Artículo de método

Un xenoinjerto ortotópico del nervio ciático para neurofibromatosis tipo 1 Neurofibromas

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DOI:

10.3791/68694

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10 de octubre de 2025

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1Institut Cochin, Inserm U1016, CNRS UMR8104, Université Paris Cité, CARPEM, 2Institut Curie, INSERM U934/CNRS UMR 3215, Paris Sciences et Lettres Research University, Sorbonne University, 3Laboratory of preclinical investigation, Translational Research Department, Institut Curie, PSL Research University, 4Faculty of Pharmaceutical and Biological Sciences, Paris Cité University, 5Genetics Department, Institut Curie, 6Department of Plastic Surgery, Hôpital Ambroise Paré, APHP (Assistance Publique-Hôpitaux de Paris), 7Université Versailles Saint Quentin en Yvelines

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

La neurofibromatosis tipo 1 (NF1) conduce a tumores benignos de la vaina de los nervios periféricos (neurofibromas) que requieren un microambiente nervioso específico para su crecimiento. Se desarrolló un modelo de xenoinjerto ortotópico optimizado, utilizando la inyección intraneural de células de Schwann humanas en ratones NSG. Este modelo recapitula los neurofibromas humanos y proporciona una plataforma valiosa para evaluar estrategias terapéuticas.

Resumen

La neurofibromatosis tipo 1 (NF1) es un trastorno genético causado por variantes patógenas en el gen NF1 , que conduce a la pérdida de la función de la neurofibromina y al desarrollo de tumores benignos de la vaina de los nervios periféricos conocidos como neurofibromas. Si bien los modelos de ratón modificados genéticamente (GEMM) han avanzado nuestra comprensión de la fisiopatología de NF1, a menudo no logran replicar la tumorigénesis espontánea y la complejidad microambiental de los neurofibromas derivados de pacientes. Un desafío clave en el modelado de neurofibromas benignos es su dependencia del microambiente nervioso, que los enfoques convencionales de xenoinjerto no recapitulan. Aquí, se desarrolló un modelo de xenoinjerto ortotópico optimizado para neurofibromas asociados a NF1. Utilizando la inyección intraneural de células Schwann humanas derivadas de neurofibromas inmortalizadas en el nervio ciático de ratones inmunodeficientes en NSG, este modelo recapitula las características clave de la biología del neurofibroma humano, incluido el crecimiento dependiente de los nervios y las interacciones con el microambiente tumoral. Este protocolo permite el monitoreo dinámico y en tiempo real de la progresión tumoral a través de imágenes de bioluminiscencia, proporcionando un método reproducible y cuantitativo para evaluar el crecimiento del neurofibroma. A diferencia de los GEMM, este modelo permite la iniciación controlada del tumor y la evaluación precisa de las estrategias terapéuticas preclínicas. Además, sirve como puente entre los GEMM y los modelos de xenoinjerto derivados de pacientes, lo que mejora la relevancia traslacional de la investigación del neurofibroma. Al ofrecer un entorno fisiológicamente relevante para estudiar las interacciones tumor-nervio, este modelo proporciona una plataforma valiosa para investigar la biología del neurofibroma y evaluar posibles intervenciones terapéuticas. Los refinamientos futuros, incluida la integración de componentes inmunológicos o técnicas avanzadas de imagen, pueden mejorar aún más su aplicación a la investigación de NF1.

Introducción

La neurofibromatosis tipo 1 (NF1) es un trastorno genético causado por variantes patógenas en el gen NF1 , que conduce a la pérdida de función de la neurofibromina, un supresor tumoral clave que regula a la baja la vía de señalización 1 de la proteína quinasa activada por mitógenos RAS (MAPK). NF1 es un síndrome de predisposición tumoral2 con manifestaciones clínicas importantes que involucran el sistema nervioso, la piel y el sistema esquelético, y afecta principalmente a los tejidos derivados de la cresta neural. Un sello distintivo de NF1 es el desarrollo de tumores benignos de nervios periféricos conocidos como neurofibromas. Estos tumores están compuestos principalmente por células de Schwann que albergan inactivación bialélica de NF1 (NF1-/-)3, junto con otros elementos estromales que incluyen fibroblastos NF1+/- , células perineurales, células inmunitarias y componentes de la matriz extracelular4.

