Artículo de método

Visualización precisa de los receptores de insulina A y B en el cerebro murino con un ensayo de hibridación in situ de ARN

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DOI:

10.3791/68677

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15 de julio de 2025

 ,  ,  ,  , 
1Diabetes Section/Laboratory of Clinical Investigation, National Institute on Aging, National Institutes of Health

En este artículo

Resumen

Establecimos un ensayo de hibridación in situ dúplex para mapear las isoformas de los receptores de insulina IR-A e IR-B en el plexo coroideo murino, superando las limitaciones de los métodos tradicionales. Este enfoque de alta resolución revela la expresión específica de isoformas, ofreciendo nuevos conocimientos sobre la señalización de la insulina en el cerebro y posibles terapias dirigidas a isoformas para trastornos neurológicos.

Resumen

Los receptores de insulina (RI) se expresan ampliamente en todos los tejidos y en todos los tipos de células. Existe en dos isoformas funcionalmente distintas, IR-A e IR-B, que difieren en 12 aminoácidos debido al empalme alternativo del exón 11. Estas isoformas exhiben patrones de expresión específicos de tejidos y células, y su abundancia relativa varía a lo largo del desarrollo, el envejecimiento y la enfermedad. Debido a su gran similitud de secuencia, ha sido difícil distinguir entre IR-A e IR-B utilizando métodos inmunológicos tradicionales. Aquí, describimos un nuevo ensayo de hibridación dúplex in situ (ISH) que permite la visualización de la expresión de IR-A e IR-B en el tejido. Utilizando este enfoque, demostramos por primera vez que, si bien ambas isoformas se expresan en el plexo coroideo murino, predomina el IR-A. Este método proporciona una poderosa herramienta para investigar la distribución espacial de las isoformas del receptor de insulina in situ en diferentes tejidos. Si bien la qPCR en tiempo real puede detectar transcripciones de IR-A e IR-B en cultivos monocelulares in vitro , carece de la capacidad de localización espacial dentro de tejidos complejos, lo que pone de manifiesto la necesidad y la utilidad de la técnica de ISH dúplex.

Introducción

El receptor de insulina (IR) es un receptor enzimático transmembrana de un solo paso que media los diversos efectos fisiológicos de la insulina. Funciona como una proteína dimérica, con cada monómero compuesto por dos cadenas peptídicas unidas por un enlace disulfuro: la subunidad α extracelular, que contiene el dominio de unión al ligando, y la subunidad transmembrana β, cuya secuencia intracelular posee actividad tirosina quinasa intrínseca1. A través del empalme alternativo del exón 11, la transcripción del gen IR da lugar a dos variantes de ARNm IR. El IR-A carece del exón 11, mientras que el IR-B lo conserva. En consecuencia, IR-A e IR-B difieren en una secuencia de 12 aminoácidos cerca del extremo C de la subunidad α, lo que resulta en una unión distinta de factores de crecimiento además de la insulina madura y propiedades de señalización variables aguas abajo. Si bien ambas variantes exhiben una afinidad similar por la insulina, el IR-A tiene una mayor afinidad por el factor de crecimiento similar a la insulina II (IGF-II) y la proinsulina en comparación con el IR-B. Los patrones de expresión de IR-A e IR-B varían según el tejido y el tipo de célula, y el estado de la enfermedad2.

Su expresión diferencial en los tejidos y en las enfermedades subraya su contribución única a la fisiología y la patología. El plexo coroideo (PC), una estructura especializada que produce líquido cefalorraquídeo (LCR) y forma parte de la barrera sangre-LCR, desempeña un papel fundamental en el transporte de nutrientes, la eliminación de desechos y la neuroprotección, especialmente durante la inflamación. Ambas isoformas IR se expresan en la PC, donde probablemente regulan el volumen y la composición del LCR. El IR-A, a través de su unión de alta afinidad por IGF-II, probablemente promueve la proliferación celular y la reparación de tejidos en el epitelio CP. Por otro lado, el IR-B está implicado en el transporte de insulina a través de la barrera hematoencefálica, lo que favorece la disponibilidad de insulina en el cerebro para los astrocitos, las neuronas, la glía y la homeostasis de la glucosa 3,4.

