia.
  7. Analice las imágenes utilizando un software de análisis de imágenes.

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Resultados

El estudio piloto se llevó a cabo con seis ratones. De estos, solo un ratón murió antes de la finalización del estudio, a los 10 días. Las intensidades de la señal MPI 2D para diferentes concentraciones de marcaje se evaluaron en función del número de células (Figura 1A). Se observó que la intensidad de la señal era directamente proporcional a la concentración del trazador de óxido de hierro. Por lo tanto, la concentración de 250 μg/mL se consideró como la c...

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Discusión

La instilación intratraqueal en ratones es una técnica precisa para administrar sustancias directamente a los pulmones. Se requiere una atención cuidadosa durante varios pasos críticos a lo largo de este procedimiento. Empezando por asegurar la profundidad adecuada de la anestesia para evitar molestias y movimientos, y colocando el ratón en decúbito supino con el cuello extendido para alinear las vías respiratorias y permitir un acceso despejado a la abertura traqueal. El uso de un depre...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Agradecimientos

El financiamiento para este estudio fue proporcionado en parte por la subvención de R01HL153165-01A1 a X.P.L. y R21AI159928-01 a P.W.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
1.7 mL microcentrifuge tubeDOT ScientificRN1700-GMTPara la recolección de células y preparación de diluciones de BLM
Anti-Dextran antibdoySTEMCELL Technologies60026Anticuerpo primario
BD Luer-Lok SyringeBecton, Dickinson309628Para inyecciones de aire durante la instilación intratraqueal
Cytospin 3Thermo Shandon74010121GB
DNase IMillipore-Sigma10104159001
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS -/-) Gibco14190250
Fetal Bovine Serum ThermoFisher ScientificA5670701
Gentamicin Gibco15750060
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor™ 568ThermoFisher ScientificA-11004Anticuerpo secundario
Goat SerumMillipore-SigmaG9023
IsofluraneCovetrus11695067772Anestesia con gas
Isoflurane vaporizerSOMNI ScientificVS6002Aparato de anestesia
MomentumMagnetic Insight IncEscáner de Imágenes de Partículas Magnéticas (MPI) preclínico
Mouse intubation kitOHANOhan-201Kit de intubación completo con todos los accesorios necesarios
NOD/SCID MiceJackson LaboratoryRRID:IMSR_JAX:001303Modelo de ratón inmunocomprometido
Penicillin/Streptomycin Gibco15140122
PneumaCult-Ex Plus Medium STEMCELL Technologies5040
ProLong Diamond Antifade Mountant with DAPI InvitrogenP36962Medio de montaje para diapositivas inmunotintadas
Protease from Streptomyces griseus Millipore-SigmaP5147
Surgical kitPinzas de extremo romo utilizadas para sostener la lengua del ratón
Tris-Buffered Saline with Tween20 (TBST)ThermoFisher Scientific28360
TrypLE Express Enzyme ThermoFisher Scientific12604021
VivoTrax PlusMagnetic InsightMIVTP01Traza de óxido de hierro para el etiquetado de células in vitro y MPI posterior

Referencias

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