Los modelos animales son esenciales para comprender la fisiopatología del neurofibroma y para probar estrategias terapéuticas. Ratones homocigotos por una mutación Nf1 knockout (KO) (Nf1-/-) murieron en el útero; Los ratones Nf1+/- son viables, fértiles y propensos al cáncer, como sus contrapartes humanas5. Sin embargo, estos animales no desarrollan características distintivas de la enfermedad NF1 humana: los ratones Nf1+/- no manifestaron anomalías de pigmentación ni neurofibromas. En la última década se ha establecido una gran variedad de modelos de ratones modificados genéticamente (GEMM) para modelar de forma independiente algunos de los síntomas, a través de enfoques de KO condicional. Se han desarrollado algunos GEMM para inducir la formación de neurofibromas mediante la inactivación condicional de Nf1 en precursores de células de Schwann 6,7,8.

Si bien estos GEMM han avanzado significativamente nuestra comprensión de NF19, su complejidad fenotípica y heterogeneidad requieren modelos de ratón alternativos y complementarios para ensayos terapéuticos. Los xenoinjertos ortotópicos proporcionan una alternativa valiosa al permitir que las células humanas se implanten directamente en su nicho anatómico nativo, ofreciendo así un modelo más relevante fisiológicamente. Sin embargo, la mayoría de los estudios basados en xenoinjertos se han centrado en los tumores malignos de la vaina del nervio periférico (MPNST)10, probablemente porque los neurofibromas no se injertan ectópicamente, dejando así un vacío en el modelado de tumores benignos.

Este estudio describe un nuevo modelo ortotópico de neurofibroma NF1, basado en la inyección intraneural de células de Schwann humanas derivadas de neurofibroma inmortalizadas (línea celular CVCL_UI78 hTERT NF1 ipNF04.4) en el nervio ciático de ratones inmunodeficientes NOD SCID gamma (NSG). Este enfoque aprovecha al máximo el microambiente nervioso nativo, lo que permite la formación de tumores benignos, al tiempo que permite el monitoreo dinámico a través de imágenes de bioluminiscencia (BLI).

Este protocolo tiene como objetivo: (1) Establecer un modelo de neurofibroma ortotópico reproducible para NF1, (2) Proporcionar una plataforma preclínica sólida para estudiar las interacciones tumor-nervio y evaluar terapias novedosas, y (3) Cerrar la brecha entre los GEMM11,12 y los xenoinjertos derivados del paciente (PDX)13 al ofrecer un sistema experimental intermedio y controlado. Este modelo permite un desarrollo tumoral rápido y rentable, generalmente dentro de los 5 días posteriores a la inyección, sin necesidad de generar líneas de ratones transgénicos, combinando así la accesibilidad de los xenoinjertos con la relevancia anatómica de la colocación ortotópica.

Este modelo de ratón de xenoinjerto tumoral derivado de líneas celulares ortotópicas (CDX) de neurofibroma ofrece varias ventajas sobre los métodos alternativos. A diferencia de los GEMM, que se basan en predisposiciones genéticas para impulsar la tumorigénesis, este modelo permite un control directo sobre el inicio y la progresión del tumor.

El protocolo de injerto ortotópico de tumores malignos de la vaina del nervio periférico (MPNST)10 se adaptó a los modelos de neurofibromas benignos. Esto representa un importante paso adelante en la investigación traslacional de NF1, con aplicaciones potenciales en la identificación de nuevas dianas terapéuticas y la prueba de estrategias de tratamiento innovadoras.