Los niveles de RI prediabéticos se han asociado con niveles elevados de tau en el LCR en individuos asintomáticos con riesgo genético de enfermedad de Alzheimer (EA)5, y las alteraciones en la relación IR-A/IR-B se han relacionado con la resistencia a la insulina, el envejecimiento y el aumento de la actividad proliferativa, factores que pueden contribuir al cáncer y otras patologías6. La identificación de patrones de expresión de isoformas específicas de IR-A e IR-B representa un paso crítico hacia el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas para trastornos complejos del sistema nervioso central. Sin embargo, los enfoques actuales, como la inmunotinción y la qPCR, son limitados: no todas las proteínas pueden ser inmunomarcadas de forma fiable debido a la falta de anticuerpos validados, y aunque la qPCR es muy específica, carece de resolución espacial.

Para superar estas limitaciones, utilizamos la hibridación dúplex in situ (ISH), una tecnología avanzada de detección de ARN basada en la plataforma BaseScope de RNAscope. Este ensayo emplea un diseño único de sonda doble Z que requiere la unión en tándem al ARN objetivo, lo que permite una alta especificidad y sensibilidad, incluso para transcripciones de baja abundancia. La señal fluorescente o cromogénica se amplifica a través de múltiples eventos de unión a la sonda, lo que mejora la detección y reduce el fondo7. A diferencia del ARNoscopio estándar, este ensayo está optimizado para detectar secuencias cortas de ARN (50-300 bases), lo que lo hace particularmente adecuado para identificar eventos de empalme alternativos, variantes de un solo nucleótido y transcripciones raras en tejidos complejos como el cerebro8.

Este ensayo visualiza los objetivos simultáneamente como señales cromogénicas verdes (C1) y rojas (C2) distintas en campo claro. Garantiza el éxito utilizando tejidos fijados en un 4% de paraformaldehído (PFA) o un 10% de formalina tamponada neutra (NBF) y seccionados a 5 μm-15 μm (congelados/FFPE), que contienen ARN de baja a alta abundancia. Debido a la sensibilidad a la degradación del ARN, la sobrefijación y los errores de la sonda, necesitamos optimizar el pretratamiento, el diseño de la sonda y los controles para maximizar la especificidad y minimizar el fondo. Aquí, aplicamos este ensayo ISH dúplex para caracterizar los patrones de expresión de IR-A e IR-B en el PC murino, ofreciendo nuevos conocimientos sobre la biología espacial de las isoformas de IR y sus posibles funciones en la salud y la enfermedad del cerebro.

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Protocolo

Todos los procedimientos con animales se llevaron a cabo de acuerdo con los protocolos aprobados por el Instituto Nacional sobre el Envejecimiento (NIA), que está totalmente acreditado por la Asociación Americana para la Acreditación del Cuidado de Animales de Laboratorio (AAALAC). Los protocolos fueron revisados y aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales del Programa de Investigación Intramuros del NIA (IRP/NIA). Los ratones se alojaron en una instalación de temperatura controlada bajo un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas, con acceso ad libitum al agua y a la comida estándar, a menos que se especifique lo contrario. Se obtuvieron ratones machos C57BL/6J del Laboratorio Jackson y se utilizaron para experimentos a los 3-4 meses de edad.

1. Preparación fija de muestras congeladas

  1. Perfundir el ratón con PFA al 4% recién preparado en 1x PBS y colocar todo el cerebro en PFA al 4% recién preparado durante 17-24 h a 4 °C.
    NOTA: Tejido colocado en PFA al 4% (10 mL para cada cerebro) durante no más de 24 h.
  2. Sumerja el tejido en sacarosa al 10% (10 ml) en 1x PBS a 4 °C hasta que el tejido se hunda hasta el fondo del recipiente. Luego, transfiera secuencialmente el tejido a un 20% de sacarosa y finalmente a un 30% de sacarosa, permitiendo que se hunda a cada paso.
    NOTA: El tiempo necesario para que el tejido se hunda varía según el tipo y el tamaño del tejido. En el caso del tejido cerebral, tarda aproximadamente 18 horas.
  3. Congele el tejido en medios de inclusión OCT y almacene los bloques de tejido en un recipiente hermético a -80 °C.
  4. Cortar coronalmente los tejidos cerebrales congelados fijados en formaldehído en rodajas de 10 μm y almacenar a -80 °C hasta su uso.
    NOTA: Monte las secciones en portaobjetos de microscopio cargados positivamente; Otros tipos de portaobjetos pueden provocar pérdida de tejido. Si los portaobjetos no se utilizan inmediatamente, guárdelos a -80 °C durante un máximo de 3 meses.