Protocolo

Todos los procedimientos fueron revisados y aprobados por el comité de ética del Institut Curie CEEA-IC #118 (Autorización #50186 otorgada por la Autoridad Nacional) en cumplimiento de las directrices internacionales y fueron realizados por personal capacitado siguiendo las directrices éticas para la investigación con animales. Los ratones NOD SCID gamma (NSG) (NOD. Cg-Prkdc Il2rg/SzJ) fueron seleccionados para este estudio debido a su inmunodeficiencia severa, que permite un injerto exitoso de células humanas. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Modelo animal y preparación de líneas celulares

  1. Realice la depilación en el sitio quirúrgico con una maquinilla de afeitar eléctrica el día antes del injerto para agilizar el procedimiento para grandes cohortes de ratones NSG.
  2. Para prevenir el deterioro bilateral de las extremidades posteriores, inyecte solo un nervio ciático (lado izquierdo) por ratón en todos los experimentos. Monitoree a los ratones para detectar signos de angustia, pérdida de peso y déficits motores.
  3. Después del procedimiento, permita que los ratones se recuperen por completo en una almohadilla térmica en una jaula sin ropa de cama para evitar la inhalación accidental de material de cama. Una vez que los ratones sean completamente móviles y no muestren signos de aturdimiento, vuelva a introducirlos en la instalación de animales.
  4. Para el xenoinjerto, use la línea celular NF1 ipNF04.4 (CVCL_UI78), una línea celular Schwann humana inmortalizada por hTERT derivada de un paciente con NF114. Estas células se transdujeron de manera estable con una construcción de CMV-luciferasa, pLenti CMV Puro LUC (w168-1), lo que permite el seguimiento longitudinal a través de BLI utilizando un sistema comercial de ensayo de luciferasa.
  5. Mantener las células en DMEM suplementadas con suero fetal bovino (FBS) al 5% y penicilina-estreptomicina al 1% a 37 °C con 5% de CO2. Expanda las células al 80% de confluencia para mantener condiciones óptimas de crecimiento.
  6. El día del injerto, tripsinizar las células (≤4 min a 37 °C); cuéntelos y vuelva a suspenderlos a 5 × 103 células en 4 μL por ratón.

2. Procedimiento quirúrgico para xenoinjerto ortotópico

  1. Preparación prequirúrgica
    1. Prepare la estación quirúrgica antes de la inducción de la anestesia desinfectando completamente el área de trabajo. Cubra todas las superficies de contacto del microscopio quirúrgico y el sistema de iluminación con una película transparente estéril, y asegúrese de que todos los instrumentos quirúrgicos hayan sido previamente esterilizados en autoclave.
    2. Pretratar ratones con analgesia preoperatoria con buprenorfina subcutánea (0,1 mg/kg) 30 min antes de la cirugía para asegurar una analgesia inicial adecuada.
    3. Inducir y mantener la anestesia mediante inyección intraperitoneal de ketamina (80 mg/kg) y xilacina (15 mg/kg), preparadas recién en solución salina estéril y ajustadas en función del peso corporal (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente). Confirme la profundidad de la anestesia mediante un reflejo de pellizco en el dedo del pie antes de continuar.
    4. Mantenga la temperatura corporal con una almohadilla térmica durante todo el procedimiento, incluida la anestesia, el injerto y la recuperación.
    5. Aplique gotas lubricantes en los ojos para prevenir la desecación de la córnea.
  2. Procedimiento de inyección
    1. Coloque el ratón sobre su lado derecho, con las patas traseras suavemente separadas. Cubra el área quirúrgica con un paño estéril antes de comenzar la incisión.
    2. Prepare un campo quirúrgico estéril con povidona yodada.
    3. Incisión y disección: hacer una pequeña incisión en la piel (~5 mm) paralela al fémur con unas tijeras finas. Separe con cuidado el músculo subyacente para exponer el nervio ciático: use fórceps finos y microtijeras para separar suavemente las capas musculares, teniendo cuidado de no dañar los vasos sanguíneos. Identificar el nervio ciático como una estructura blanca en forma de cordón ubicada medial al fémur.
    4. Guarde la suspensión celular en un tubo de 1,5 ml y mueva suavemente para volver a suspender las células sedimentadas. Cargue 4 μL de la suspensión celular en una jeringa Hamilton de 10 μL con una aguja de 33 G (que se eligió para minimizar el trauma nervioso mientras se mantiene una alta viabilidad celular).
      1. Inserte la aguja paralela al eje del nervio ciático (para evitar la perforación) a una profundidad de ~ 2 mm. Comience a inyectar lentamente para crear presión y un espacio entre el nervio y la vaina periférica. Avance lentamente la aguja durante otros 4 a 5 mm. Luego, inyecte lentamente la suspensión mientras retira la aguja del nervio. Evite cualquier tensión o movimiento del nervio.
      2. Realice el procedimiento sin estirar el nervio ciático para evitar cualquier daño y no use pinzas. Espere de 10 a 15 segundos antes de retirar lentamente la aguja para minimizar el reflujo.
    5. Después de la inyección, asegúrese de que el nervio ciático parezca ligeramente hinchado en el lugar de la inyección, sin fugas ni decoloración. La inyección exitosa está indicada por una apariencia nerviosa estable sin extravasación.
    6. Cierre la incisión quirúrgica utilizando de 3 a 4 suturas interrumpidas simples con material no absorbible (3-0, 30 mm, 3/8 c) para evitar la inflamación en el sitio quirúrgico. Si la cirugía dura más de 10 min, administrar 1 mL de lactato de Ringer (s.c.). Administrar Meloxicam (5 mg/kg, por vía subcutánea) al final del día.
    7. Etiquete cada ratón para una identificación única usando un punzón o etiqueta en la oreja inmediatamente después de la cirugía y antes de recuperarse de la anestesia.
    8. Permita que los ratones se recuperen en un entorno con temperatura controlada y controle las complicaciones posquirúrgicas.

3. Imágenes de bioluminiscencia para el injerto y el monitoreo del crecimiento tumoral

  1. Para evaluar el injerto exitoso y la progresión del tumor, realice BLI en múltiples puntos de tiempo. Para el monitoreo in vivo , use un sistema de imágenes in vivo para capturar la luz emitida por la reacción enzimática entre la luciferasa luciérnaga, expresada por las células tumorales, y su sustrato, D-Luciferina. Este enfoque proporcionó un método preciso para visualizar y cuantificar la actividad tumoral, ofreciendo información valiosa sobre la dinámica tumoral a lo largo del tiempo.
  2. Cuantifique las señales de bioluminiscencia en puntos de tiempo específicos después del injerto, incluidos los días 5, 12, 19, 26, 30 y 33 después del injerto (Figura 1). Por lo general, obtenga imágenes de cinco ratones simultáneamente para agilizar el proceso y mantener la consistencia en todas las mediciones.

4. Configuración de imágenes

  1. Anestesiar ratones con isoflurano al 2% durante la adquisición de imágenes y usar una almohadilla térmica integrada en el generador de imágenes IVIS.
  2. Coloque a los ratones de manera consistente en la misma orientación y obtenga imágenes de ellos 10 minutos después de la inyección intraperitoneal de D-Luciferina a una dosis de 10 μL / g de peso corporal (concentración de stock: 15 mg / mL en PBS, recién preparado y filtrado).
  3. Adquiera imágenes durante 1 minuto, utilizando el software de adquisición de datos, asegurándose de que ningún píxel se sature durante el proceso.
  4. Mida la intensidad de la señal bioluminiscente como recuentos relativos de fotones / s. Utilice el sistema de imágenes con los siguientes ajustes: Tiempo de exposición: Automático; Agrupación: Media; F/Stop: 1.2; Campo de visión: 12,5 cm; Software: Living Image Software v4.7.3.
  5. Mida la emisión de luz de las regiones tumorales, informadas como recuentos relativos de fotones por segundo, utilizando software patentado. Visualice la intensidad de la bioluminiscencia utilizando la escala de pseudocolor que se superpone a imágenes en blanco y negro capturadas simultáneamente.