2. Pretratamiento de la sección antes del ensayo de detección dúplex

  1. El día del ensayo, lave los portaobjetos en 1x PBS durante 5 minutos, moviendo suavemente la rejilla de portaobjetos hacia arriba y hacia abajo para eliminar cualquier OCT residual.
  2. Hornea los portaobjetos a 60 °C durante 30 min.
  3. Fije los portaobjetos en PFA preenfriado al 4% en 1x PBS durante 15 min a 4 °C.
  4. Transfiera los portaobjetos secuencialmente a través de una serie de EtOH: 50% de EtOH durante 5 min en RT, 70% de EtOH durante 5 min en RT, 100% de EtOH durante 5 min en RT, 100% EtOH nuevamente durante 5 min en RT.
  5. Seque al aire los toboganes durante 5 minutos en RT.
  6. Aplique de 2 a 4 gotas de peróxido de hidrógeno en cada sección e incube durante 10 minutos en RT. Enjuague una vez con agua destilada.
  7. Prepare 700 ml de solución fresca de 1x Target Retrieval en un vaso de precipitados. Cubrir con papel de aluminio y llevar a ebullición constante (99-100 °C).
    NOTA: No hierva durante más de 30 minutos antes de usar. Mientras tanto, precalienta el horno (ver la Tabla de Materiales) a 40 °C.
  8. Sumerja con cuidado la rejilla deslizante en la solución hirviendo de Target Retrieval e incube durante 5 minutos. Mantenga la temperatura entre 98 y 102 °C y controle de cerca.
    NOTA: Es posible que sea necesario ajustar el tiempo de ebullición (5-15 min) según el tipo de tejido.
  9. Transfiera inmediatamente la rejilla deslizante caliente a un plato con agua destilada, moviendo la rejilla hacia arriba y hacia abajo de 3 a 5 veces. Repita con agua destilada fresca.
  10. Enjuague los portaobjetos con 100% EtOH fresco, moviéndolos hacia arriba y hacia abajo de 3 a 5 veces.
  11. Use un bolígrafo de barrera hidrofóbica para dibujar alrededor de cada sección de tejido de 2 a 3 veces. Deje que la barrera se seque completamente en RT.
  12. Coloque las diapositivas en la bandeja de portaobjetos por lotes. Agregue proteasa (consulte la Tabla de materiales) a cada sección, asegurándose de que el tejido esté completamente cubierto. Incubar en el horno a 40 °C durante 15 min.
    NOTA: El tiempo de incubación de la proteasa puede requerir un ajuste según el tipo de tejido y el gen objetivo.
  13. Retire la bandeja deslizante del horno y colóquela en agua destilada. Lave suavemente los portaobjetos moviéndolos hacia arriba y hacia abajo durante 2 minutos, repitiendo este paso 2 veces con agua destilada fresca.

3. Ensayo de detección dúplex

  1. Sondas
    1. Prepare dos secciones adicionales para sondas de control positivo y negativo.
    2. Seleccione sondas de control con el mismo número de pares ZZ que la sonda de destino. Para 1 par ZZ, use un control positivo y un control negativo (consulte la tabla de materiales).
    3. Antes de su uso, equilibre las sondas a 40 °C durante 10 minutos y lleve los reactivos AMP1-12 a RT.
  2. Hibridación de sondas
    1. Gire brevemente la sonda C2 y mezcle en una proporción de 1:50 con la sonda C1. Agregue suficiente mezcla de sonda (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección e incube los portaobjetos en el horno a 40 °C durante 2 h. Lave los portaobjetos durante 2 x 2 minutos en 1x Tampón de lavado en RT.
    2. Aplicación AMP1 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP1 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Volver al horno e incubar a 40 °C durante 30 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
    3. Aplicación AMP2 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP2 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Volver al horno e incubar a 40 °C durante 30 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
    4. Aplicación AMP3 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP3 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Volver al horno e incubar a 40 °C durante 15 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
        NOTA: No exceda los 15 minutos de incubación.
    5. Aplicación AMP4 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP4 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Volver al horno e incubar a 40 °C durante 15 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
    6. Aplicación AMP5 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP5 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Volver al horno e incubar a 40 °C durante 30 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
    7. Aplicación AMP6 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP6 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Volver al horno e incubar a 40 °C durante 15 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
        NOTA: En cuanto a AMP3, no exceda los 15 min de incubación.
    8. Aplicación AMP7 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP7 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección e incubar a temperatura ambiente durante 30 min.
        1. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
          NOTA: Incubar con AMP7 a temperatura ambiente (RT) durante 30 min.
    9. Aplicación AMP8 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP8 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección e incubar a temperatura ambiente durante 15 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
        NOTA: Incubar con incubación AMP8 durante 15 min en RT.
    10. Detección de señal roja (C2)
      1. Gira brevemente el Fast Red-B y mézclalo con el Fast Red-A en una proporción de 1:60.
      2. Aplicar en cada sección (100-200 μL), tapar la bandeja e incubar durante 10 min a RT en la oscuridad.
      3. Lavar 2 veces en 1x tampón de lavado.
        NOTA: Utilice la solución mixta de Fast Red dentro de los 5 minutos. Proteger de la luz (luz solar o UV).
    11. Aplicación AMP9 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP9 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Volver al horno e incubar a 40 °C durante 15 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
    12. Aplicación AMP10 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP10 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Volver al horno e incubar a 40 °C durante 15 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
    13. Aplicación AMP11 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP11 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Incubar en RT durante 30 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
        NOTA: Incubar con AMP11 a RT durante 30 min.
    14. Aplicación AMP12 dúplex de alcance base
      1. Retire el exceso de tampón de lavado de los portaobjetos y agregue AMP12 (100-200 μL) para cubrir completamente cada sección. Incubar en RT durante 15 min.
      2. Lavar 2 x 2 min en 1x tampón de lavado.
        NOTA: No exceda los 15 minutos de incubación.
    15. Detección de señal verde (C1)
      1. Gira brevemente el tubo Fast Green-B y mézclalo con Fast Green-A en una proporción de 1:50.
      2. Aplique la solución GREEN en cada sección (100-200 μL), cubra la bandeja e incube durante 10 min en RT.
      3. Lavar durante 5 minutos en 1x tampón de lavado y enjuagar brevemente con agua destilada.
        NOTA: Use la solución mixta Fast Green dentro de los 5 minutos. Protégete de la luz. La proporción de verde B a A es de 1:50. Tanto los sustratos ROJO como los VERDE son sensibles al alcohol. No utilice ningún reactivo que contenga alcohol.

4. Contratinción

  1. Sumerja los portaobjetos en una solución de tinción de hematoxilina al 50% durante 1 minuto en RT hasta que las secciones aparezcan moradas.
  2. Enjuague con agua del grifo de 3 a 5 veces moviéndose hacia arriba y hacia abajo. Repita con agua fresca del grifo hasta que el fondo se aclare pero las secciones permanezcan moradas.
  3. Sumerja los deslizamientos en agua con amoníaco al 0,02% hacia arriba y hacia abajo 3 veces hasta que las secciones se vuelvan azules.
  4. Enjuague nuevamente con agua del grifo de 3 a 5 veces.

5. Montaje

  1. Portaobjetos completamente secos en un horno seco a 60 °C durante ~15 min.
  2. Sumerge los portaobjetos en xileno fresco.
    NOTA: Como el medio de montaje es bastante viscoso, una breve inmersión en xileno antes del montaje facilita una distribución más suave del medio a través de la sección del tejido y reduce la formación de burbujas de aire debajo del cubreobjetos.
  3. Aplique medio de montaje (consulte la Tabla de materiales) en el portaobjetos y el cubreobjetos, evitando burbujas.
  4. Seque los portaobjetos al aire durante al menos 5 minutos.

6. Evaluar las muestras

  1. Obtenga imágenes de las secciones bajo un microscopio de campo claro estándar con un aumento de 20x o 40x. (Figura 1).
    NOTA: Los controles positivos deben mostrar puntos puntuados en las celdas. Los controles negativos son aceptables si no hay más de 1 punto por cada 20 celdas con un aumento de 20x.

7. Puntuación (opcional)

  1. Utilice software de análisis de imágenes (por ejemplo, Halo o QuPath) para cuantificar los puntos de ARN por célula.

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Resultados

El receptor de insulina (IR) es un receptor transmembrana de tirosina quinasa compuesto por dos subunidades α extracelulares y dos subunidades β transmembrana, formando un heterotetrámero funcional. Las α subunidades median la unión a la insulina, mientras que las β subunidades poseen una actividad intrínseca de tirosina quinasa que inicia la señalización aguas abajo. El empalme alternativo del ARNm IR del exón 11 genera dos isoformas del IR, IR-A e IR-B. Como tal, IR-B incluye un segment...