5. Criterios para el éxito del injerto

  1. Excluya a los ratones si no exhiben bioluminiscencia detectable o si la señal disminuye con el tiempo.
  2. Incluya solo ratones con un aumento progresivo de la luminiscencia entre los días 5 y 12.
  3. Continúe con el monitoreo del tumor mediante imágenes de bioluminiscencia como se describe en la sección Resultados representativos.

Resultados

Usando el procedimiento descrito anteriormente, se estableció con éxito un modelo de tumor del nervio ciático ortotópico en ratones NSG con células derivadas de neurofibroma inmortalizadas (ipNF04.4). Las imágenes de bioluminiscencia con D-luciferina revelaron una clara localización del tumor en el nervio ciático ya en el día 5, con evidencia de crecimiento exponencial a lo largo del tiempo. El injerto fue exitoso en el 90% (37/41) de los ratones inyectados. La progresión tumoral se controló los días 5, 12, 19, 26, 30 y 33 (Figura 1A), y no se observaron señales inespecíficas durante todo el período de seguimiento. Los ratones fueron sacrificados el día 33, de acuerdo con las pautas institucionales, a la primera señal de angustia o carga tumoral excesiva. Tras la disección, el tumor parecía bien desarrollado e integrado dentro del nervio ciático, sin signos de formación de abscesos (Figura 1B). En particular, los ratones exhibieron una deambulación normal inmediatamente después de la recuperación de la anestesia.

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Figura 1: Imágenes de bioluminiscencia y análisis macroscópico de xenoinjertos ortotópicos del nervio ciático en ratones NSG. (A) Imágenes de bioluminiscencia longitudinal (BLI) de dos ratones NSG inyectados intraneuralmente con células ipNF04.4 en el nervio ciático izquierdo. Las imágenes se capturaron en los días 5, 12, 19, 26, 30 y 33 después de la inyección, lo que ilustra el crecimiento tumoral progresivo a lo largo del tiempo en los dos mismos ratones. El aumento en la intensidad de la señal bioluminiscente refleja el injerto exitoso y la expansión tumoral dentro del microambiente nervioso. (B) Vista macroscópica del nervio ciático en el día 33 después del injerto, que muestra un tumor bien desarrollado e integrado sin signos de formación de abscesos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Microfotografía del sitio del injerto de este ratón que demuestra el crecimiento tumoral y la invasión focal. Secciones de tejido incluidas en parafina teñidas con hematoxilina y eosina (H&E). Se muestran ejemplos de tumores típicos de tres ratones. Barras de escala: 2000 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura complementaria 1: Evolución representativa del peso corporal de ratones NSG (n = 15) en el transcurso del experimento de xenoinjerto. No se observó una pérdida de peso significativa. Haga clic aquí para descargar esta figura.

Discusión

El establecimiento exitoso de un modelo de xenoinjerto derivado de líneas celulares (CDX) de neurofibromas ortotópicos en ratones NSG representa un avance significativo en la investigación de NF1, abordando las limitaciones clave de los modelos existentes. El protocolo confirma que las células de Schwann asociadas a NF1 inmortalizadas en humanos (ipNF04.4)14,15,16 se pueden injertar de manera eficiente en el nervio ciático de ratones inmunodeficientes, lo que lleva al desarrollo tumoral reproducible dentro de un microambiente fisiológicamente relevante. Los xenoinjertos ortotópicos de líneas celulares de Schwann se mencionaron en los estudios originales que establecieron líneas celulares de Schwann humanas14,15, y aquí se proporciona un protocolo detallado.