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Discusión

Dentro del cerebro, la expresión de los receptores de insulina (RI) es heterogénea, observándose altas densidades en regiones como el bulbo olfatorio, el hipotálamo, el hipocampo y el plexo coroideo10. La caracterización exhaustiva de los patrones de expresión de variantes en regiones específicas del cerebro y tipos de células proporcionaría información crucial, lo que nos permitiría estudiar y comprender las funciones específicas de la insulina y la señalización ...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Programa de Investigación Intramuros/Instituto Nacional sobre el Envejecimiento/Institutos Nacionales de Salud.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Agua de amonioCiencia del microscopio electrónico 26754-4A
Kit de reactivos de detección BaseScope DulplexBiografía de ACD323810
Sonda de control positivo dúplex BaseScope Dulplex - Ratón (mm)-C1-PPIB-1ZZ/C2-Polr2A-1ZZBiografía de ACD700121
Sonda de control positivo dúplex BaseScope Dulplex-C1-DapB-1ZZ/C2-DapB-1ZZBiografía de ACD700141
Hematoxilina I de GillSigma-AldrichGHS132-1L
Anticuerpo secundario de cabra anti-Rabbit IgG (H + L) altamente adsorbido de forma cruzada, Alexa Fluor Plus 488InvitrogenReferencia A32731
HORNO HybEZ, Bandeja, Rejilla y Bandeja de LavadoBiografía de ACD321721, 310012, 321716, 321717
Lápiz de barrera hidrofóbica ImmEdgeLaboratorio de vectoresH-4000
Sondas de isoforma A y B de INSR: BA-Mm-Insr-tv1-E10E11, BA-Mm-Insr-tv2-E11E12-C2Biografía de ACD717411, 717421-C2
Anticuerpo receptor de insulinaSeñalización celular 23413
RNAscope 10x Objetivo RetrivalBiografía de ACD322000
Peróxido de hidrógeno RNAscope, proteasa PlusBiografía de ACD322381
Citrato de sodio y solución salina (SSC) 20xFisher ScientificBP1325-1
Toboganes SuperFrost PlusFisher Scientific12-550-18
Medio de montaje permanente VectaMountLaboratorio de vectoresH-5000

Referencias

  1. Häring, H. U. The insulin receptor: signalling mechanism and contribution to the pathogenesis of insulin resistance. Diabetologia. 34 (12), 848-861 (1991).
  2. Benecke, H., Flier, J. S., Moller, D. E. Alternatively spliced variants of the insulin receptor protein: expression in normal and diabetic human tissues. J Clin Invest. 89 (6), 2066-2070 (1992).
  3. Vella, V., Malaguarnera, R., Nicolosi, M. L., Morrione, A., Belfiore, A. Insulin/IGF signalling and discoidin domain receptors: an emerging functional connection. Biochim Biophys Acta Mol Cell Res. 1866 (11), 118522(2019).
  4. Galal, M. A., et al. Insulin receptor isoforms and insulin growth factor-like receptors: implications in cell signaling, carcinogenesis, and chemoresistance. Int J Mol Sci. 24 (19), 15006(2023).
  5. Starks, E. J., et al. Insulin resistance is associated with higher cerebrospinal fluid tau levels in asymptomatic APOEɛ4 carriers. J Alzheimers Dis. 46 (2), 525-533 (2015).
  6. Belfiore, A., et al. Insulin receptor isoforms in physiology and disease: an updated view. Endocr Rev. 38 (5), 379-431 (2017).
  7. Wang, F., et al. RNAscope: a novel in situ RNA analysis platform for formalin-fixed, paraffin-embedded tissues. J Mol Diagn. 14 (1), 22-29 (2012).
  8. BaseScope assays. , Advanced Cell Diagnostics, Inc. https://acdbio.com/basescope-duplex-assay (2025).
  9. Dani, N., et al. A cellular and spatial map of the choroid plexus across brain ventricles and ages. Cell. 184 (11), 3056-3074.e21 (2021).
  10. Schulingkamp, R. J., Pagano, T. C., Hung, D., Raffa, R. B. Insulin receptors and insulin action in the brain: review and clinical implications. Neurosci Biobehav Rev. 24 (8), 855-872 (2000).
  11. Milstein, J. L., Ferris, H. A. The brain as an insulin-sensitive metabolic organ. Mol Metab. 52, 101234(2021).
  12. Moruzzi, N., et al. Tissue-specific expression of insulin receptor isoforms in obesity/type 2 diabetes mouse models. J Cell Mol Med. 25 (10), 4800-4813 (2021).

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