La clave del éxito de este protocolo fue la meticulosa preparación y monitorización tanto de los componentes celulares como de los animales huéspedes. Durante el procedimiento, la anestesia se manejó cuidadosamente, asegurando que los ratones se mantuvieran en un estado adecuado de anestesia sin estrés significativo. Para minimizar cualquier daño potencial, el nervio ciático no se estiró con pinzas o fórceps, y se tuvo mucho cuidado para evitar el estrés mecánico en los tejidos. El uso de BLI basado en luciferasa permitió un monitoreo longitudinal no invasivo del crecimiento tumoral, proporcionando datos cuantitativos y reproducibles. Esta estrategia de imagen no solo confirmó la viabilidad del injerto, sino que también permitió la identificación de desviaciones tempranas en la dinámica tumoral. La ausencia de pérdida de peso significativa (Figura complementaria 1), disfunción motora u otros signos de angustia en los ratones destaca la compatibilidad de este protocolo con los principios éticos del bienestar animal y las 3R (Reemplazo, Reducción, Refinamiento).

En comparación con los GEMM, que se basan en la inactivación condicional de Nf1 6,7,9, este enfoque ofrece varias ventajas distintas. Los GEMM requieren modificaciones genéticas específicas, pero es posible que no repliquen completamente las complejas interacciones tumor-estroma observadas en los neurofibromas humanos 1,17. Este modelo permite el estudio directo de las células de Schwann humanas en su nicho nervioso nativo, preservando los factores extrínsecos celulares4. A diferencia de los GEMM, donde los tumores se desarrollan de manera impredecible con el tiempo, el modelo de xenoinjerto permite un control espaciotemporal preciso sobre la formación de tumores. Este modelo proporciona una plataforma rápida y reproducible para probar terapias candidatas, con BLI que permite el monitoreo en tiempo real de la progresión del tumor y la respuesta al tratamiento.

Además, estos hallazgos se alinean con estudios previos sobre MPNST, donde se ha demostrado que el xenoinjerto ortotópico mejora la fidelidad de los modelos tumorales5. Sin embargo, los neurofibromas benignos plantean desafíos únicos, ya que su crecimiento depende en gran medida de interacciones nerviosas específicas, que los métodos convencionales de injerto subcutáneo no recapitulan6. Los resultados confirman que la inyección intraneural proporciona un entorno óptimo para el desarrollo sostenido del neurofibroma.

Por lo tanto, este modelo in vivo puede considerarse una alternativa complementaria relevante a los GEMM, para pruebas terapéuticas preclínicas. Sin embargo, existen limitaciones en el modelo. Las células de Schwann humanas derivadas de neurofibromas han sido inmortalizadas y exhiben un fenotipo tumoral que podría considerarse más agresivo que el de un neurofibroma plexiforme, con proliferación celular densa (Figura 2). No se ha observado evidencia de diseminación a distancia en animales y no se ha demostrado una transformación maligna completa. Se necesitan más estudios para mostrar si el fenotipo celular podría corresponder al fenotipo "intermedio" que recuerda al neurofibroma atípico, como las neoplasias neurofibromatosas atípicas con potencial biológico desconocido (ANNUBP)18. Otra limitación crítica del modelo radica en su dependencia de ratones inmunodeficientes. La ausencia de un sistema inmunológico adaptativo en ratones NSG limita el estudio de las interacciones inmuno-tumoral, que se reconocen cada vez más como contribuyentes clave a la biología del neurofibroma 7,19,20,21. Los refinamientos futuros podrían incorporar modelos de ratón humanizados o estrategias alternativas para capturar mejor los aspectos inmunológicos de la enfermedad. Además, la dependencia de la expresión de luciferasa para el monitoreo de tumores, aunque es altamente efectiva, puede limitar la aplicabilidad de este protocolo a configuraciones experimentales que carecen de acceso a equipos BLI. Si bien BLI es un método sensible y no invasivo, no proporciona información directa sobre los cambios histopatológicos. Los análisis complementarios, como la resonancia magnética o la histología avanzada, podrían mejorar aún más la caracterización de la progresión del neurofibroma.

Varios pasos del procedimiento pueden requerir optimización para garantizar un injerto tumoral exitoso. La falla de la inyección puede ser el resultado de una posición incorrecta de la aguja o una fuga excesiva de la suspensión celular. Para mitigar esto, la aguja debe insertarse cuidadosamente paralela al nervio ciático y retirarse lentamente después de la inyección. La variabilidad en las señales de bioluminiscencia puede surgir de una dosificación inconsistente de luciferina o una desalineación durante la obtención de imágenes. Se recomienda estandarizar el momento de la inyección posterior a la luciferina (10 min) y mantener configuraciones de imagen idénticas en todos los animales. Si la variabilidad en el crecimiento tumoral sigue siendo alta, confirme la viabilidad celular antes de la inyección y minimice el estrés animal durante el manejo.

En conclusión, este estudio establece un modelo de xenoinjerto de neurofibroma ortotópico novedoso y reproducible, que ofrece una plataforma preclínica eficaz para estudiar tumores benignos asociados a NF1. Al aprovechar las células humanas de Schwann en su microambiente nervioso natural, este modelo imita de cerca la biología del neurofibroma humano al tiempo que permite el monitoreo de tumores en tiempo real e intervenciones terapéuticas controladas. Este modelo representa un paso esencial entre los GEMM y los modelos derivados de pacientes (PDX), allanando el camino para enfoques clínicamente más relevantes para la investigación y el tratamiento del neurofibroma.

Los refinamientos futuros deberían tener como objetivo integrar componentes inmunes, como modelos de ratón humanizados, para estudiar el papel del microambiente tumoral6. La expansión de las modalidades de imagen, incluidas las resonancias magnéticas o las tomografías por emisión de positrones, podría complementar el BLI con conocimientos estructurales y metabólicos22. La ampliación de los plazos experimentales será esencial para investigar el desarrollo de neurofibromas a largo plazo y los posibles riesgos de transformación maligna. Al cerrar la brecha entre los modelos GEMM y PDX, esta plataforma mejora la investigación traslacional en NF1, ofreciendo nuevas oportunidades para la innovación terapéutica en tumores benignos de la vaina del nervio periférico.

Divulgaciones

Los autores declaran que no hay intereses financieros contrapuestos

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Institut national du cancer (Inca_18828). Nos gustaría agradecer a la plataforma HistIM (dirigida por Maryline Favier) y a Pierre Sohier, en el Institut Cochin.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
BuprenorfinaBuprecarePara analgesia preoperatoria
Alfombrillas calefactorasANIPHYVI-653246Para mantener la normotermia durante la cirugía de ratón
hTERT NF1 ipNF04.4 (CVCL_UI78) línea celular  Materiales biológicos aplicadosT0194Línea celular de Schwann inmortalizada con NF1-nulo
IsofluranoIso-VetPara anestesia de ratón durante la imagen por bioluminiscencia
IVIS Lumina Serie IIIRevvityPara la imagen por bioluminiscencia
KetaminaKetamina 1000 VirbacPara anestesia quirúrgica en ratones
Software de Imagen VivaRevvityIncluido con IVISPara adquisición y cuantificación de imágenes
Sistema de ensayo de luciferasaPromegaE1500Para detección BLI
MeloxicamMETACAMAntiinflamatorio no esteroideo (AINE)
Sutura monofilament no absorbibleETHILONF2419HPara suturar la incisión
Aguja para jeringuillaHamiltonCostumbresGA33/12,7mm/PST4-12°
Ratones NOD SCID gamma (NSG)  Río Charles614NSG
pLenti CMV Puro LUC (w168-1)Addgene17477Para la expresión de luciferasa luciferasa de luciérnaga
Povidona yodo y acuto; e dermique 10%Viatris330200775Antiséptico tópico para desinfección de la piel
Hoja de bisturíFST10015-00Para la incisión en la piel durante la cirugía
Microscopio estereoscópico L125LeicaPara visualizar el sitio de inyección celular en el nervio ciático
Jeringuilla 10 y micro; lHamilton1701RNPara la inyección celular en el nervio ciático
XilazinaRompun 2%Para anestesia quirúrgica en ratones

Referencias

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